Este protocolo describe una técnica mejorada para el trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en ratas, centrándose en la reducción de la dificultad operativa y la mejora de las tasas de supervivencia.
Artículo de método
Trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en ratas
* These authors contributed equally
En este artículo
Resumen
Resumen
El modelo de trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en rata es una herramienta esencial en la investigación del trasplante pulmonar. Aunque el trasplante pulmonar es un procedimiento complejo, su complejidad se reduce significativamente con la introducción de la técnica del manguito. La mayoría de los cirujanos pueden dominar esta técnica después del entrenamiento, pero su aplicación ha sido limitada debido a la larga curva de aprendizaje y la baja tasa de supervivencia del modelo. Para abordar estos problemas, proponemos una técnica mejorada con alta repetibilidad, que incluye la extracción, modificación e implantación de pulmón del donante. En comparación con los métodos anteriores, nuestras mejoras se centran principalmente en la disección de la extracción de pulmón del donante, la modificación del pulmón del donante y la implantación del pulmón del donante. Esta modificación simplifica el procedimiento, reduce la dificultad operativa y aumenta la repetibilidad. Además, se han acortado los tiempos de isquemia fría e isquemia tibia durante el procedimiento, mejorando aún más la tasa de éxito del trasplante. Nuestra investigación proporciona una base técnica más eficiente y reproducible para el modelo de trasplante pulmonar en ratas, lo que respalda futuras investigaciones en trasplante pulmonar.
Introducción
El trasplante de pulmón es actualmente el único tratamiento eficaz para las enfermedades pulmonares terminales, que se han desarrollado rápidamente en los últimos años. En la actualidad, se han completado más de 100.000 operaciones de trasplante pulmonar en todo el mundo1, pero las tasas de supervivencia a 5 y 10 años después del trasplante pulmonar son solo del 54% y el 32%, respectivamente2. En comparación con otros trasplantes de órganos sólidos, es necesario mejorar la tasa de supervivencia después del trasplante pulmonar3. Diversas complicaciones graves después del trasplante pulmonar son los factores clave que afectan la tasa de supervivencia de los receptores, incluyendo la disfunción primaria del injerto, el rechazo agudo, la disfunción crónica del injerto pulmonar y la infección pulmonar 4,5. El modelo de trasplante de pulmón de rata es una herramienta valiosa para estudiar estos temas, pero su adopción generalizada se ha visto obstaculizada por dificultades técnicas. Aunque el procedimiento ha sido reportado por varios laboratorios, implica una curva de aprendizaje pronunciada, altas tasas de complicaciones postoperatorias y bajas tasas de supervivencia, lo que limita su accesibilidad para los investigadores.
En este estudio, presentamos una técnica mejorada de trasplante pulmonar ortotópico diseñada para superar estos desafíos. Nuestro método se basa en los protocolos existentes, pero introduce refinamientos clave, como la preparación del manguito, la disección de la estructura hiliar, la fijación del pulmón del donante y técnicas de anastomosis optimizadas. Estas mejoras permiten que el procedimiento sea realizado por un solo cirujano con un equipo mínimo, reducen la dificultad de la anastomosis, acortan los tiempos de isquemia fría y caliente y, en última instancia, mejoran la tasa de éxito del modelo. Este enfoque tiene como objetivo apoyar una investigación básica más sólida y reproducible en trasplante de pulmón.
Protocolo
Todos los experimentos con animales han sido aprobados por el Comité de Ética Animal de Guangzhou Lai'an Technology Co., Ltd. (Aprobación No. G2024129). El experimento se llevó a cabo en ratas Lewis macho de 6 a 8 semanas de edad y con un peso de 250 a 300 g. Las ratas se criaron bajo un ciclo de luz/oscuridad de 12 h (luz: 25 lux) y tuvieron libre acceso a comida y agua.
1. Prepare los brazaletes (Figura 1)
- Prepare catéteres y cuchillas intravenosas de 14 G y 16 G (Figura 1A).
- Ajuste los catéteres intravenosos en un manguito con una cola con una cuchilla. Divida cada brazalete en un cuerpo (2-3 mm de longitud) y una cola (2-3 mm de longitud) (Figura 1B).
- Cree rasguños superficiales en el cuerpo del manguito para aumentar la fricción para la fijación de la sutura.
NOTA: Guarde manguitos de 16 G para las anastomosis de la arteria pulmonar (AP) y de la vena pulmonar (PV), y reserve manguitos de 14 G para las conexiones de los bronquios (Br) (Figura 1C).
2. Extracción de pulmón del donante (Figura 2)
- Anestesiar a la rata donante mediante inyección intraperitoneal de pentobarbital (80 mg/kg). Coloque la rata en decúbito supino en la mesa de operaciones con la cabeza elevada y la cola bajada e hiperextienda el cuello.
- Retraiga la lengua hacia afuera y hacia arriba, luego coloque una lámpara quirúrgica anterior al cuello como fuente de luz localizada para lograr una visualización clara de la abertura glotal (Figura 2A).
- Insertar una cánula intravenosa de 14 G en la vía aérea a través de la glotis.
- Configure el ventilador en modo controlado por presión, ingrese los parámetros de peso, ajuste la presión a 15 cmH2O y conecte el ventilador.
- Verifique si la subida y bajada del tórax es consistente con la frecuencia del ventilador para asegurarse de que el catéter intravenoso esté en las vías respiratorias.
- Fije las extremidades y la cabeza, desinfecte el pecho y el abdomen, levante la piel abdominal con pinzas y use tijeras para cortar la piel del abdomen, el pecho y la parte delantera del cuello.
- Realizar una incisión en la línea media, cortar la pared abdominal e inyectar heparina a una dosis de 1.000 UI/kg a través de la vena de la cavidad peritoneal expuesta durante 3 min para asegurar la heparinización sistémica.
- Corta el diafragma y corta la cavidad torácica desde la mitad del esternón. Fije la pared torácica en ambos lados con hemostáticos. Extirpar el timo y exponer completamente la estructura anatómica de los órganos de la cavidad torácica.
- Corta la vena cava superior, la vena cava inferior y las aurículas izquierda y derecha a su vez. Inyecte solución salina fría con una jeringa de 20 ml en la raíz del PA lentamente (~1 min) para una perfusión a baja presión hasta que el pulmón del donante se vuelva completamente blanco (Figura 2B).
- Pinzar el Br del pulmón del donante con pinzas hemostáticas. Levante el Br y corte los tejidos conectados al pulmón del donante. Extraiga el corazón y el pulmón del donante en bloque y sumérjalos en solución salina preenfriada (Figura 2C).
NOTA: El pinzamiento de Br mientras el pulmón del donante está en estado inspiratorio puede garantizar que los alvéolos del pulmón del donante no colapsen.
3. Modificación pulmonar del donante (Figura 3)
- Coloque el bloqueo corazón-pulmón en hielo bajo el microscopio. Sujete la tráquea con un hemostático y asegúrela en plastilina.
- Cubra los pulmones izquierdo y derecho con papel de lente estéril húmedo, separe los pulmones izquierdo y derecho tanto como sea posible y exponga completamente la estructura anatómica del hilio pulmonar.
- Separe el PA, el Br y el PV bajo el microscopio con pinzas y lige el Br cerca del pulmón con suturas quirúrgicas 6-0 (Figura 3A-C).
- Extraiga el PA, el BR y el PV del manguito hecho de manguito de indentación venosa de 16 G, 14 G y 16 G, respectivamente. Fije las paredes del tubo al manguito con 8-0 suturas quirúrgicas (Figura 3D-F).
- Conserve los pulmones modificados del donante en solución salina, reposicionados en hielo, y espere la implantación.
4. Implante de pulmón de donante (Figura 4)
- Anestesiar a las ratas receptoras con una inyección intraperitoneal de pentobarbital (70 mg/kg) e intubar utilizando el mismo método que para los pasos 2.1-2.3.
- Depilar la región toracodorsal izquierda del receptor, colocar al receptor en la postura de decúbito lateral derecho sobre una mesa de operaciones termostática y desinfectar el campo quirúrgico con alcohol al 75%.
- Hacer una incisión a través de la piel y la pared torácica en el punto donde el impulso apical es más prominente (en el cuarto espacio intercostal) para entrar en la cavidad torácica.
- Use un retractor de párpados para abrir la cavidad torácica. Empuje suavemente el pulmón izquierdo a un lado con un hisopo de algodón húmedo para exponer el ligamento pulmonar inferior y luego seccione bruscamente el ligamento.
- Agarre el pulmón izquierdo con fórceps y retírelo fuera de la cavidad torácica. Asegure el hilio del pulmón con un hemostático y fíjelo a la incisión torácica ventral. Use arcilla para modelar para estabilizar aún más el hemostático en el lado del receptor (Figura 4A).
- Extirpar el tejido que rodea el pulmón izquierdo, diseccionar el hilio pulmonar y separar la PA, la VP y la Br.
- Pinzar los extremos proximales de la PA, BR y PV con pinzas vasculares (Figura 4B).
- Uso 8-0 sutura quirúrgica para preatar la PA, BR y PV del receptor, asegurando una anastomosis rápida durante la implantación pulmonar del donante (Figura 4C).
- Recorte una plataforma en el pulmón izquierdo del receptor pinzado para facilitar la colocación del pulmón del donante. Realice una pequeña incisión en el extremo distal de la PA, BR y VP del receptor (Figura 4D).
- Enjuague la PA y la VP con solución salina heparinizada para prevenir la formación de trombos (Figura 4E).
- Retire el pulmón del donante del hielo y colóquelo en la plataforma pulmonar izquierda del receptor. Levante un lado de la abertura de corte con pinzas, luego implante los manguitos de PA, Br y PV en el receptor secuencialmente y águelos (Figura 4F, G).
NOTA: La secuencia de la anastomosis debe realizarse de la siguiente manera: primero anastomosar el PA, seguido del Br y, finalmente, el PV. - Abra la pinza microhemostática y observe cómo el pulmón del donante cambia gradualmente de blanco a rojo. Inspeccionar y asegurarse de que no haya sangrado en el sitio anastomótico (Figura 4H).
- Extraer el pulmón izquierdo del receptor y devolverlo a la cavidad torácica (Figura 4I,J).
- Aumentar adecuadamente la presión del ventilador para asegurar una expansión adecuada de los alvéolos en el pulmón donante.
NOTA: En el modo de ventilación controlada por presión, la presión no debe exceder los 25 cmH2O. Durante el procedimiento, los parámetros del ventilador se ajustan en función de la condición del receptor. Si el receptor presenta respiraciones jadeantes, sugiere la presencia de hipoxia, y los parámetros del ventilador deben ajustarse rápidamente en consecuencia. - Seque la cavidad torácica con una bola de algodón estéril y luego ciérrela capa por capa (Figura 4K).
- Espere a que el receptor recupere gradualmente la respiración espontánea, luego retire el ventilador y observe. Cuando la frecuencia respiratoria espontánea alcance unas 100 veces por minuto, retire el tubo endotraqueal (Figura 4L).
NOTA: Los signos que indican que el receptor está listo para ser retirado del ventilador al recuperar la respiración espontánea incluyen el movimiento de los bigotes, el movimiento de las extremidades y una curva de respiración irregular en la pantalla del ventilador. - Aloje a los recipientes en jaulas individuales con libre acceso a alimentos y agua, y mantenga la temperatura a ~22 °C.
- Administrar inyecciones subcutáneas de meloxicam (5 mg/kg) a los receptores durante 3 días consecutivos para aliviar el dolor.
Resultados
Se registró el tiempo de operación de cada paso del proceso de trasplante pulmonar en 30 ratas. En la Tabla 1 se muestra el momento de la preparación del manguito, la extracción del pulmón del donante, la isquemia fría y la isquemia tibia. Utilizando nuestro método mejorado, después de la capacitación preliminar, la tasa de éxito de la cirugía de trasplante alcanzó el 100%. Esta tecnología puede proporcionar apoyo para investigaciones posteriores sobre las complicaciones después del trasplante de pulmón. Hemos utilizado esta tecnología durante más de 2 años. Las siguientes figuras muestran nuestro proceso desde la fabricación del manguito (Figura 1), la extracción del pulmón del donante (Figura 2C), la modificación del pulmón del donante (Figura 3), hasta la implantación del pulmón del donante (Figura 4) y la evaluación de los resultados quirúrgicos (Figura 5). Seis meses después del trasplante singénico, se realizó una tomografía computarizada (TC) y una evaluación anatomopatológica de los receptores. Encontramos que la ventilación de los pulmones trasplantados fue buena en la TC, similar a la del grupo de operación simulada (solo toracotomía sin trasplante pulmonar); no hubo diferencias significativas en la apariencia macroscópica de los pulmones ex vivo entre el grupo de operación simulada y el pulmón derecho autólogo, y no se encontraron cambios patológicos evidentes en los resultados de la tinción de hematoxilina-eosina (HE). En resumen, nuestro trasplante de pulmón ortotópico izquierdo en rata fue exitoso, y la madurez de esta tecnología sentó las bases para la construcción de otros modelos de enfermedad después del trasplante pulmonar.
Figura 1: Preparación del manguito. (A) Diferentes tamaños de cánulas intravenosas y cuchillas de corte del manguito. (b) Aumento de 5x. Cortar el manguito bajo un microscopio. Barra de escala = 1 mm. (C) Puños para PA (16 g), PV (16 g) y Br (14 g). Abreviaturas: IV = intravenoso; PA = arteria pulmonar; PV = vena pulmonar; Br = bronquios. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Extracción de pulmón del donante. (A) Intubación endotraqueal del donante. (B) Perfusión pulmonar del donante. (C) Coloque el pulmón limpio y perfundido del donante en hielo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Modificación pulmonar del donante. (A) Liberar la AP. (B) Libere y lige el Br. (C) Libere el PV (D-F) Fije el PA, el Br y el PV al manguito sucesivamente. Todas las imágenes microscópicas se capturaron con un aumento de 5x. Barra de escala = 1 mm. Abreviaturas: PA = arteria pulmonar; PV = vena pulmonar; Br = bronquios. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Implante pulmonar del donante. (A) El receptor se fijó en la mesa de operaciones termostática; se abrió la pared torácica; y el pulmón izquierdo se retrajo y se fijó en la incisión. (B) Liberar y bloquear las estructuras hiliares. (C) Nudo quirúrgico preatado. (D) Haga una pequeña incisión en el extremo distal de la PA, BR y PV. (E) Enjuague con solución salina heparinizada. (F,G) Anastomosis de PA, Br y PV en secuencia. (H) Abra el clip hemostático para permitir la ventilación y la circulación sanguínea. (I) Resección del pulmón izquierdo del receptor. (J) Devolver el pulmón del donante a la cavidad torácica. (K) Cierre del cofre. (L) Esperar a que el destinatario se despierte. Todas las imágenes microscópicas se capturaron con un aumento de 5x. Barra de escala = 1 mm. Abreviaturas: PA = arteria pulmonar; PV = vena pulmonar; Br = bronquios. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Evaluación posttrasplante. El grupo de operación simulada solo se sometió a toracotomía sin trasplante. La tomografía computarizada y la evaluación anatomopatológica de las muestras se realizaron 6 meses después. El grupo trasplantado recibió un trasplante singénico y se sometió a una tomografía computarizada y evaluación anatomopatológica 6 meses después. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| procedimiento | Tiempo de funcionamiento (min) |
| Preparación del manguito | 3.2±0.38 |
| Extracción de pulmón de donante | 9,85±0,60 |
| Isquemia fría | 29,96±2,77 |
| Isquemia tibia | 12.62±2.35 |
Tabla 1: Tiempo de operación de cada procedimiento. Preparación del manguito: el tiempo total que se tarda en hacer tres manguitos (incluidos los manguitos para PA, PV y Br), Extracción de pulmón del donante: el tiempo que se tarda en extraer el pulmón del donante. Isquemia fría: tiempo durante el cual el pulmón donado se mantiene en hielo. Isquemia tibia: el tiempo que transcurre desde la extracción del pulmón donante del hielo hasta la reperfusión. Abreviaturas: PA = arteria pulmonar; PV = vena pulmonar; Br = bronquios.
Discusión
El modelo de trasplante de pulmón de rata es un modelo comúnmente utilizado en el campo de la investigación básica sobre el trasplante de pulmón. Puede simular bien el proceso fisiopatológico del trasplante de pulmón humano. Las ratas también tienen las ventajas de una reproducción rápida y un bajo costo. Mizuta et al.6 utilizaron por primera vez la tecnología de manguito en 1989 para reducir en gran medida la dificultad de este modelo. Sin embargo, debido a la complejidad de la operación, muchos investigadores todavía tienen dudas.
En el proceso de preparación de los manguitos, la mayoría de los investigadores han hecho brazaletes con formas similares. Wu et al.7 realizaron una depresión en el centro del manguito para evitar que el nudo se deslizara durante el proceso de anastomosis, pero necesitaban dos personas para realizar la anastomosis, lo que sin duda aumentaría los costos de mano de obra y material. Algunos investigadores también modificaron la cola del manguito parahacerlo más suave, pero no quitaron la cola del manguito antes de implantar el brazalete en el receptor, lo que facilitó que el manguito hiciera que los vasos sanguíneos y las vías respiratorias se torcieran o doblaran en el receptor.
En cuanto a la selección del tamaño del manguito, estudios previos han sugerido que se debe utilizar un brazalete de 18 G para la PA cuando el peso del receptor es inferior a 270 g, y un brazalete de 16 G cuando el peso del receptor supera los 270 g9. Algunos investigadores también utilizan uniformemente un brazalete de 18 G 7,10. En cuanto a la modificación pulmonar del donante, Tian et al.8 colocaron el pulmón del donante en una placa de cultivo de diseño propio para fijar los vasos sanguíneos pulmonares y el Br con el fin de facilitar su fijación en el manguito. Sin embargo, este método requiere una pinza vascular especial y no tiene ninguna ventaja en la reducción del tiempo de isquemia fría del pulmón donante. En el proceso de anastomosis del receptor, estudios recientes han reportado un método de anastomosis pendular8. Sin embargo, este método tiene requisitos rigurosos para instrumentos y equipos. Los principiantes a menudo tienen dificultades para obtener algunos equipos clave y se enfrentan al riesgo de un tiempo de anastomosis prolongado e incluso de desgarro vascular debido a la alta tensión durante el proceso de anastomosis.
Algunos investigadores realizan por primera vez la anastomosis PV durante el proceso de anastomosis. Creen que la anastomosis PV es el paso más difícil. La anastomosis primero de la VP puede garantizar que el pulmón del donante tenga suficiente espacio para moverse. Sin embargo, dado que el PV es más resistente que el Br y el PA, esto conlleva el riesgo de que el manguito del PV se caiga o incluso de que se desgarre la venosa al anastomosar el Br y el PA10. Algunos investigadores han intentado reducir la tensión durante la anastomosis utilizando la posición semisupina derecha 8,11 o la posición supina. Sin embargo, el método de acolchado del tórax derecho cambiará el ángulo del tubo endotraqueal y aumentará la presión de la vía aérea7. Los investigadores mencionados anteriormente han realizado innovaciones en la producción de manguitos, la modificación del pulmón del donante y la implantación del pulmón del donante. Aunque este modelo ha sido mejorado por muchos investigadores, no ha sido ampliamente promovido y aplicado.
En nuestro estudio, logramos mejoras en la producción de manguito, la modificación pulmonar del donante y la implantación del pulmón del donante con la esperanza de que los investigadores puedan dominar este modelo más rápidamente. Elegimos una cánula de aguja venosa permanente de 16 G como manguito de PA porque el manguito de 16 G se puede anastomosar fácilmente a las arterias con mejor dureza y hay suficiente espacio en el manguito para garantizar un buen flujo sanguíneo. Dado que el manguito de 18 G es significativamente más pequeño que el diámetro interior del PA del receptor, esto no favorece un flujo sanguíneo suave, y durante el proceso de anastomosis, el manguito es demasiado pequeño y carece de suficiente fricción entre la pared del PA del receptor, lo que aumenta la dificultad de la anastomosis y hace que el manguito se deslice fácilmente.
En cuanto a la selección del tamaño de los manguitos Br y PV, la mayoría de los investigadores tienen una opinión relativamente consistente. Vale la pena señalar que para minimizar la aparición de obstrucción anastomótica Br, el manguito Br seleccionado debe ser lo más grande posible. En el tratamiento del manguito, Hiroaki et al.6 realizaron algunas muescas en la superficie del manguito para aumentar la fricción, y algunos investigadores utilizaron manguitos sin cola12,13. En nuestro estudio, se utilizó un manguito con cola para facilitar la fijación con pinzas hemostáticas. Después de arreglar el PA, Br y PV, se retiró la cola. Este método puede ahorrar tiempo en la fijación de la PA, BR y PV en el manguito y puede prevenir el daño a los vasos sanguíneos y los pulmones del donante debido al movimiento de la cola del manguito en el receptor después de la anastomosis.
Durante la modificación del pulmón donante, la compleja estructura anatómica aumenta el tiempo de isquemia fría del pulmón donante. En este estudio, la superficie y el fondo del pulmón del donante se cubrieron con papel de lente estéril previamente recortado, y el pulmón del donante se colocó en una placa de cultivo estéril y luego se colocó en hielo para su modificación. El papel estéril de la lente que cubría la superficie del pulmón del donante estaba ligeramente empapado con solución salina preenfriada. Esto no solo asegura la humectación del pulmón del donante y evita que el pulmón del donante sea dañado por los fórceps, sino que también proporciona suficiente fricción para ajustar la posición de los pulmones izquierdo y derecho al separar la estructura hiliar, a fin de exponer completamente la estructura anatómica hiliar y separar rápidamente el PA, BR y PV del lado dorsal del pulmón donante. En estudios previos, se colocó gasa en la superficie del pulmón del donante 7,10,14. Debido al gran espacio en el centro de la gasa, el pulmón del donante se dañó fácilmente con fórceps durante el proceso de separación, lo que finalmente condujo a un neumotórax. Nuestro método puede liberar rápidamente la PA, Br, PV y otras estructuras y acortar el tiempo de isquemia fría del pulmón donante.
Durante la etapa de implantación del pulmón del donante, la fijación del pulmón izquierdo del receptor en la región torácica anterior se alinea más estrechamente con la estructura anatómica del receptor. Redujimos significativamente la tensión anastomótica entre el pulmón del donante y los vasos sanguíneos y bronquios del receptor, disminuyendo así la dificultad quirúrgica y el riesgo de complicaciones postoperatorias. Además, el espacio torácico posterior es relativamente mayor, lo que facilita la manipulación del instrumental quirúrgico y la implantación del pulmón donante. Por el contrario, la mayoría de los estudios previos fijaron el pulmón izquierdo del receptor en el lado dorsal 7,8,12. Este abordaje genera una mayor tensión durante el proceso de anastomosis, aumentando la dificultad quirúrgica y el riesgo de complicaciones postoperatorias. Además, el espacio quirúrgico limitado en la cavidad torácica anterior puede restringir la flexibilidad de los instrumentos quirúrgicos.
Por último, este enfoque requiere una retracción extensa del pulmón del receptor, lo que puede aumentar el riesgo de lesiones mecánicas. Además, retuvimos el pulmón izquierdo del receptor antes de la anastomosis y le recortamos una plataforma. Esto facilitó una mejor colocación del pulmón donante y el ajuste de su posición durante la anastomosis. En estudios previos, el muñón pulmonar del receptor se extirpó por completo antes de la anastomosis, y la PA, la PV y la Br se pinzaron con instrumentos para la fijación15, lo que podría causar fácilmente un desgarro vascular. Antes de la anastomosis, se debe utilizar una solución salina heparinizada para la irrigación vascular para eliminar los coágulos de sangre y prevenir complicaciones tromboembólicas. Esto ha sido reportado en muchos estudios previos 7,10,16. Sin embargo, muchos investigadores no han prestado atención al hecho de que las burbujas de aire pueden introducirse fácilmente durante el proceso de anastomosis, lo que conduce a la embolia gaseosa. En nuestro procedimiento, utilizamos un hisopo de algodón fino para eliminar las burbujas de aire más grandes de los vasos sanguíneos del receptor y del manguito del donante, previniendo eficazmente la embolia gaseosa. Las burbujas más pequeñas se pueden absorber y no causan problemas significativos.
En el procedimiento anastomótico, primero se aborda la arteria pulmonar (AP), seguida del bronquio (Br) y concluyendo con la vena pulmonar. Este abordaje secuencial se adopta estratégicamente debido a la elasticidad superior de la AP, que minimiza el riesgo de lesión vascular o desplazamiento del manguito causado por una tensión excesiva durante la anastomosis venosa posterior. La anastomosis primaria de PV o Br puede predisponer a desgarro vascular o bronquial, así como a la migración del manguito debido a complicaciones relacionadas con la tensión. A través de protocolos de entrenamiento sistemáticos y prácticas repetitivas, esta secuencia optimizada ha demostrado ventajas significativas en la reducción de la complejidad técnica y la mejora de las tasas de éxito operativo. En particular, nuestro enfoque ha logrado una tasa de éxito anastomótico del 100%, superando los resultados informados en estudios comparables. Durante el procedimiento de implantación, el operador solo necesita retraer el borde de la incisión con una mano, insertar el manguito donante en el lumen receptor y asegurarlo con un anudado con una mano. Esta técnica, que permite la fijación y el anudado con una sola mano, reduce significativamente las necesidades de personal y mejora la eficiencia quirúrgica. Por lo tanto, nuestro estudio mejoró el método de trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en rata, redujo el tiempo y la dificultad de la operación quirúrgica y mejoró la repetibilidad de este modelo.
Divulgaciones
Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Subvención No. 82470103), la Beca Especial de Investigación de la Fundación Médica Wu Jieping (No. 320.6750.2025-01-1), la Asociación de Educación Médica de China (Subvención No. ZJWYH-2023-YIZHI-003), el Proyecto de Investigación en Epidemiología Clínica del Laboratorio Estatal Clave de Enfermedades Respiratorias (Subvención No. SKLRD-L-202504), el Proyecto de Tecnología de Características Clínicas de Guangzhou (Subvención No. 2023C-TS10) y el Proyecto Principal de Investigación Clínica bajo el Programa de Mejora de la Capacidad de Investigación de la Universidad Médica de Guangzhou (Subvención No. GMUCR2024-01007).
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 0,9% de solución salina | Hopebio | HBPP008-100 | |
| Placa de Petri estéril de 10 cm | Beckman | Placa de Petri de plástico de 10 cm | |
| Alambre guía de intubación traqueal de 16 G | Vega | - | |
| Pinza fina Dumont #7-curvada/11,5 cm | F.S.T | 11271-30 | |
| Tijeras para el ojo 10 cm rectas afiladas | Jingzhong | Y00030 | |
| Pinzas hemostáticas (dientes completos curvos) | Jingzhong | J31180 | |
| Solución de heparina sódica | Leagene | R10119 | |
| Aguja Introcan 14 G aguja mariposa | B. Braun | 4254210B | |
| Aguja Introcan 16 G aguja mariposa | B. Braun | 4254171B | |
| Lámpara LED de fuente de luz fría de doble fibra | RWD | 76312 | |
| Papel de limpieza de lentes | Kimberly | 34155 | |
| Ratas Lewis | Guangzhou Dean Gene Technology Co., LTD. (Guangzhou, China) | ||
| Hisopos de algodón médicos | Ganador/Wenjian | 10 cm x 50 piezas | |
| Portaagujas médico | Chenghe | - | |
| Jeringa médica estéril | Ganador/Wenjian | 20ml | |
| Tijeras quirúrgicas médicas 12,5 cm rectas afiladas | Pulun | PL1251 | |
| Cinta médica | Wenxian | 1527 | |
| Pinzas de tejido médico | RWD | J30607 | |
| Retractor de párpados de titanio médico | Youdikang | - | |
| Pinzas microcurvadas | Jingzhong | JzCrWA3050 0,3/140 milímetros | |
| Pinza hemostática microvascular 12,5 cm curvada | Jinzhong | W40350 | |
| Pinza hemostática microvascular 12,5 cm recta | Jinzhong | W40340 | |
| Micro-CT | Pinseng | Modelos SNC-100 | |
| Clips vasculares en miniatura | F.S.T | 18055-06 | |
| Máquina de anestesia multicanal para animales pequeños | RWD | R550 | |
| Kit de coagulación neuroquirúrgica, kit de coagulación | F.S.T | 18010-00 | |
| Pentobarbital sódico | Sigma | P3761 | |
| Bastoncillos de algodón puntiagudos | Otro | 1000 piezas | |
| Plataforma de intubación para ratas/ratones | Puxina | - | |
| Sistema de baño de agua para ratas/ratones (intraoperatorio) 10-65 ° Control de temperatura C, 310 x 290 MM, 220 V | Huayang | 36-0041 | |
| Pinzas microscópicas médicas Shanghai Golden Bell Pinzas finas microscópicas flexión recta instrumentos quirúrgicos micromanuales Instrumentos microscópicos | Jingzhong | WA1020 | |
| Shanghai Pudong Jinhuan Medical suturas quirúrgicas absorbibles Suturas estériles con elevación de implantación de aguja (4-0) | Shanghái Pudong Jinhuan | 473445 | |
| Ventiladores para animales pequeños | Científico de Kent | RoVent Jr | |
| Sistema de aislamiento de baño de agua para animales pequeños | HUAYON | TG-TP-BL | |
| Tijeras de resorte (grandes) | Jing Zhong | JzCrWA1020 | |
| Pinzas médicas para mosquitos de acero inoxidable | Jiate | LZ1021 | |
| Mango plano de acero curvo no dentado 0,3 dientes | Zhenbang (médico) | Dentado con gancho/plataforma para atar | |
| Mango plano de acero recto no dentado 0,3 dientes | Zhenbang (médico) | Dentado con gancho/plataforma para atar | |
| Bolas de algodón estériles | Boshengtianai | Tamaño pequeño | |
| Gasa estéril | Hisern | 6 cm x 8 cm | |
| Sutura con aguja | Lingqiao | 8-0 | |
| Sutura con aguja | Lingqiao | 6-0 | |
| Pinzas Dumont #5 Fórceps, Rectas | F.S.T | 11254-20 | |
| Arcilla ultraligera | Bokee | CQNT-24 | |
| Soporte de pinza vascular | RWD | Referencia R34001-14 |
Referencias
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