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Artículo de método

Procedimiento de Cosecha Terminal de un Modelo Animal Grande de Isquemia Miocárdica Crónica con Caracterización Hemodinámica y Análisis de Perfusión

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DOI:

10.3791/68545

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22 de agosto de 2025

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1Department of Surgery, Division of Cardiothoracic Surgery, Warren Alpert Medical School, Brown University, 2Cardiovascular Research Center, Rhode Island Hospital

En este artículo

Resumen

El siguiente protocolo quirúrgico representa el segundo y último procedimiento para caracterizar de manera completa y confiable la función cardíaca y la perfusión miocárdica después de la inducción exitosa de isquemia miocárdica crónica en un modelo porcino en un esfuerzo por investigar nuevas terapias.

Resumen

La reproducibilidad y la integridad de la investigación son principios fundamentales para el descubrimiento científico, que se produce utilizando principios y protocolos bien establecidos y probados. Además, con la prevalencia y la carga cada vez mayores que la enfermedad cardiovascular (ECV) impone a los individuos y a la sociedad en general, se considera esencial cultivar un modelo sólido y validado para la investigación. Nuestro grupo utiliza un protocolo de dos cirugías en un modelo porcino que se ha refinado progresivamente en los últimos veinte años, en el que primero inducimos isquemia miocárdica crónica mediante la colocación de un constrictor ameroide que imita la fisiopatología de la enfermedad arterial coronaria (EAC) en humanos. El segundo procedimiento terminal es una colección completa y reflexiva de parámetros hemodinámicos cardíacos, así como perfusión coronaria regional, seguida de eutanasia a corazón latente y sección detallada del corazón. Nuestro laboratorio utiliza microesferas marcadas con isótopos para analizar el flujo sanguíneo miocárdico al área isquémica como un método poderoso para cuantificar la colateralización debido a agentes terapéuticos experimentales. Además, y probablemente el resultado cardiovascular medible más importante, utilizamos el cateterismo de asa de presión-volumen (PV) del ventrículo izquierdo para medir una amplia gama de parámetros hemodinámicos. Esperamos que al detallar el análisis cardíaco integral de nuestro modelo porcino de isquemia miocárdica crónica, otros investigadores puedan mejorar y cultivar sus propios protocolos e investigación terapéutica para la eliminación de la enfermedad cardiovascular.

Introducción

En los Estados Unidos, casi la mitad de las personas tienen al menos un componente de ECV, que comprende un gran grupo de estados de enfermedad del corazón ylos vasos sanguíneos. Para el año 2060, se proyecta que la prevalencia de diagnósticos múltiples que comprenden ECV aumentará sustancialmente en comparación con 2025. Por ejemplo, se prevé que el infarto de miocardio aumente en un 30%, la cardiopatía isquémica (CI) en un 31,3% y la insuficiencia cardíaca en un 33%2. Estas asombrosas estadísticas son aún más preocupantes cuando se toman con predicciones similares de factores de riesgo cardiovascular, en las que se estima que el número de personas con diabetes mellitus aumenta en un 39,3%, dislipidemia en un 27,5% e hipertensión en un 27,2%2. En conjunto, esto destaca la necesidad inminente de modelos de investigación confiables y reproducibles para investigar de manera efectiva terapias innovadoras para las ECV y sus factores de riesgo. Hemos demostrado nuestro modelo fisiológicamente análogo de CAD en cerdos3. El uso de cerdos ayuda a cumplir con la validez de nuestro modelo de investigación para representar con precisión la condición humana de la EAC, en la que los estudios preclínicos han sido previamente criticados por su traducibilidad. Los cerdos tienen anatomía coronaria, fisiología cardíaca y proteoma y metabolismo miocárdico similares a los humanos4. Además, un componente crucial de nuestro modelo es tener en cuenta con precisión los resultados fisiológicos, miocárdicos y moleculares posteriores debido a las terapias en investigación.

Por lo general, los ensayos clínicos se utilizan para implementar nuevas terapias médicas o quirúrgicas para investigar cualquier resultado cardiovascular beneficioso, que se descubre únicamente a través de la observación. Esto es evidente en los ensayos históricos de varios medicamentos antidiabéticos novedosos que investigan su impacto cardiovascular. Por ejemplo, en el ensayo de control aleatorio SUSTAIN-6, se encontró que los pacientes con diabetes tipo 2 tratados con semaglutida, un agonista del péptido similar al glucagón-1 (GLP-1), tenían tasas más bajas de eventos adversos cardiovasculares importantes en comparación con el placebo5. Observaciones similares se observaron en otro ECA que estudió la sotagliflozina, un inhibidor dual del cotransportador de sodio-glucosa 1 y 2 (SGLT-1 y SGLT-2), que mostró una reducción de los principales eventos cardiovasculares adversos en pacientes con diabetes tipo 2, enfermedad renal crónica y factores de riesgo cardiovascular adicionales6. Estos hallazgos han sido cruciales para ampliar la aprobación de la FDA de tales terapias para reducir la incidencia de factores de riesgo y enfermedades cardiovasculares. Sin embargo, una limitación importante de estos hallazgos observacionales es la falta de comprensión de los mecanismos por los cuales estas nuevas terapias perpetúan tales efectos. Esto ejemplifica la importancia de nuestro modelo en el descubrimiento científico de los determinantes mecanicistas subyacentes para nuevas terapias para la ECV.

Mediante el uso de un modelo animal grande, podemos caracterizar de forma invasiva los cambios macroscópicos en la función cardíaca y la perfusión miocárdica, así como comprender de manera integral los cambios moleculares microscópicos en respuesta a las terapias experimentales. Empleamos el uso del cateterismo con asa PV para determinar las variaciones en la función cardíaca. El uso de bucles PV es el estándar de oro para determinar de forma invasiva la función ventricular durante la sístole y la diástole y sirve como punto de referencia para comparar técnicas de imagen no invasivas, como el ecocardiograma o la resonancia magnética cardíaca7. Esta técnica nos permite tomar varias mediciones para determinar cada variable hemodinámica y reposicionar el catéter en tiempo real para garantizar una adquisición de datos reproducible. Es decir, la utilización de esta técnica está limitada en la incapacidad de recopilar datos longitudinales, como la función cardíaca basal, la función cardíaca al inicio isquémico y durante el tratamiento. Creemos que esto se compensa con la capacidad de medir medidas independientes de la carga, obteniendo el estado funcional intrínseco del corazón. Además, el uso de inyecciones de microesferas marcadas con isótopos después de mapear el territorio más isquémico ayuda a identificar cualquier beneficio isquémico de un agente terapéutico. Desde hace mucho tiempo se ha demostrado que las inyecciones de microesferas son una representación precisa de los cambios en el flujo sanguíneo miocárdico regional8.

Nuestro laboratorio utiliza sistemáticamente microesferas con un diámetro de 15 μm y una concentración de 2,5 millones de microesferas/ml. Este diámetro garantiza la medición más precisa del flujo sanguíneo miocárdico, como lo confirma un estudio previo que mostró que las microesferas se distribuyeron adecuadamente de acuerdo con el flujo sanguíneo, y el diámetro menor exhibió la menor variación en la distribución entre las capas ventriculares izquierdas9. Además, es necesaria una cantidad mínima de absorción de microesferas para garantizar resultados confiables, que se producen fácilmente en concentraciones tan altas utilizadas en nuestro laboratorio. En conjunto, las técnicas empleadas durante la cosecha terminal analizan de manera consistente y meticulosa los cambios fisiológicos cardíacos clave después de cualquier número de terapias experimentales. Esta caracterización se ve reforzada por la capacidad de recolectar tejido miocárdico y analizar a fondo los cambios regionales con tecnologías avanzadas, como estudios multiómicos, que proporcionan una caracterización cuantitativa sólida en cada capa del dogma central dentro del miocardio.

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Protocolo

El siguiente procedimiento quirúrgico fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Hospital de Rhode Island y la Universidad de Brown (Protocolo # 23-08-0005).

1. Modelo animal

  1. Elija cerdos de Yorkshire que hayan sido sometidos previamente a la colocación de un constrictor ameroide alrededor de la arteria coronaria circunfleja izquierda proximal (LCx), induciendo así la isquemia miocárdica crónica, y el tratamiento posterior con un agente terapéutico experimental. Mantenga ~ 7 semanas entre la primera operación para la colocación de ameroides y la posterior cosecha terminal. Espere 2 semanas para el cierre ameroide y asegúrese de que los cerdos se sometan a una terapia experimental después. Asegúrese de que los cerdos tengan ~ 18 semanas de edad y pesen ~ 40 kg en el momento de esta cosecha terminal y que los grupos experimentales y de control estén emparejados por sexo.
    NOTA: Una figura representativa demuestra la anatomía del corazón que estamos recolectando, que incluye dónde se colocó previamente el ameroide y el área esperada del miocardio isquémico (Figura 1).

2. Procedimiento prequirúrgico

  1. Retenga la comida la mañana del procedimiento.
  2. Anestesiar a los cerdos mediante inyecciones intramusculares de telazol (4,4 mg/kg) y xilacina (2,2 mg/kg) e intubarlos con un tubo endotraqueal con manguito.
  3. Iniciar analgesia con 0,03 mg/kg de buprenorfina.
  4. Coloque un catéter intravenoso (IV) (20-22 G) en una de las venas auriculares grandes y comience a infundir solución salina al 0,9% a una velocidad de ~ 5-10 cc ∙ kg -1 ∙ h -1.
    NOTA: El líquido intravenoso se encuentra únicamente a una tasa de mantenimiento en el contexto del estado de NPO del cerdo y la duración del caso quirúrgico.
  5. Afeitar el sitio quirúrgico y otros sitios utilizados para el monitoreo del ECG.
  6. Transportar a los cerdos a la mesa del quirófano, colocados en decúbito supino con las piernas atadas a la mesa, y continuar con la anestesia con isoflurano (0,75-3,0%).
  7. Comience el ECG y el control de la presión arterial y aplique una almohadilla de conexión a tierra de electrocauterio en los cerdos.
  8. Limpie el sitio quirúrgico.
    NOTA: Este es un procedimiento terminal; por lo tanto, no es necesario mantener la esterilidad. Es una preferencia individual con respecto a la preparación del sitio quirúrgico y el drapeado.

3. Procedimiento quirúrgico

  1. Cateterismo femoral
    1. Palpar el pulso femoral.
    2. Inyecte lidocaína al 2% por vía subcutánea para prepararse para un corte en la ingle femoral en la ingle izquierda o derecha, aproximadamente perpendicular al pliegue inguinal, moviéndose craneocaudalmente.
    3. Hacer una incisión de 4-5 cm con un bisturí #10, nuevamente perpendicular al pliegue inguinal, comenzando caudalmente donde se palpó el pulso femoral y moviéndose cranealmente. (Figura 2A)
    4. Usando electrocauterio, diseccionar a través del tejido subcutáneo hasta el nivel de la arteria femoral. Use un retractor Weitlaner para extender aún más el músculo exponiendo la arteria femoral.
      NOTA: Esto puede requerir una pequeña cantidad de división del músculo semimembranoso y vasto medial.
    5. Diseccionar sin rodeos con una pinza en ángulo recto para exponer circunferencialmente la arteria femoral del tejido circundante. Use tijeras Metzenbaum para dividir bruscamente cualquier adherencia que no se pueda quitar sin rodeos.
    6. Aísle la arteria femoral rodeando la arteria con un asa vascular.
    7. Coloque un segundo asa de vaso para asegurar el control proximal y distal de la arteria.
    8. Heparinizar sistémicamente los cerdos antes de la canulación a una dosis de 80 UI/kg.
      NOTA: Asegúrese de que la esternotomía mediana y la exposición cardíaca estén completas antes de heparinizar y lograr el acceso femoral. Nos aseguramos de que la exposición cardíaca sea completa antes de la heparinización porque cualquier lisis de adherencias puede crear sangrado. El propósito general de la heparinización es la prevención de trombos al acceder tanto a la arteria femoral como al ventrículo izquierdo.
    9. Mediante la técnica de Seldinger, punción de la arteria femoral con una aguja de acceso de 18 G, evitando perforar la pared arterial posterior. Cuando la sangre regrese, avance una guía a través de la aguja hacia la arteria. Retire la aguja y guíe la vaina arterial 7F hacia la arteria. Retire la guía y el dilatador vascular, dejando solo la vaina arterial en su lugar.
      NOTA: La arteria femoral puede ser de difícil acceso, ya que puede diseccionarse fácilmente. Dado que se trata de un procedimiento terminal, se recomienda cortar bruscamente la arteria femoral con unas tijeras Metzenbaum e insertar directamente la guía en la luz si esto ocurre. La vaina arterial se puede pasar fácilmente al vaso a través del alambre guía. Asegúrese de sujetar la porción distal de la arteria femoral con un hemostático pequeño.
    10. Asegurar el flujo sanguíneo a través de la vaina. Conéctelo a la bomba de extracción Harvard Apparatus (Figura 3).
  2. Esternotomía mediana
    1. Dependiendo del número de cocirujanos, esta parte se puede completar simultáneamente con el corte de la ingle.
    2. Inyecte lidocaína al 2% por vía subcutánea para prepararse para la esternotomía de la línea media.
    3. Haga una incisión en la línea media desde la muesca esternal, hasta el proceso xifoides, usando un bisturí # 10. (Figura 2B)
    4. Usando electrocauterio, divida el tejido subcutáneo hasta llegar al esternón y mantenga la hemostasia.
    5. Extirpe el proceso xifoides liberando cualquier adherencia lateral e inferior con electrocauterio. Use una pinza Kelley para levantar el xifoides y seccionar en su base horizontalmente usando electrocauterio.
    6. Asegúrese de que la muesca esternal, esté diseccionada libremente, superiormente, para facilitar la división de esta parte del esternón. Esto generalmente requiere dividir algunos músculos superficiales de la correa.
    7. Diseccionar sin rodeos debajo del esternón con un dedo.
    8. Con un cuchillo Lebsche, divida bien el esternón, asegurándose de que permanezca en la línea media. Cambie el ángulo del cuchillo según sea necesario y continúe lentamente una vez que haya alcanzado el último tercio del esternón.
      NOTA: Se prefiere el uso del cuchillo a una sierra esternal, como en los humanos, debido a la angulación pronunciada y al grosor de la porción craneal del esternón, lo que idealmente reduce el riesgo de daño a los grandes vasos subyacentes. Puede ser útil colocar una gasa debajo de la porción craneal del esternón para proteger los grandes vasos subyacentes.
    9. Una vez que se complete la esternotomía, lisar sin rodeos y bruscamente cualquier adherencia, si está presente, entre la pared torácica y el pericardio o la pleura.
    10. Coloque un retractor esternal para separar las costillas y exponer el corazón.
    11. Abra el pericardio con unas tijeras Metzenbaum. Extender hacia la aurícula derecha y continuar caudalmente hacia el vértice del ventrículo izquierdo.
    12. Continúe lisando las adherencias de forma contundente o brusca para exponer los apéndices auriculares izquierdo y derecho. El uso de esponja de maní en una pinza Allis puede ser útil para esta disección.
    13. Si es difícil diseccionar e identificar los apéndices auriculares, una timectomía puede ser útil. Para realizar esto, use electrocauterio para diseccionar el tejido tímico.
    14. Una vez que los apéndices auriculares estén expuestos, aplique pinzas de estimulación a ambos apéndices, que están conectados a una caja de estimulación externa de una sola cámara. Prueba de estimulación a 150 lpm, asegurándote de que cada latido se capture en el ECG.
    15. Asegure la exposición del vértice ventricular izquierdo, nuevamente mediante una disección roma y aguda.
    16. Por último, ingrese al espacio pleural izquierdo y rodee la vena cava inferior (IVC) con una pinza Satinsky grande. Aíslelo con un asa de recipiente.
    17. Una vez que esto se completa, es un momento apropiado para heparinizar a los cerdos y obtener acceso femoral.
  3. Análisis de inyección-perfusión de microesferas
    1. Acceda al apéndice auricular izquierdo con una aguja de mariposa de calibre fino conectada a un tubo intravenoso y una llave de paso de tres vías. Use un hemostático pequeño para guiar la aguja y mantenerla en su lugar.
    2. Conecte una jeringa a la llave de paso con solución salina heparinizada estéril y retírela para asegurar el posicionamiento correcto. Si la sangre se extrae fácilmente, la posición es correcta.
    3. Conecte una jeringa con 5 ml de microesferas marcadas con lutecio (concentración: 2,5 millones de microesferas/ml) a la llave de paso de tres vías.
    4. Asigne un asistente de quirófano para que cronometre 90 s.
    5. Comience la extracción de sangre de la arteria femoral a través de la bomba Harvard Apparatus para un total de 10 ml de sangre a una velocidad de 6,67 ml / min y comience el tiempo.
    6. Durante los primeros 30 s de extracción de sangre, inyecte las microesferas de lutecio en el apéndice auricular izquierdo (Figura 4). A mitad de camino, confirme la posición retirando la jeringa que contiene microesferas.
    7. Una vez que esto esté completo, enjuague el tubo con una jeringa de solución salina heparinizada y nuevamente asegúrese de que esté en el posicionamiento correcto.
    8. Después de 90 s, desconecte el tubo del acceso femoral a la bomba de extracción y vuelva a conectar el nuevo tubo para obtener el análisis durante la estimulación.
    9. Comience a caminar a 150 lpm.
    10. Repita los pasos 3.3.5, 3.3.6 y 3.3.7 utilizando 5 ml de microesferas marcadas con samario (concentración: 2,5 × 106 microesferas/ml).
    11. Deje de estimular y desconecte la vaina arterial femoral de la bomba de extracción de Harvard Apparatus.
    12. Retire la aguja de mariposa y aplique presión para asegurar la hemostasia del apéndice auricular izquierdo.
  4. Cateterismo de asa presión-volumen
    1. Coloque una sutura de cordón en el vértice del ventrículo izquierdo con un polipropileno 4-0.
    2. En el centro de la zona englobada por la sutura, acceder y colocar otra vaina arterial en el ventrículo izquierdo mediante la técnica de Seldinger descrita anteriormente.
    3. Inserte un catéter de transducción de presión-volumen calibrado con punta de micromanómetro en el ventrículo izquierdo a través de la vaina. Saque la vaina arterial del ventrículo izquierdo sobre el catéter y comience a transducir la forma de onda de presión utilizando el sistema de medición de presión-volumen. Esto informará la ubicación del catéter, por ejemplo, si el catéter está en la aorta, el complejo valvular o el ventrículo izquierdo. Tire hacia atrás del catéter según sea necesario para asegurarse de que esté en la cavidad ventricular izquierda y vuelva a colocarlo para asegurarse de que la morfología del asa presión-volumen parezca apropiada (Figura 5).
      NOTA: La extracción de la vaina del ventrículo izquierdo permite una mejor transducción del trazado presión-volumen del catéter y permite una mayor facilidad para cambiar la posición del catéter para obtener la morfología más adecuada de cada asa PV.
    4. Coloque otro catéter PV calibrado en el acceso femoral para obtener la presión arterial sistólica y diastólica y la presión arterial media.
    5. Una vez satisfecho con la morfología de los bucles PV, realice tres retenciones de la respiración en reposo para reducir la variación respiratoria en los bucles de presión-volumen. Esto medirá varias variables dependientes de la carga, como el gasto cardíaco y el volumen sistólico.
    6. A continuación, ocluya la VCI retrayendo suavemente el asa del vaso y realice una retención de la respiración simultánea para obtener variables independientes de la carga, como la relación de volumen de presión telesistólica (ESPVR) y la relación de volumen de presión telediastólica (EDPVR). Repita dos veces más.
    7. Comience a marcar a 150 lpm y obtenga tres retenciones de la respiración para caracterizar el rendimiento cardíaco en condiciones de estrés.
    8. Esto completa el perfil de la función cardíaca. Retire ambos catéteres y ate la sutura de la bolsa en el ventrículo izquierdo.
  5. Vencer la eutanasia
    1. Retire los cables de estimulación y todos los instrumentos del pecho.
    2. Obtenga succión para el co-cirujano.
    3. Diseccionar sin rodeos cualquier adherencia lateral del corazón a la pared torácica y asegurarse de que el vértice ventricular izquierdo se pueda levantar fácilmente hacia arriba.
    4. Pida anestesia para profundizar la sedación.
    5. Coloque una pinza Kelley grande en la vena cava superior (VCS), si es de fácil acceso, y una pinza Satinsky grande alrededor de la VCI. Sujete al mismo tiempo.
    6. Inmediatamente tome un bisturí # 10 para quitar el corazón del pecho. Esto incluye separar el corazón de la VCI, la VCS, la aorta, las arterias pulmonares y las venas pulmonares.
      NOTA: El cocirujano debe proporcionar succión para mantener el campo quirúrgico lo más despejado posible durante este tiempo.
    7. Saque el corazón del pecho y colóquelo en una mesa separada.
    8. Cortar en dos mitades: apical y basal (Figura 6A). Esto separará el tejido ventricular de las aurículas y los grandes vasos.
    9. Separar el ventrículo izquierdo de todo el resto del tejido miocárdico.
    10. Cada mitad debe seccionarse circunferencialmente en doce secciones según la proximidad a la arteria coronaria descendente anterior izquierda (DA) y la arteria coronaria descendente posterior, como se muestra en la Figura 6B.
    11. Recolecte muestras de tejido de todas las demás cámaras, válvulas, grandes vasos y tejido periférico, como el páncreas, el hígado, el pulmón, el riñón, etc.
    12. Se debe asignar una pequeña muestra de cada sección del ventrículo izquierdo a BioPAL para la cuantificación de microesferas. Ciertas secciones se fijan en formol para el análisis histológico, mientras que la mayoría del tejido se congela rápidamente en nitrógeno líquido para futuros estudios moleculares.

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Resultados

Primero, mediante la inyección de microesferas marcadas con isótopos en el apéndice auricular izquierdo, se mide la perfusión miocárdica regional. Para calcular el flujo sanguíneo miocárdico, cuando se utilizó una tasa constante de extracción de sangre de 6,67 mL/min, se puede aplicar la siguiente ecuación: flujo sanguíneo miocárdico = (extracción de sangre de referencia [6,67 mL/min]/peso del tejido) (recuento de microesferas tisulares cuantificado/recuento de microesferas de referencia ...

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Discusión

Este procedimiento quirúrgico tiene cuatro pasos críticos: exposición del corazón, cateterismo femoral, inyección de microesferas para análisis de perfusión y adquisición de asa de presión-volumen. Con respecto a la exposición del corazón, una consideración importante debe ser la posibilidad de encontrar adherencias significativas debido al primer procedimiento quirúrgico. Al realizar la esternotomía mediana, el pericardio puede adherirse a la pared torácica, que debe barrerse sin rodeos...

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Divulgaciones

Los autores no tienen divulgaciones ni conflictos de intereses.

Agradecimientos

Los Institutos Nacionales de Salud proporcionaron fondos para la investigación, incluidos los siguientes números de subvención: T32HL16051703 (K.C.M., C. S., D.D.H, M.K.), R01HL46716 (F.W.S) y R01HL128831 (F.W.S). Nos gustaría extender nuestra más profunda gratitud al personal veterinario del Hospital de Rhode Island y la Universidad de Brown por su cuidado humanitario de los animales y su apoyo excepcional en nuestra multitud de proyectos.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
#10 BisturíMedlineMDS15310
0,9% de solución salinaDechra/Vetivex17033-492-50Velocidad: 5-10 ml / kg durante el caso
Agujas 18GVeterinario Patterson78032793Para dibujar medicamentos/microesferas
Lidocaína al 2%Fénix57319-533-05Dosis: 2-5 mg / kg
4-0 Sutura de polipropilenoCovidienD9H0436YPara cordón de bolso
Todos los instrumentos quirúrgicosSteris y MedlineRequiere representante de ventasTodos se encuentran comúnmente en los quirófanos de los hospitales
Analgesia: BuprenorfinaHospiraNombre de la marca: BupredinaDosificación: 0,03 mg/kg
Anestesia: TelazolZoetis(tiletamina y zolazepam)Dosificación: 4,4 mg/kg
Anestesia: xilacina (Rompun)DechraN/ADosificación: 2,2 mg/kg
Vaina arterialCordis401-711MYa sea 6F o 7F; requiere dos
Set de infusión de aguja de mariposaSurfloSV-25BLKPara inyección de microesferas; típicamente 23-25G
Clorhexidina 4%BD E-Z Scrub371073Preparación quirúrgica, si se prefiere
Tubo endotraqueal con manguitoRUSCH7-0 típicamentePuede necesitar diferentes tamaños según el tamaño y el peso de los cerdos
Sistema de monitoreo de ECGMarca mediaN/AMonitor multiparamétrico
ElectrocauterizaciónBovie Specialist ProDÉCADA DE 1250 AÑOSPor lo general, configure 2 si es posible
Isoflurano, USPDechraDosificación: 0,75%-3,0%
PortátilHP MicrosoftN/APuede usar cualquier computadora portátil preferida por el individuo
Cuchillo LebscheIntegra300-425N/A
Esferas de lutecioBioPAL, Inc.C-15E20Cantidad: 5cc por cirugía
Mini bucles de vasos blancos (detectables por rayos X)DeRoyal30-711Para aislar la arteria femoral y la VCI
Múltiples jeringas de 5 ccTerumoSS-05LPara descargas e inyecciones de microesferas
MarcapasosOsypka Medical2428001Un marcapasos temporal
Catéteres de bucle fotovoltaicoTransónicoModelo: FDH-5018B-E3450 y S/N: 50-679Para la adquisición de bucle fotovoltaico
Programa de computadora PV LoopCiencia transónicaADV500 SoftwarePrograma en tu computadora portátil
Sistema de adquisición de datos PV LoopInstrumentos transónicos y ADInstrumentsModelos: FY097B y PowerLab 8/35Conecta los catéteres y la computadora
Esferas de samarioBioPAL, Inc.C-15A20Cantidad: 5cc por cirugía
Mazo pequeñoIntegra410-335N/A
Guantes estérilesBis820955Todavía recomendaría guantes y bata estériles
Solución salina estérilBAXTERG171328Diluir para hacer enjuagues con solución salina heparanizada
Sistema de succiónGOMCO4042Mejor si la succión de pared de su propia instalación
Punta de succión: YankauerMedlineDYND50130Es importante mantener el campo despejado al resecar el corazón
Heparina sistémicaCovetrus82496Dosis: 80 UI/kg
Llave de paso de tres víasLaboratorios Jorgensen, Inc.200820Para inyecciones de microesferas
Baño de agua tibiaPescadorPara calentar los catéteres antes de usarlos
Bomba de extracciónAparato de Harvard70-2002Extraer sangre periférica a velocidad constante
Cerdos de YorkshireCBSET, Inc.N/ALos cerdos ya se habrán sometido al procedimiento quirúrgico inicial

Referencias

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