Este protocolo describe la técnica quirúrgica para la extracción de un modelo de colgajo perforante humano basado en el pedículo profundo de la arteria epigástrica inferior, destinado a la investigación experimental.
Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.
Artículo de método
Un modelo experimental de colgajo DIEP humano para investigar estrategias de preservación de aloinjertos compuestos vascularizados y colgajos libres
En este artículo
Resumen
Resumen
Recientemente, han surgido enfoques de preservación como la inyección de agentes citoprotectores, la perfusión de máquinas ex vivo y el superenfriamiento como estrategias para mejorar la preservación a largo plazo tanto de órganos estándar como marginales mitigando lesiones isquémicas e hipóxicas. Aunque alentadora, su aplicación en el campo del alotrasplante compuesto vascularizado (VCA) sigue estando en gran medida limitada a la investigación preclínica. Hasta la fecha, la mayoría de los estudios que investigan las estrategias de perfusión VCA se han basado en modelos animales, especialmente compuestos de cerdos o roedores. Aunque estos modelos ofrecen valiosas perspectivas mecanicistas, sus diferencias anatómicas, inmunológicas y fisiológicas limitan la reproducibilidad y la relevancia traslacional para aplicaciones humanas.
En este protocolo, se describe en detalle cada paso quirúrgico necesario para la obtención de un colgajo perforador epigástrico inferior profundo (DIEP) humano para estudios de preservación. El perforador se transecta por encima de la fascia sin ninguna disección subfascial, lo que da lugar a un pedículo corto pero suficiente para la cateterización. Este modelo aprovecha el tejido descartado de los procedimientos estándar de abdominoplastia, sin suponer un riesgo adicional para el paciente. Se detallan pasos críticos para asegurar que se extraiga un colgajo funcional sin prolongar el tiempo operativo ni comprometer la seguridad del paciente. Posteriormente se realiza una imagen funcional para confirmar la viabilidad del colgajo antes del uso experimental, y se pueden realizar biopsias secuenciales para seguir la integridad tisular. Este modelo es especialmente adecuado para investigaciones que involucran procedimientos de VCA que preservan músculos —como el trasplante facial parcial— y también puede ser relevante para el estudio de la preservación de colgajo libre autólogo.
Introducción
El alotrasplante vascularizado compuesto (ACV) representa una solución reconstructiva prometedora para pacientes con defectos tisulares complejos, especialmente en la cara y las extremidadessuperiores 1. Sin embargo, el VCA es muy susceptible a lesiones por isquemia-reperfusión, lo que puede comprometer la viabilidad del injerto y los resultados a largoplazo 2. En este contexto, han surgido enfoques de preservación como la inyección de agentes citoprotectores, la perfusión de máquinas ex vivo y el superenfriamiento como estrategias para prolongar el tiempo de preservación, optimizar la calidad del injerto y permitir la evaluación de viabilidad antes del trasplante 3,4,5,6,7. Aunque la perfusión normotérmica ex vivo de órganos sólidos se ha traducido con éxito de una técnica experimental de laboratorio a la práctica clínica durante la últimadécada, con resultados prometedores, sigue estando en gran medida limitada al ámbito de investigación en el campo delVCA 9.
Hasta la fecha, la mayoría de los estudios que investigan los protocolos de perfusión VCA se han basado en modelos animales, especialmente en compósitos de cerdos oroedores 10. Aunque estos modelos ofrecen valiosas perspectivas, limitan inherentemente la reproducibilidad y la relevancia traslacional debido a diferencias anatómicas, inmunológicas yfisiológicas 11,12. Los modelos de tejido humano proporcionan información más relevante, pero los tejidos frescos de donantes con muerte cerebral son extremadamente difíciles de acceder para fines de investigación, requiriendo logística compleja, estricta aprobación regulatoria y suscitando preocupacioneséticas 13,14. Una alternativa ideal sería un modelo de colgajo humano, no cadavérico, éticamente aceptable, que no conlleve la complejidad ni el riesgo de un procedimiento completo de VCA y que sea completamente seguro para el paciente. Es importante destacar que también debe ser fácilmente accesible para facilitar investigaciones reproducibles y escalables.
En este caso, se describe un modelo de colgajo perforante epigástrico inferior profundo (DIEP) humano para investigación de preservación de VCA, utilizando tejido descartado de procedimientos de abdominoplastia sin riesgo adicional para el paciente.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Protocolo
Todos los pacientes recibieron atención humana estándar conforme a la Declaración de Helsinki, y el protocolo fue aprobado por el comité de ética institucional (proyecto nº IRB00014528_2025_32). El paciente dio su consentimiento informado para el uso de tejido desechado con fines de investigación.
1. Cuidados preoperatorios
NOTA: Estos colgajos perforadores cutáneos, excluyendo fascia y músculo, se derivan de desechos quirúrgicos en pacientes, la mayoría de los casos post-bariátricos, y solo pueden extraerse en casos de dermolipectomía previa con transposición umbilical previsible (es decir, un panio abdominal significativo). La liposucción programada durante el procedimiento es un criterio de exclusión. La reparación concomitante de la diástasis no es una contraindicación, ya que este procedimiento se realiza tras la extracción de colgajo. El panno abdominal generalmente proporciona al menos una cobertura parcial de la zona púbica. Los pacientes no deben tener antecedentes de eventos tromboembólicos, y el índice de masa corporal (IMC) debe estar por debajo de 30 kg/m², ya que valores más altos se asocian a obesidad y a una relación riesgo-beneficio desfavorable para procedimientos no vitales electivos bajo anestesia general. La cirugía abdominal previa, excepto la liposucción, normalmente no es una contraindicación, siempre que se identifique un perforante mediante un examen Doppler o se visualize directamente durante la operación. Este procedimiento de investigación también debe evitarse en las verdaderas reconstrucciones clínicas unilaterales de DIEP con colgajo libre, que ya son operaciones largas y complejas donde los pasos preoperatorios adicionales serían irracionales y aumentarían el riesgo procedimental.
- Realizar la marcada de dermolipectomía preoperatoria con el paciente en posición de pie con un bolígrafo dermográfico. Identifica la línea media desde la sínfisis púbica hasta el proceso xifoides y traza una línea transversal aproximadamente 7 cm por encima de la comisura vulvar. Extiende esta línea lateralmente unos 7 cm a cada lado, curvándola suavemente hacia arriba para unirse justo debajo de las espinas ilíacas anterosuperiores.
- Identificar los perforadores alrededor del umbligo usando una sonda Doppler acústica portátil (8-10 MHz) con el paciente en posición supina.
NOTA: Aplica una pequeña cantidad de gel estéril para ultrasonidos en la piel para asegurar un acoplamiento acústico adecuado. Mantenga la sonda en un ángulo de 45° con una presión de contacto ligera para evitar amortiguar la señal. Un sonido pulsátil fuerte y tripfásico indica un perforador arterial. Marca cada perforador de la piel con un marcador estéril para establecer el mapa de perforadores, como se hace habitualmente antes de la extracción de colgajo DIEP. - Utilizando un corral dermográfico, delinea una paleta de piel en forma elíptica de las dimensiones deseadas, incluyendo el perforador a lo largo de su borde medial y extendiéndose a ambos lados del umbligo (Figura 1).
- Prepara y coloca el campo quirúrgico desde el proceso xifoides hasta el tercio superior de los muslos, incluida la zona púbica, utilizando cortinas quirúrgicas estériles como se realiza habitualmente en la cirugía abdominal estándar.
Figura 1: Evaluación preoperatoria antes de la dermolipectomía abdominal post-bariátrica con extracción de colgajo DIEP. (A) Marcado preoperatorio realizado utilizando un Doppler acústico y un bolígrafo dermográfico para identificar y delimitar los perforadores paraumbilicales a cada lado de la línea media. (B) El cirujano demuestra la laxitud de la piel abdominal y el tejido subcutáneo a resecar, destacando el pánico adipocutáneo antes de la incisión a lo largo de la línea de marcado horizontal. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
2. Adquisición de solapas
- Desprende el ombligo de la pared abdominal mediante una incisión circunferencial hasta la hipodermis usando una hoja de bisturí nº 15.
- Coloque una sutura larga, suelta y no absorbible a cada lado del margen umbilical.
- Disecciona el ombligo verticalmente con tijeras Mayo, desde el plano superficial hasta el profundo, hasta que se libere completamente mientras se conserva su pediculo umbilical.
NOTA: La participación de los asistentes es fundamental en este paso. Se deben usar separadores de Gillies para exponer el ombligo, mientras se aplica una suave tracción longitudinal sobre la sutura larga y no absorbible para facilitar la disección. La grasa que rodea el pedículo umbilical forma un cordón firme que se palpa fácilmente durante el aislamiento umbilical, permitiendo la identificación precisa y la preservación del pediculo. - Realizar una incisión transversal baja a lo largo de la marca preoperatoria, aproximadamente 7 cm por encima de la comisura vulvar, curvándose suavemente hacia las espinas ilíacas anterosuperiores a cada lado, utilizando una hoja de bisturí nº 15 o nº 21.
- Eleva el colgajo superior de la abdominoplastia en el plano subcutáneo, comenzando desde la incisión inferior y progresando cranealmente hacia el ombligo. Utilice una electrocautería monopolar de punta fina ajustada aproximadamente a 50-70 °C y 80 W en modo coagulación para separar la fascia recta anterior del tejido subcutáneo y la piel subcutáneos, manteniendo una hemostasia meticulosa durante toda la disección.
- A medida que la disección se acerca al pedículo umbilical previamente aislado, reduce la temperatura de electrocauterización a aproximadamente 20-30 °C, manteniendo la potencia en 80 W en modo coagulación, y continúa con la disección fina usando tijeras Metzenbaum para evitar lesiones del pedículo.
- Identificar y aislar cuidadosamente los dos perforadores paraumbilicales dominantes que surgen del sistema epigástrico inferior profundo. Disecciona cada perforador circunferencialmente bajo visión directa usando tijeras Stevens o pequeñas Metzenbaum, preservando sus pedículos vasculares. No extienda la disección por encima del nivel de la aponeurosis del recto anterior (Figura 2).
NOTA: Los perforadores se seleccionan según su tamaño; se prefieren aquellas que parecen más grandes y pulsátiles bajo visión directa. La disección alrededor del umbligo debe ser meticulosa para evitar dañar estos perforadores. - Divide el pánculo adipocutáneo longitudinalmente a lo largo de la línea media, desde el centro de la incisión púbica inferior hasta el ombligo, usando una hoja nº 15 seguida de una electrocauterización monopolar ajustada aproximadamente a 50-70 °C.
- Continúa la disección cranealmente hasta la región xifoides y a lo largo de los márgenes costales laterales con electrocauterización ajustada aproximadamente a 50-70 °C, manteniendo los pedículos del colgajo intactos y sin dividirse (Figura 3).
NOTA: Este paso 9 también puede retrasarse por razones prácticas si el pedículo dificulta la disección supraumbilical y puede realizarse después de la división pedicular en el Paso 12, dependiendo de las condiciones intraoperatorias. - Controla el sangrado leve con coagulación de intensidad media, utilizando una electrocautería monopolar estándar ajustada a 50-60 °C y 80 W en modo coagulación para mantener una hemostasia precisa.
- Reajusta el contorno de la paleta cutánea con un bolígrafo dermográfico, basándonos en las marcas iniciales, para asegurarte de que el perforador se incluya a lo largo del borde medial del colgajo a cada lado del pânnico adipocutáneo que se dividió longitudinalmente en el paso 8 (Figura 4).
NOTA: Para evitar sesgos debido a diferencias en la superficie expuesta a la solución de prueba, ambos colgajos (si se extraen dos) deben tener el mismo tamaño. El grosor del colgajo está determinado por el tejido subcutáneo del colgajo y no puede reducirse quirúrgicamente sin comprometer la integridad del colgajo. - Liga el pedículo perforador profundo de la arteria epigástrica inferior usando suturas 3-0 reabsorbibles o clips automáticos y transecta el perforador por encima de la fascia, sin disección subfascial. Anota el tiempo de la isquemia tibia.
NOTA: Se observa un periodo aproximado de 10 minutos de isquemia en colgajo antes del desprendimiento completo y el tratamiento con inyección de agente citoprotector. - Avanzar la piel supraumbilical y la grasa subcutánea hacia abajo, y asegurar el colgajo abdominal socavado al margen inferior de la incisión en la línea media usando una sutura no absorbible, dejando un extremo del nudo largo.
NOTA: Coloca al paciente en una posición semiflexionada durante este paso. La tracción hacia abajo en el colgajo abdominal superior ayuda a determinar la cantidad de exceso de piel que se debe resecar. - Utiliza el extremo largo de la sutura no absorbible de la línea media que conecta las áreas supraumbilical y púbica como guía para dibujar, con un bolígrafo dermográfico, la línea de resección del panículo adipocutáneo excesivo, extendiéndose lateralmente hacia cada espina ilíaca anterosuperior, como suele realizarse durante la abdominoplastia. Los colgajos DIEP se encuentran debajo de esta línea de resección marcada (Figura suplementaria 1).
- Incisa el colgajo a lo largo de las marcas preoperatorias usando una hoja de bisturí nº 15. Cosechar el colgajo perforador siguiendo el diseño preestablecido, utilizando electrocauterización monopolar ajustada a aproximadamente 50-60 °C y 80 W en modo coagulación (Figura 5).
NOTA: Este es uno de los pasos más delicados, ya que el perforador debe estar incluido dentro del colgajo. Se recomienda la asistencia para proporcionar una tracción suave, mientras el operador mantiene un control visual continuo del perforador durante toda la disección. No se recomienda la disección con cuchillo frío, ya que podría comprometer la integridad del colgajo y provocar fugas vasculares. - Desprende completamente el colgajo perforador del tejido desechado circundante.
NOTA: Si se extraen dos colgajos y se someten a tratamientos diferentes, se pueden distinguir colocando una sutura en uno de ellos. - Extirpe el tejido dermoadiposo redundante correspondiente al exceso de piel y grasa eliminados durante la abdominoplastia.
NOTA: Si el colgajo perforador se extrae tras la excisión del exceso de tejido dermoadiposo por razones prácticas, utilice un bolígrafo de cauterización desechable estéril de un solo uso y alimentado por pilas (punta grande, aproximadamente 1.200 °C) para completar el desprendimiento. No se puede usar un electrodo de retorno en esta situación, ya que el tejido está completamente separado del paciente. Tras extraer los colgajos DIEP, el equipo quirúrgico entrega el colgajo al equipo de investigación que espera en el quirófano y procede a la abdominoplastia diseccionando a lo largo de las líneas de resección premarcadas para desprender y retirar el pánculo adipocutáneo redundante.
Figura 2: Vista intraoperatoria del procedimiento de dermolipectomía abdominal con esqueletización de los pedículos perforadores epigástricos inferiores profundos. La imagen muestra el campo operatorio antes de la disección supraumbilical y la división infraumbilical longitudinal. Los dos perforadores bilaterales bilaterales profundos del epigástrico inferior están expuestos y destacados con instrumentos quirúrgicos. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
Figura 3: Vista intraoperatoria tras la disección supraumbilical que muestra los perforadores epigástricos inferiores profundos bilaterales. Los perforadores no están ligados, y su trayectoria y longitud subfasciales pueden apreciarse mejor con una tracción suave (flechas blancas). Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
Figura 4: Vista intraoperatoria mostrando los colgajos DIEP delineados en la piel en forma elíptica antes de la ligadura. (A) La paleta cutánea se ajusta y delinea en forma elíptica usando un bolígrafo dermográfico (círculo blanco) para asegurar la inclusión del perforador a lo largo del borde medial del colgajo a cada lado del panniculo adipocutáneo. (B) Vista ampliada mostrando el contorno del colgajo DIEP y el perforador marcado con una "x" según el mapeo Doppler preoperatorio (flecha blanca). Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
Figura suplementaria 1: La tracción hacia abajo en el colgajo abdominal superior ayuda a determinar la cantidad de piel redundante a resecar. Se utiliza el extremo largo de la sutura no absorbible de la línea media que conecta las regiones supraumbilical y púbica como guía. Con un bolígrafo dermográfico, dibuja la línea de resección a lo largo del curso de la sutura (flechas blancas) sobre el panniculo adipocutáneo redundante. Extiende esta línea lateralmente hacia cada espina ilíaca anterosuperior. Los colgajos DIEP están situados debajo de esta línea de resección marcada. Por favor, haga clic aquí para descargar este archivo.
Figura 5: Vista intraoperatoria de los colgajos perforantes profundos de la arteria epigástrica inferior (DIEP) durante la extracción, tras la ligadura pedicular. (A) El colgajo DIEP, que mide aproximadamente 10 cm × 6 cm, está delineado con un marcador quirúrgico tras la localización del perforador. (B) Se realiza una incisión cutánea y la extracción de colgajo a lo largo de las marcas preestablecidas. La incisión inicial se realiza con una hoja nº 15, seguida de una disección mediante electrocauterización monopolar ajustada aproximadamente a 50-60 °C, y 80 W en modo coagulación, cuando el exceso de tejido cutáneo-adiposo permanece adherido al paciente. Cuando el tejido ha sido completamente desprendido, se utiliza un bolígrafo de cauterización desechable estéril, de un solo uso, alimentado por pilas (punta grande, aproximadamente 1.200 °C) para completar la separación. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
3. Preparación del colgajo
- Disecciona el pedículo vascular con aumento utilizando instrumentos microquirúrgicos e identifica tanto la arteria como la vena (Figura 6). Abre suavemente la luz arterial con un dilatador microvascular.
NOTA: Utilice una mesa estéril dedicada equipada con instrumentos microquirúrgicos para preparar el colgajo. Recorta 2-3 mm desde el extremo arterial para obtener un borde limpio y regular, adecuado para la cateterización. - Pesa cada colgajo en el momento de la cosecha para permitir la cuantificación posterior de la formación del edema.
- Cateterizar la arteria con una cánula de 18-24 G y fijarla en el lumen con ligadura de sutura de seda 5-0 (Figura 7).
NOTA: Para este experimento, los colgajos fueron cateterizados usando una cánula 24-G, ya que el estudio implicó la evaluación de agentes citoprotectores mediante una sola inyección. Para aplicaciones de perfusión por máquina ex vivo o oxigenación por membrana extracorpórea (ECMO), la canulación debe realizarse con una cánula más grande de 18-20 G. En caso de oclusión por catéter durante la perfusión ex vivo , enjuaga suavemente con solución fisiológica heparinizada o vuelve a colocar la cánula para restablecer el flujo. Mantener una presión de perfusión baja (<25 mmHg) ayuda a prevenir la recurrencia. - Inyectar el agente de contraste intraarterialmente a través del catéter en la arteria perforadora y evaluar el colgajo bajo fluoroscopia (Figura 8).
NOTA: El agente de contraste debe hacer que los capilares pequeños sean uniformemente radiopacos a lo largo del colgajo, indicando un territorio de perfusión adecuado suministrado por el pediculo seleccionado. En esta etapa, la presencia de áreas no perfundidas puede hacer que el modelo no sea adecuado para un uso investigativo posterior o requerir la extirpación de la parte distal del colgajo. Los colgajos extraídos pueden utilizarse posteriormente para protocolos experimentales, colocarse en una máquina de perfusión, dispositivo ECMO o inyectarse con una solución de prueba como agentes citoprotectores. Las biopsias por punzón (de entre 1 mm y 8 mm de diámetro) pueden realizarse en diferentes momentos sin comprometer la integridad del colgajo, lo que permite una evaluación cinética de los cambios histológicos en los tejidos.
Figura 6: Vista postcosecha de un colgajo DIEP de investigación. (A) El colgajo DIEP extraído se muestra con el pedículo vascular diseccionado y aislado usando pinzas microquirúrgicas. El extremo arterial se recorta unos milímetros para obtener un corte limpio, y la luz se abre suavemente con una pinza microdilatadora. (B) Vista en primer plano que muestra las pinzas microquirúrgicas asegurando la arteria perforadora dominante, con un catéter de 24-G insertado en la luz para la inyección de un agente de contraste. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
Figura 7: Cateterización del pedículo del colgajo DIEP. (A) El catéter se asegura en su lugar con una sutura de seda 5-0 atada suavemente para evitar obstruir la luz del pedículo. (B) Vista del catéter situado sin la jeringuilla acoplada, mostrando el grado de inserción del catéter en el lumen vascular. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
Figura 8: Fluoroscopia postcosecha del colgajo DIEP que muestra la anatomía vascular. (A,B) El agente de contraste se inyecta a través de un catéter de 24-G en la arteria perforadora dominante, mostrando el patrón de ramificación y la zona vascularizada, confirmando la viabilidad del colgajo en dos colgajos diferentes. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Resultados
Se extrajeron once colgajos de seis pacientes incluidas en este estudio. Dos cirujanos plásticos senior, con experiencia en cirugía de colgajo y abdominoplastia, realizaron las disecciones. En un paciente, el colgajo se extrajo unilateralmente debido a un problema de disección. Los colgajos cosechados tenían un peso medio de 198,6 ± 24,4 g (n = 11) y un tamaño medio de 10 cm × 6 cm, lo que correspondía a los requisitos muestrales para el estudio de conservación en el que se utilizaron estos colgajos. La longitud del pedí...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Discusión
Los modelos humanos ayudan a conectar los hallazgos de los estudios en animales con la práctica clínica, mejorando la relevancia y predictividad de la investigación preclínica 16,17,18. Deben diseñarse cuidadosamente para garantizar la seguridad y el cumplimiento ético, limitando a menudo el alcance y la invasividad de losexperimentos. En los cuatro colgajos extraídos, no fue necesaria disección adicional...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Jeringuilla Luer-Lok de 1 mL y 5 mL | Becton Dickinson | https://www.bd.com/en-us/products-and-solutions/products/product-page.309646 | |
| 11,5" Aplicación de clip para vasos de sutura automática Surgiclip II Surgiclip II de mediano y pequeño | Covidien | N/A | |
| 22– Punta roma para cánula de vaso de 24 G | Medtronic Inc | N/A | |
| Sutura de seda 5-0 | N/A | Cualquier sutura compatible | |
| Un bolígrafo desechable de cautería de un solo uso, alimentado por pilas; | Ayudamédica, Europa | N/A | 1200 y º C, punta grande |
| Pinzas Adson | MPM | 106-2112A | |
| Pinzas de coagulación bipolares | Olsen | 20-1320I | |
| Bisturí desechable #15 y #21 | Sklar | N/A | |
| Eosina y nbsp; | Microm Microtech | U/C0363 | |
| Separadores de Faraboeuf | Medicta Instruments | N/A | |
| Cauterización con aguja fina | Cormedica | N/A | |
| OEC MiniView Max | GE Healthcare | N/A | Sistema de fluoroscopia |
| Dilatadores de fórceps | WPI | 15910 | |
| Hematoxilina y nbsp; | Microm Microtech | U/C0303 | |
| Iohexol 300 mg I/mL | GE Healthcare Canada Inc. | N/A | |
| Microtijeras | WPI | 504492 | |
| Diatermia monopolar de Valleylab | Medtronic Inc | ||
| Medio de contraste yodado no iónico, Omnipaque 300 mg I/mL | GE Healthcare | N/A | |
| Doppler acústico portátil, 8 MHz | Parques de Electrónica Médica | https://www.parksmed.com/ | |
| Solución salina 0,9% | GenDepot | S0600-101 | |
| Conjunto estándar de instrumentos para cirugía plástica | Esculap | N/A | incluyendo el mango de bisturí nº 3, tijeras Metzenbaum y Mayo, pinzas Adson y Gillies, tijeras para diseccionar, hemostáticos y portaagujas. |
| Tijeras de estrabismo | Surtex | 102-4109 | |
| Pluma de marcación quirúrgica | Salud cardinal | 212PR | |
| Suturas Ethilon 4.0 y 3.0 | Ethicon | 1667G | |
| Pinzas tisulares | MPM | 106-0511 |
Referencias
- Lupon, E., et al. vascularized composite allografts in france: An update. Ann Chir Plast Esthet. , (2024).
- Messner, F., Grahammer, J., Hautz, T., Brandacher, G., Schneeberger, S. Ischemia/reperfusion injury in vascularized tissue allotransplantation: Tissue damage and clinical relevance. Curr Opin Organ Transplant. 21 (5), 503-509 (2016).
- Berkane, Y., et al. advances and perspectives in vascularized composite allotransplantation preservation. Bull Acad Natl Med. 208, 1299-1308 (2024).
- Baker, C. E., et al. Pretreatments of ex vivo vascularized composite allografts: A scoping review. Ann Plast Surg. , (2025).
- Njessi, P., et al. Preservation strategies for vascularized composite allotransplantation: An updated systematic review of a rapidly expanding field. bioRxiv. , (2025).
- Cougnon, M., et al. Inhibition of eif5a hypusination enhances antioxidant defense to prevent kidney ischemia/reperfusion injury. Redox Biol. 86, 103814(2025).
- Le Meur, Y., et al. First-in-human use of a marine oxygen carrier (m101) for organ preservation: A safety and proof-of-principle study. Am J Transplant. 20 (6), 1729-1738 (2020).
- Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion: The first clinical study. Am J Transplant. 13 (5), 1246-1252 (2013).
- Muss, T. E., et al. Ex-vivo perfusion of limb vascularized composite allotransplants: A systematic review of published protocols. Transpl Int. 38, 14132(2025).
- Muss, T. E., et al. A guide to the implementation and design of ex vivo perfusion machines for vascularized composite allotransplantation. Plast Reconstr Surg Glob Open. 12 (11), e6271(2024).
- Mcgonigle, P., Ruggeri, B. Animal models of human disease: Challenges in enabling translation. Biochem Pharmacol. 87 (1), 162-171 (2014).
- Pound, P., Ritskes-Hoitinga, M. Is it possible to overcome issues of external validity in preclinical animal research? Why most animal models are bound to fail. J Transl Med. 16 (1), 304(2018).
- Pirnay, J. P., et al. Access to human tissues for research and product development: From eu regulation to alarming legal developments in belgium. EMBO Rep. 16 (5), 557-562 (2015).
- Charmode, S., Ratanpara, L., Sheikh, N., Ravi, K. S., Mehra, S. Legal frameworks upholding deceased individuals' rights and enabling the use of cadavers in anatomy education and research: A systematic review. Cureus. 16 (4), e58473(2024).
- Lupon, E., et al. Engineering Vascularized Composite Allografts Using Natural Scaffolds: A Systematic Review. Tissue Eng Part B Rev. 28 (3), 677-693 (2022).
- Van Lier, D., Geven, C., Leijte, G. P., Pickkers, P. Experimental human endotoxemia as a model of systemic inflammation. Biochimie. 159, 99-106 (2019).
- Olesen, A. E., Andresen, T., Staahl, C., Drewes, A. M. Human experimental pain models for assessing the therapeutic efficacy of analgesic drugs. Pharmacol Rev. 64 (3), 722-779 (2012).
- Littman, B. H., Williams, S. A. The ultimate model organism: Progress in experimental medicine. Nat Rev Drug Discov. 4 (8), 631-638 (2005).
- Ozturk, M. B., et al. Extracorporeal free flap perfusion using extracorporeal membrane oxygenation device: An experimental model. Ann Plast Surg. 83 (6), 702-708 (2019).
- Kreidstein, M. L., Pang, C. Y., Levine, R. H., Knowlton, R. J. The isolated perfused human skin flap: Design, perfusion technique, metabolism, and vascular reactivity. Plast Reconstr Surg. 87 (4), 741-749 (1991).
- Parente, A., et al. Machine perfusion techniques for liver transplantation - a meta-analysis of the first seven randomized-controlled trials. J Hepatol. 79 (5), 1201-1213 (2023).
- Drivas, E. M., et al. Reply: A guide to the implementation and design of ex vivo perfusion machines for vascularized composite allotransplantation. Plast Reconstr Surg Glob Open. 13 (5), e6763(2025).
- Lupon, E., et al. A new method for preparation of decellularized human scaffolds for facial reconstruction. Curr Issues Mol Biol. 47 (4), (2025).
- Lupon, E., et al. Optimized decellularization of a porcine fasciocutaneaous flap. Bioengineering (Basel). 11 (4), (2024).
- Moris, D., Cendales, L. C. Sensitization and desensitization in vascularized composite allotransplantation. Front Immunol. 12, 682180(2021).
- Perraudin, T., et al. Vascularized composite hand allograft procurement and preparation for distal and proximal forearm allotransplantation: A stepwise approach. J Vis Exp. (219), e67767(2025).
- Perraudin, T., et al. Vascularized composite upper limb allograft harvesting for proximal arm allotransplantation. J Vis Exp. (220), e68170(2025).
- Barbat, P., et al. Procurement for a vascularized and reinnervated abdominal wall allotransplantation. J Vis Exp. (221), e68418(2025).
- Lupon, E. Perforator identification for propeller flap harvest: Technical insights from a case serie. Int J Surg Case Rep. 135, 111921(2025).
- Villavisanis, D. F., et al. Assisting in microsurgery: Operative and technical considerations. J Hand Surg Glob Online. 5 (3), 358-362 (2023).
- Saaiq, M., Zaib, S., Ahmad, S. Electrocautery burns: Experience with three cases and review of literature. Ann Burns Fire Disasters. 25 (4), 203-206 (2012).
- Pomahac, B., Diaz-Siso, J. R., Bueno, E. M. Evolution of indications for facial transplantation. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 64 (11), 1410-1416 (2011).
- Barret, J. P. From partial to full-face transplantation: Total ablation and restoration, a change in the reconstructive paradigm. Int J Surg. 12 (2), 109-112 (2014).
- Dubernard, J. M., et al. Outcomes 18 months after the first human partial face transplantation. N Engl J Med. 357 (24), 2451-2460 (2007).
- Barklin, A. Systemic inflammation in the brain-dead organ donor. Acta Anaesthesiol Scand. 53 (4), 425-435 (2009).
- Slater, N. J., et al. Ex-vivo oxygenated perfusion of free flaps during ischemia time: A feasibility study in a porcine model and preliminary results. J Surg Res. 205 (2), 292-295 (2016).
- Lupon, E., et al. Microsurgery in low- and middle-income countries: Results of 20 years of experience in cambodia. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 98, 161-169 (2024).
- Berkane, Y., et al. Reconstruction of a complex foot defect with a chimeric triple-component osteocutaneous scip-siea free flap: A case report and literature review. Arch Plast Surg. 52 (5), 310-316 (2025).
- Albadia, R., et al. Management of a large abdominal dermatofibrosarcoma protuberans requiring a life-threatening excision: A case report. Int J Surg Case Rep. 133, 111579(2025).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Reimpresiones y permisos
