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Artículo de método

Monitorización continua de la presión arterial en roedores conscientes mediante telemetría implantable y comparación con el método del manguito de cola

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DOI:

10.3791/69652

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14 de noviembre de 2025

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

En este artículo

Resumen

Este protocolo detalla la aplicación de la telemetría implantable para la monitorización continua y fiable de la presión arterial en roedores conscientes, cubriendo la implantación quirúrgica, los cuidados postoperatorios, la adquisición de datos y la comparación con el método del manguito de cola.

Resumen

La radiotelemetría permite un monitoreo confiable y continuo de la presión arterial (PA) en roedores conscientes en condiciones fisiológicas, al tiempo que minimiza los artefactos relacionados con el operador. El transmisor implantable incluye un catéter sensible a la presión, y el procedimiento de implantación varía según la especie utilizada y el propósito del estudio. En roedores, los abordajes más comunes son la implantación a través de la arteria carótida o la aorta abdominal. El abordaje de la arteria carótida a menudo se ve favorecido por su camino directo al arco aórtico, lo que facilita la medición precisa de la presión central, mientras que el abordaje de la aorta abdominal también se utiliza ampliamente para estudios crónicos. En comparación con los métodos no invasivos como el manguito de cola, la telemetría implantable proporciona mediciones más precisas y consistentes, lo que la hace especialmente útil para estudios de hipertensión que requieren un control preciso de la PA a largo plazo. Este protocolo detalla la anestesia, las técnicas de implantación quirúrgica y los cuidados postoperatorios, así como los procedimientos para adquirir y analizar los parámetros hemodinámicos -presión arterial sistólica, diastólica y media y frecuencia cardíaca (FC)- junto con una evaluación comparativa con las mediciones del manguito de cola.

Introducción

La monitorización precisa y continua de la presión arterial (PA) en roedores conscientes es esencial para la investigación cardiovascular, especialmente en estudios de hipertensión donde los cambios hemodinámicos dinámicos requieren una medición precisa 1,2,3. Los métodos tradicionales no invasivos, como el método del manguito de cola, se utilizan ampliamente, pero están limitados por el muestreo intermitente, los artefactos relacionados con el estrés y la falta de captura de las variaciones circadianas de la PA 4,5. Estas cuestiones comprometen la precisión y la reproducibilidad, restringiendo su uso en estudios hemodinámicos a largo plazo6.

Los sistemas de radiotelemetría ofrecen mediciones de PA más precisas y consistentes. Permite la monitorización continua y de alta calidad de la PA en animales que se mueven libremente, eliminando la variabilidad de la manipulación del operador y el estrés causado por la sujeción 7,8,9,10. Este enfoque es particularmente útil en la investigación de la hipertensión, donde es importante capturar el inicio, la magnitud y la estabilidad de la elevación de la PA, así como los patrones circadianos 11,12,13. Además, la telemetría continua permite la detección de fluctuaciones transitorias durante la progresión de la enfermedad y proporciona una evaluación detallada de las intervenciones farmacológicas, ventajas que los métodos tradicionales de manguito de cola no pueden ofrecer14.

El sistema de radiotelemetría utiliza un transmisor implantable con un catéter sensible a la presión, que se coloca quirúrgicamente en sitios anatómicos elegidos según la especie y el diseño del estudio. En ratones, el catéter generalmente se inserta a través de la arteria carótida en el arco aórtico para garantizar señales estables9. Para ciertos experimentos, como estudios a largo plazo en ratones más viejos o más pesados, se puede preferir la colocación en la aorta abdominal. En ratas, la aorta abdominal es el sitio estándar para registros confiables a largo plazo15. Estas estrategias de implantación permiten la medición precisa de las presiones arterial sistólica, diastólica y media, así como de la frecuencia cardíaca (FC), lo que convierte al sistema de telemetría en una herramienta valiosa para fenotipar modelos hipertensos y evaluar intervenciones terapéuticas16.

Este protocolo describe procedimientos detallados para anestesia, implantación quirúrgica (incluidas las opciones de colocación de catéteres), atención postoperatoria y adquisición y análisis de datos, junto con una evaluación comparativa con el método del manguito de cola.

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Protocolo

Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Xi'an Jiaotong (No. XJTUAE2025-2784) y se realizaron de acuerdo con las directrices institucionales y nacionales para el cuidado y uso de animales de laboratorio. En los experimentos se utilizaron ratas macho espontáneamente hipertensas (SHR) de ocho semanas de edad y ratones C57BL/6.

1. Preparación de animales

  1. Condiciones de alojamiento: Aloje a todos los animales en habitaciones ambientalmente controladas. Mantener una temperatura ambiente de 21 °C y una humedad relativa del 60%. Establezca un ciclo de luz de 12 h / 12 h de oscuridad. Proporcionar comida de laboratorio estándar y agua ad libitum.
  2. Peso recomendado para la implantación de telemetría: Seleccione ratones que pesen entre 20 y 35 g para garantizar una longitud adecuada de implantación del catéter y adaptarse al tamaño del transmisor de telemetría (HD-X11: 33 x 33 x 14 mm; HD-S10: 42 x 42 x 18 mm). Elija ratones de 20 g o más para el cateterismo de la arteria carótida y use ratones de alrededor de 30 g para el implante de aorta abdominal. Para ratas, seleccione animales que pesen ≥ 170 g para garantizar un ajuste adecuado y minimizar las complicaciones quirúrgicas. Utilice el enfoque de implantación de aorta abdominal para ratas.
    NOTA: Este rango de peso equilibra la viabilidad quirúrgica con las consideraciones de bienestar animal para el monitoreo crónico de telemetría.

2. Preparación preoperatoria

  1. Verificación del modelo de implante de telemetría: Para ratones, use el transmisor HD-X11. Para ratas, use el transmisor HD-S10. Confirme el número de modelo y la codificación en los transmisores (Figura 1).
  2. Preparación quirúrgica aséptica: Antes de la cirugía, desinfecte bien el área quirúrgica y esterilice todos los instrumentos mediante autoclave a 121 °C durante 20 min (Figura complementaria 1A). Prepare paños estériles, solución salina quirúrgica y los reactivos necesarios (Tabla de materiales). Use el equipo de protección personal adecuado (guantes, máscara y gorro) y coloque los instrumentos en una bandeja estéril, confirmando los indicadores de esterilidad antes de su uso. Mantenga una técnica aséptica estricta durante todo el procedimiento. Después de la cirugía, asegúrese de eliminar adecuadamente los materiales contaminados y vuelva a esterilizar rápidamente los instrumentos reutilizables.
  3. Pretratamiento de transmisores
    1. Retire la tapa blanca del paquete de la bandeja de plástico transparente para abrir el paquete estéril.
    2. Levante la tapa transparente de la bandeja, inunde el canal del catéter con solución salina estéril e inmediatamente vuelva a colocar la cubierta. Evite el contacto con el transmisor o la bandeja interior para mantener la esterilidad.
    3. Deje el paquete a un lado y deje que el catéter se hidrate durante 15 minutos antes de transferirlo al campo estéril. Asegúrese de que la punta del catéter parezca uniformemente translúcida y rellena de gel. Identifique las puntas opacas o blancas como insuficientemente hidratadas y rehidrátese antes de continuar.
    4. Conserve la cubierta blanca (contiene datos de calibración) y el paquete estéril (para una posible devolución).
      NOTA: Asegure la hidratación adecuada del catéter debido a sus propiedades hidrofílicas. La implantación en un estado no hidratado hace que el catéter absorba agua de la sangre, lo que lleva a la expansión. Esta expansión da como resultado la recesión del gel y la formación de huecos en la punta del catéter, lo que aumenta el riesgo de formación de trombos.
  4. Inducción anestésica
    1. Anestesia inhalatoria: Colocar al animal en una cámara de inducción y anestesiarlo con isoflurano al 5% en oxígeno a un caudal de 0,5 L/min. Una vez perdido el reflejo de enderezamiento, transfiera al animal a una plataforma quirúrgica con temperatura controlada (37 °C) y mantenga la anestesia mediante una nariz que administre isoflurano al 2% con un flujo de oxígeno de 0,5 L / min durante todo el procedimiento17.
    2. Anestesia inyectable: Anestesiar a los ratones mediante inyección intramuscular de una mezcla de zoletil y xilacina (1:2 v/v) a una dosis de 20 μl por 20 g de peso corporal18.
    3. Use un ungüento veterinario en los ojos para prevenir la sequedad mientras está bajo anestesia.
  5. Preparación del sitio quirúrgico: Fije las extremidades con cinta adhesiva y elimine el vello del cuello con crema depilatoria, luego limpie el área. Desinfecte el sitio de la incisión con bromuro de benzalconio usando tres exfoliantes circulares, seguidos de dos exfoliantes con povidona yodada después de colocar un paño estéril.

3. Implantación quirúrgica de transmisores telemétricos

NOTA: Realice el implante quirúrgico ya sea a través de la arteria carótida o el cateterismo de la aorta abdominal (Figura 2).

  1. Implantación de arteria carótida
    1. Haga una incisión de 1-1,5 cm a lo largo de la línea media de la piel debajo del mentón y cree espacios subcutáneos bilaterales mediante disección roma.
    2. Retraiga suavemente las glándulas parótidas y submandibulares con instrumentos romos para exponer los músculos traqueales. Identifique la arteria carótida izquierda adyacente a la tráquea mediante disección roma (Figura 3A).
    3. Libere la arteria carótida de los tejidos circundantes. Diseccionar cuidadosamente el nervio vago acompañante, una hebra blanca distintiva, lejos de la pared arterial sobre un segmento de 10 mm para exponer la bifurcación.
      NOTA: Diseccionar cuidadosamente el nervio vago sin tracción para evitar el deterioro funcional, ya que es esencial para la regulación autonómica.
    4. Pase tres suturas 6-0 empapadas en solución salina y no absorbibles debajo del segmento aislado de la arteria carótida y colóquelas en las ubicaciones craneal, caudal y media, respectivamente (Figura 3B). Levante con cuidado el vaso para evitar lesiones vasculares.
    5. Coloque la sutura más anterior adyacente a la bifurcación carotídea y luego ligue firmemente el vaso con un nudo permanente. La sutura caudal proporciona una oclusión vascular temporal, mientras que la sutura media forma un bucle suelto para la estabilización del catéter después de la inserción. Levante ambos extremos de las suturas con pinzas vasculares para distender el vaso (Figura 3C).
      NOTA: La bifurcación de las arterias carótidas internas y externas sirve como un punto de referencia importante para determinar la longitud de inserción adecuada del catéter implantado.
    6. Doble la punta de una aguja de jeringa de 1 ml a unos 100° y perfore con cuidado la pared arterial cerca de la ligadura craneal. Use la aguja como guía para avanzar el catéter hacia la arteria, deslizándolo suavemente a lo largo del vaso con pinzas de sujeción del catéter (Figura complementaria 1B-C).
    7. Retire la aguja con una mano firme y reemplácela con pinzas finas para avanzar suavemente el catéter más profundamente en el vaso. Controle los marcadores de profundidad en el catéter, detenga la inserción una vez que se alcance la posición predeterminada (Figura complementaria 2A-B). Apriete la sutura central para asegurar el catéter en su lugar. Ate firmemente la sutura distal para una fijación adicional. Enrolle la sutura proximal alrededor de la parte externa del catéter y álela para evitar que se desprenda. Corte los extremos de las suturas lo más cortos posible (Figura 3D).
    8. Confirme la profundidad del catéter con el marcador y asegúrese de que llegue al arco aórtico. Verificar si hay fugas de sangre o burbujeos en el sitio de punción o alrededor del catéter. Aplique medidas correctivas inmediatamente si se produce una fuga. Tire suavemente del catéter para asegurarse de que permanezca seguro en su lugar mediante suturas o adhesivo.
    9. Con unas pinzas romas, cree una bolsa subcutánea desde la incisión hacia el flanco abdominal izquierdo. Inyecte 200 μL de solución salina precalentada (37 °C) para expandir el espacio, luego inserte el transmisor de telemetría en el bolsillo y colóquelo subcutáneamente en la región abdominal izquierda (Figura 4A-C).
    10. Opcional: Realice este paso cuando utilice implantes con electrodos de ECG (HD-X11). Coloque el cable conductor de ECG incoloro por vía subcutánea sobre el músculo pectoral derecho y asegure el cable conductor rojo en el espacio subcutáneo inferior del abdomen izquierdo. Cierre la incisión con suturas interrumpidas para evitar la dehiscencia de la herida (Figura 4D-E).
      NOTA: El procedimiento que se muestra se realizó en un animal sacrificado. Todas las cirugías de supervivencia se llevaron a cabo bajo estrictas condiciones asépticas con paños estériles para garantizar el bienestar animal y el éxito experimental.
    11. Mantenga la incisión cerrada limpia y asegurada. Verifique si hay sangrado subcutáneo activo, como hinchazón rápida, formación de hematomas o sangre que se filtra a través de la línea de sutura.
  2. Implantación de aorta abdominal
    1. Coloque al animal en decúbito supino con la cabeza alejada del cirujano.
    2. Realice una incisión en la piel abdominal de 3-4 cm en la línea media, seguida de una disección roma entre la piel y la pared abdominal.
    3. Haga una incisión en la línea alba a lo largo de la línea media y retraiga suavemente los intestinos con una gasa húmeda para exponer el espacio retroperitoneal.
    4. Identifique la aorta abdominal pulsátil adyacente a la vena cava inferior, luego diseccione cuidadosamente la grasa / tejido conectivo circundante con hisopos de algodón para exponer el segmento aórtico desde la vena renal izquierda (superior) hasta la bifurcación ilíaca (inferior), limpiando todo el tejido de la superficie ventral (Figura 5A).
      NOTA: La vena renal izquierda que cruza la superficie aórtica ventral sirve como punto de referencia crítico para la movilización aórtica proximal.
    5. Pase dos suturas 4-0 no absorbibles humedecidas con solución salina debajo de la aorta abdominal aislada. Coloque la sutura craneal en el cruce venoso renal izquierdo y la sutura caudal en la bifurcación ilíaca. Apriete temporalmente ambas suturas para ocluir el flujo sanguíneo (Figura 5B).
    6. Doble la punta de una aguja de jeringa de 5 ml a aproximadamente 100°, luego perfore la pared aórtica justo debajo de la arteria mesentérica caudal con cuidado. Usando la aguja como guía, avance el catéter hacia la aorta a través del sitio de entrada con pinzas especializadas que sujetan el catéter, deslizándolo suavemente rostral a lo largo del vaso.
    7. Retire la aguja y avance con cuidado el catéter cranealmente hasta que su punta distal encuentre una ligera resistencia en la sutura de oclusión anterior (Figura 5C y Figura complementaria 2C-D).
    8. Aplique una gota de adhesivo tisular en el sitio de entrada del catéter y deje que se cure durante 30 s. Suelte gradualmente la sutura de tracción caudal mientras monitorea de cerca cualquier sangrado en el sitio de inserción (Figura complementaria 3A). Confirme que la punta del catéter esté colocada cranealmente a la vena renal izquierda.
    9. Prepare un parche de membrana fibrosa de 5 mm x 3 mm y colóquelo sobre el sitio de inserción del catéter (Figura complementaria 3B), luego asegúrelo con adhesivo biocompatible para estabilizar el catéter (Figura 5D).
    10. Bajo una visualización clara, verifique si hay fugas de sangre activas desde el sitio de punción o alrededor del catéter. Deténgase inmediatamente si se produce burbujeo o filtración y aplique medidas correctivas. Tire suavemente del catéter para asegurarse de que permanezca seguro en su lugar mediante las suturas y/o el adhesivo.
      NOTA: Cuando realice procedimientos en animales hipertensos, comience con pinzas atraumáticas. Restaure la presión gradualmente utilizando un protocolo de liberación de pinza por etapas: suelte primero la pinza distal para probar el sello a baja presión, luego suelte la pinza proximal solo después de confirmar la hemostasia.
    11. Retire toda la gasa abdominal y vuelva a colocar suavemente los intestinos. Enjuague la cavidad abdominal con solución salina precalentada (37 °C) y luego confirme la hemostasia en el sitio de entrada del catéter.
    12. Coloque el transmisor intraabdominalmente entre las asas intestinales y asegúrelo al peritoneo parietal usando suturas no absorbibles 6-0 (Figura 6A).
    13. Opcional: Realice este paso cuando utilice implantes con electrodos de ECG (HD-X11). Inserte una aguja de 18 G a través de la pared abdominal cerca de la incisión lateral derecha (lado derecho del animal) en la cavidad peritoneal, evitando los órganos internos. Pase el cable negativo (catéter transparente) a través de la aguja y exteriorícelo desde el abdomen. Retire la aguja mientras mantiene la posición de plomo. Repita el procedimiento en el lado opuesto para exteriorizar el cable positivo (catéter rojo) (Figura 6B-C).
    14. Cierre de la pared abdominal: Sutura la pared abdominal usando un patrón interrumpido simple con suturas no absorbibles 5-0 o 6-0.
    15. Preparación y colocación de cables: Recorte el exceso de longitud de los cables, dejando una pequeña bobina; Retire ~ 1 cm de silicona terminal para exponer los cables y asegure el tubo con suturas 5-0 / 6-0. Tuneliza el cable positivo a la costilla caudal izquierda y el cable negativo al músculo pectoral derecho, anclando cada uno con suturas de estancia (Figura 6D).
    16. Cierre la incisión con suturas interrumpidas para evitar la dehiscencia de la herida (Figura 6E).
      NOTA: Este estudio realiza el procedimiento en un animal sacrificado para demostración. Realice todas las cirugías de supervivencia en estrictas condiciones asépticas con paños estériles para garantizar el bienestar animal y el éxito del procedimiento.

4. Recuperación quirúrgica

  1. Terminación de la anestesia: Suspenda la anestesia con gas y retire el aparato de administración. Transfiera al animal a una almohadilla térmica a 37 ° C para mantener la normotermia hasta que se reanude por completo el movimiento espontáneo. No deje al animal desatendido hasta que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la decúbito esternal.
  2. Analgesia postoperatoria: Administrar meloxicam por vía subcutánea a 5 mg/kg de peso corporal para el alivio del dolor postoperatorio 19,20,21,22.
    NOTA: Para prevenir el dolor de manera proactiva, se puede administrar analgesia preventiva antes de la cirugía.
  3. Monitoreo de recuperación: Monitoree sistemáticamente a los ratones para detectar dolor e infección después de la cirugía. Evalúe el dolor espontáneo utilizando la Escala de muecas de ratón (MGS) calificando el estiramiento orbital, la protuberancia de la nariz, la protuberancia de las mejillas, la posición de las orejas y el cambio de bigotes. Registre las observaciones clínicas diarias, incluida la pérdida de peso, la reducción de la ingesta de alimentos o agua, la postura encorvada, la piloerección, la disminución de la actividad y el aislamiento social. Examine el sitio quirúrgico diariamente para detectar enrojecimiento, hinchazón, calor o secreción (Tabla complementaria 1). Administre analgésicos o consulte a un veterinario de acuerdo con los criterios de valoración humanitarios predefinidos si se observa un comportamiento o apariencia anormal 23,24,25,26,27. Después de la recuperación completa (generalmente 10 días después de la cirugía), aloje individualmente a los ratones en jaulas estándar en placas receptoras de telemetría para la adquisición continua de datos.

5. Registro y análisis de datos

  1. Implantación y funcionamiento del transmisor: Controle el transmisor implantable utilizando un imán potente para encenderlo o apagarlo. Confirme la activación exitosa verificando la presencia de una señal audible en una radio FM cercana.
  2. Configuración del transmisor y adquisición de datos
    1. Adquirir datos utilizando el software (Ponemah v5.00). Consulte el Archivo complementario 1 para conocer las opciones de configuración.
    2. Abra Ponemah v5.00, cree un nuevo experimento o abra uno existente. Vaya a Configuración > Hardware y haga clic en Editar configuración de APR para seleccionar un receptor vacío.
    3. Abra Hardware > Editar configuración MX2 para conectar el implante. Seleccione el receptor asociado con el implante y configure los siguientes parámetros: nombre, modelo de implante, tipo de señal, frecuencia de muestreo y número de serie.
    4. Haga clic en Buscar implante HD. Active el implante con un imán y colóquelo en la placa de detección designada hasta que el sistema reconozca la señal. Haga clic en Guardar para confirmar.
    5. Configure los detalles del sujeto estableciendo el nombre del sujeto, el sexo y la especie, luego seleccione los elementos de detección correspondientes al tipo de implante.
    6. Seleccione Transmisor(es) de destino, haga clic y elija Botón de reproducción (símbolo inicial del triángulo) para iniciar la adquisición de señal. Haga clic en Aceptar para confirmar.
    7. Haga clic en el botón Pausa para finalizar la grabación.
    8. Para la recolección de datos experimentales, muestree de acuerdo con los requisitos experimentales.
  3. Análisis de datos
    1. Cargar datos de telemetría. En el software, vaya a Archivo > cargar datos. Seleccione Parámetros de destino. Elija Transmisores de la Lista de formularios y establezca el marco de tiempo de análisis de acuerdo con las horas de inicio / parada registradas.
    2. Determinar el desplazamiento de PA: Extraiga los datos del período de 30 minutos anterior a la finalización del muestreo. Calcule e informe valores como Media ± SEM.
    3. Exporta parámetros cardiovasculares, incluyendo presión del pulso, PA sistólica (PAS), PA diastólica (PAD), presión arterial media (PAM), FC y recuentos de actividad (Figura 7A). Utilice el método del manguito de cola 5,6,28 (Archivo complementario 2) para medir la PA en ratones mediante el principio de registro de presión volumétrica (VPR) y generar curvas de presión para el análisis (Figura 7B).
    4. Análisis estadístico: exprese los datos como media ± SEM. Realice análisis estadísticos utilizando GraphPad Prism 8.0. Evaluar las diferencias entre las medias de los grupos con una prueba t de Student no pareada, y analizar los datos continuos de 24 h mediante ANOVA de dos vías seguido de la prueba post hoc de Bonferroni. Se considera que un valor p < 0,05 indica significación estadística.

6. Recuperación de transmisores

  1. Eutanasia al animal utilizando técnicas estándar. No use luxación cervical, ya que puede dañar el catéter.
  2. Incida el bolsillo subcutáneo que contiene el transmisor con unas tijeras quirúrgicas finas. Comience en el extremo caudal del bolsillo y extienda la incisión cranealmente, evitando el contacto con el catéter. Retire el transmisor del bolsillo y continúe la incisión cranealmente hacia la región ventral del cuello, teniendo cuidado de no dañar el catéter.
  3. Libere el catéter de todo el tejido conectivo. Levante suavemente el transmisor y colóquelo en el campo quirúrgico cerca de la cabeza del animal para evitar la transección accidental del catéter.
  4. Haga una incisión abdominal en la línea media con unas tijeras quirúrgicas finas y extiéndala cranealmente para seccionar el diafragma y el esternón. Cree incisiones bilaterales a través de la caja torácica lateral para exponer completamente la cavidad torácica.
  5. Identifica el corazón. Diseccionar y extirpar cuidadosamente la glándula del timo, que aparece como tejido blanco, para visualizar el arco aórtico. Agarre solo el timo durante la disección para evitar dañar los vasos subyacentes, ya que el catéter se encuentra dentro del arco aórtico debajo del timo.
  6. Localice el arco aórtico después de la extirpación del timo. Aíslelo suavemente de los tejidos circundantes y coloque fórceps de punta fina debajo del arco para ubicar la punta del catéter. Haga una incisión en el arco aórtico en este sitio para exponer la punta del catéter, teniendo cuidado de no dañar el catéter.
  7. Trace la punta del catéter y haga una incisión cuidadosa de la aorta retrógrada hacia la arteria carótida común hasta el sitio de sutura de ligadura. Corte suavemente el nudo de sutura para exponer el punto de inserción y recuperar todo el catéter.

7. Limpieza in situ y reesterilización de transmisores

  1. Eliminación de tejido y residuos: Preparar una solución de Tergazyme al 1%. Remoje el transmisor en la solución durante 24 h para eliminar la sangre, las proteínas séricas y los restos de tejido. Enjuague bien con agua corriente.
  2. Descontaminación: Trabaje bajo una campana extractora. Sumerja el transmisor en glutaraldehído dentro de un tubo de centrífuga sellado de 50 ml durante 24 h. Enjuague bien con solución salina estéril y guárdelo en un paquete estéril.

8. Preparación de jeringas Regel y llenado del catéter

  1. Use guantes limpios. Purgue el aire de la jeringa extrayendo una pequeña cantidad de gel de la punta de la aguja.
  2. Para HD-S10, inserte la punta de la aguja en el catéter sin tocar sus bordes. Avanza por debajo de la superficie de cualquier material residual. Inyecte gel bajo presión suave mientras retira lentamente la aguja hasta que la punta esté completamente llena y libre de burbujas o residuos.
  3. Para HD-X11, evite la inserción de la aguja. Coloque una pequeña gota de gel sobre una superficie estéril. Comprima suavemente el bulbo del catéter para expulsar aire o trombos. Entra en contacto con el orificio con la gota de gel. Soltar para permitir el llenado retrógrado a través de la acción capilar y la presión negativa.

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Resultados

Registro telemétrico continuo de PA y FC en ratones C57BL/6
Los ratones machos C57BL/6 de ocho semanas de edad fueron asignados al azar para someterse a la implantación del transmisor mediante canulación de la arteria carótida (CAC) o canulación de la aorta abdominal (AAC). Después de 10 días de recuperación, se registró la PA basal. La monitorización continua de 24 h confirmó señales estables y fiables con el ritmo circadiano esperado, mostrando valores nocturnos ligeramente superiores a los diurnos....

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Discusión

Pasos críticos dentro del protocolo
La telemetría implantable es ampliamente reconocida como el estándar de oro para la monitorización cardiovascular continua y de alta fidelidad en roedores conscientes que se mueven libremente 31,32. Un paso crítico es la selección del sitio de implantación del catéter, ya sea la arteria carótida o la aorta abdominal, en función de los objetivos experimentales. El implante de...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por la Fundación de Ciencias Naturales de China (subvención 82230012, 81830015 a N. Wang, subvención 91939108, 82570478 a L. Xiao).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Referencia de presión ambiente APR-1Ciencias de Datos Internacional (DSI)La Referencia de Presión Ambiente APR-1 es un componente obligatorio de cada sistema de telemetría DSI donde se monitorizan las mediciones de presión para compensar dinámicamente los efectos que el cambio en la presión barométrica tiene sobre las mediciones absolutas (relativas al vacío) realizadas por los implantes de telemetría
Kit de parche de celulosaCiencias de Datos Internacional (DSI)370-0036-001
GlutaraldehídoMetriCide89132-856
Pinza Graefe curvada, con dientesCiencias de Datos Internacional (DSI)11054-10
Implante (HD-S10)Ciencias de Datos Internacional (DSI)825969
Implante (HD-S10)Ciencias de Datos Internacional (DSI)910265
Implante (HD-X11)Ciencias de Datos Internacional (DSI)1315981
Implante (HD-X11)Ciencias de Datos Internacional (DSI)1315986
isofluranoCiencias de la Vida RWDR510-22-10
Lexar-Tijeras para bebés-rectas, 10 cmCiencias de Datos Internacional (DSI)14078-10
Matrix 2.0 (MX2) Ciencias de Datos Internacional (DSI)La Matriz 2.0 (MX2) gestiona la comunicación entre los implantes de telemetría HD de PhysioTel y PhysioTel y el ordenador de adquisición.
Caja de instrumentos de MoriaCiencias de Datos Internacional (DSI)20311-21
Solución salina normalKelong PharmaceuticalC1250213B1
Soporte de agujas Olsen-Hegar - extra delicadoCiencias de Datos Internacional (DSI)12002-12
Pentobarbital sódicoSigma-AldrichP3761
Receptores RPC-1Ciencias de Datos Internacional (DSI)34668El receptor RPC-1 se utiliza principalmente para monitorizar animales alojados en jaulas de plástico que pueden colocarse encima del receptor. El receptor RPC-1 proporciona una recepción fiable de los datos transmitidos mediante telemetría digital y cuenta con dos antenas receptoras orientadas en ángulo recto para minimizar las caídas debido a la direccionalidad del patrón de transmisión.
Receptores RPC-1Ciencias de Datos Internacional (DSI)34669
TergazymeSigma-AldrichZ273287
Pinzas de canulación del vaso, 11 cm de longitudCiencias de Datos Internacional (DSI)00608-11
Dilatador del vaso: punta inclinada de 45 grados, 13,5 cm de largoCiencias de Datos Internacional (DSI)00276-13
Adhesivo de tejido VetbondMinnesota Mining and Manufacturing Company (3M)1469SB
Xylazine 20Sigma-AldrichX1251
Zoletil 50Laboratorios Virbac

Referencias

  1. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Montani, J. P. Characteristics of 24 h telemetered blood pressure in enos-knockout and c57bl/6j control mice. J Physiol. 549 (Pt 1), 313-325 (2003).
  2. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  3. Morgan, T. O., et al. Cardiac hypertrophy depends upon sleep blood pressure: A study in rats. J Hypertens. 18 (4), 445-451 (2000).
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