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El protocolo del estudio con animales fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Médica de Chongqing (IACUC-CQMU-2025-10073).
Preparación de fracción enriquecida con lactona sesquiterpeno (SLEL)
Materiales medicinales secos de Eupatorium lindleyanum DC. fueron pulverizados y sometidos a extracción por reflujo dos veces con etanol al 70% (v/v) bajo presión reducida. Cada extracción se realizó con una proporción disolvente-material de 10:1 (v/w) durante 2 horas. Los extractos combinados se filtraron, se concentraron a presión reducida a ≤60 °C y posteriormente se liofilizaron al vacío para obtener el polvo de extracto de etanol crudo.
El extracto seco se disolvió completamente en agua destilada (concentración final: 100 mg/mL) y se sometió secuencialmente a cromatografía de resina de poliamida, seguida de cromatografía con resina de adsorción macroporosa D101 para enriquecer lactonas sesquiterpenas. Tras alcanzar el equilibrio de adsorción, la resina D101 se lavaba con agua destilada para eliminar impurezas polares y luego se eluía con etanol anhidro. Tras la elución por etanol, la fracción recolectada se concentraba a presión reducida y se liofilizaba para producir la fracción SLEL, que se almacenaba a −20 °C hasta su uso.
La separación se logró en una plataforma UPLC que empleaba un sistema binario de fase móvil de acetonitrilo y ácido fórmico al 0,1% (v/v) en agua. El programa de gradiente consistía en una retención isocrática inicial de 25 minutos con bajo contenido orgánico, una rampa lineal corta al 70% de acetonitrilo, una fase de alto escalón orgánico al 90% de acetonitrilo y un paso final de equilibrio que regresaba a las condiciones iniciales. El sistema operaba a 0,25 mL·min⁻1 con una temperatura de columna de 35 °C y un volumen de inyección de 0,1 μL (Figura suplementaria S1).
Animales
En este estudio se utilizaron un total de 36 ratas machos de Sprague–Dawley (200 ± 20 g) y 36 ratones BALB/c machos (20 ± 2 g). Los animales fueron alojados bajo condiciones estandarizadas (22 ± 2 °C, 55 ± 5% de humedad, 12 horas de ciclo luz/oscuridad) con libre acceso a comida y agua. Los animales se aclimataron durante 7 días antes de la experimentación y se monitorizaron diariamente para su salud general. Se realizaron todos los procedimientos para minimizar el sufrimiento animal y se aplicó anestesia antes de la recogida de sangre y la extracción de tejidos.
Edema del oído inducido por xileno en ratones
El modelo de edema del oído del ratón se estableció como se describióanteriormente 9. Tras la aclimatación, los ratones se asignaron aleatoriamente en seis grupos (n = 6 por grupo): control (CG), modelo (MG), dexametasona (DEX, 10 mg/kg) y SLEL en dosis baja (75 mg/kg), dosis media (150 mg/kg) y dosis alta (300 mg/kg). Todos los tratamientos se administraron con gavage oral una vez al día durante 7 días consecutivos (volumen dosificado final: 10 mL/kg). A las 1,5 horas de la administración final, se indujo inflamación aplicando 30 μL de xileno de forma uniforme en ambas superficies del oído derecho, excepto en el grupo de control. Treinta minutos después, se anestesió a los ratones, se recogieron muestras de sangre y se obtuvieron puñezones circulares de 8 mm en las orejas desde posiciones anatómicas idénticas de ambas orejas.
Edema de las patas inducido por carragenina en ratas
El modelo de edema de pata de rata se estableció usando carragenina, como se describióanteriormente 10. Las ratas fueron asignadas aleatoriamente a seis grupos (n = 6 por grupo): CG, MG, DEX (5 mg/kg) y SLEL de baja dosis (50 mg/kg), dosis media (100 mg/kg) y dosis altas (200 mg/kg). Los tratamientos se administraron por vía oral una vez al día durante 7 días (10 mL/kg). Se midieron los volúmenes basales de las patas antes de la dosis final. Treinta minutos después de la última administración, se inyectó 0,1 mL de solución de carragenina al 1% (p/v) de forma subcutánea en la superficie plantar de la pata trasera derecha. Los volúmenes de las patas se midieron a 1, 2, 3 y 4 horas tras la inyección usando un pletismómetro. El edema de la pata se calculó como:
Edema de la pata (%) = (Vt − V0) / V0 × 100%
Examen histológico
Se recogieron tejidos de oído y pata inmediatamente después de las evaluaciones funcionales. Los tejidos se fijaron en formalina amortiguada al 10% de neutro durante 72 horas a temperatura ambiente, incrustados en parafina, seccionados (5 μm) y teñidos con H&E según los protocolosestándar 11.
Ensayo inmunoenzimático ligado a enzimas (ELISA)
Se obtuvieron muestras de suero mediante centrifugación a 3.000 × g durante 10 minutos a 4 °C. Los niveles de TNF-α, IL-6 e IL-1β se cuantificaron utilizando kits ELISA disponibles comercialmente según protocolos estándar.
Análisis de Western blot
Se prepararon extractos de proteína total a partir de tejidos de oído y pata utilizando tampón de lisis RIPA suplementado con inhibidores de proteasa e fosfatasa. Las concentraciones de proteínas se cuantificaron mediante un ensayo de BCA, y se resolvieron cantidades iguales de proteína (30 μg por muestra) mediante SDS-PAGE y se transfirieron a las membranas de PVDF. Las membranas se bloquearon con leche desnatada al 5% durante 1 hora a temperatura ambiente, seguida de incubación con anticuerpos primarios a 4 °C durante la noche y anticuerpos secundarios conjugados con HRP durante 1 hora a temperatura ambiente. Se detectaron bandas inmunorreactivas utilizando quimioluminiscencia mejorada y se cuantificaron con el software ImageJ.
PCR cuantitativa en tiempo real (qRT-PCR)
El ARN total se aisló de los tejidos del oído y las patas utilizando el reactivo de extracción de ARN que aparece en la Tabla de Materiales. Un microgramo de ARN total fue transcrito inversamente en ADNc utilizando un kit comercial de transcripción inversa según las instrucciones del fabricante. La PCR cuantitativa se realizó utilizando la química SYBR Green con cebadores específicos de genes (Tabla 1) en un volumen de reacción de 10 μL bajo un protocolo de amplificación en dos pasos. Las condiciones detalladas de transcripción inversa y los parámetros del ciclo de PCR se proporcionan en la sección de Protocolo. Los niveles relativos de transcripción se calcularon utilizando el método 2⁻ΔΔCT , utilizando el Gapdh como gen de referencia interno.
Análisis de datos y estadística
Los datos se expresan como media ± DS. Las comparaciones estadísticas entre dos grupos se realizaron utilizando un test t de Student no emparejado, mientras que se aplicó ANOVA unidireccional para análisis que involucraron a más de dos grupos. La significación estadística se definió como p < 0,05. La significación se indica como # p < 0,05 y ## p < 0,01 frente al grupo de control (CG), y * p < 0,05 y ** p < 0,01 frente al grupo modelo (MG).