Artículo de método

Aislamiento de cardiomiocitos ventriculares a partir de un modelo murino de cardiotoxicidad por doxorrubicina

DOI:

10.3791/70411

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27 de febrero de 2026

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1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

En este artículo

Resumen

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Este protocolo describe un método reproducible y libre de Langendorff para aislar cardiomiocitos ventriculares adultos de ratón viables a partir de un modelo de cardiotoxicidad inducido por doxorubicina. Emplea perfusión antecígrada directa del ventrículo izquierdo seguida de una digestión enzimática controlada para obtener miocitos en forma de bastone, tolerantes al calcio, adecuados para análisis estructurales, moleculares y funcionales.

Resumen

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La doxorubicina (DOX) es un fármaco quimioterapéutico eficaz cuya aplicación clínica está limitada por una cardiotoxicidad progresiva y dependiente de la dosis que afecta predominantemente al miocardio ventricular. Estudiar los mecanismos de lesión celular en este contexto requiere un aislamiento fiable de los cardiomiocitos adultos, un proceso que es técnicamente complicado en corazones enfermos o estructuralmente frágiles. Aquí describimos un protocolo simplificado y reproducible libre de Langendorff para aislar cardiomiocitos ventriculares funcionales de ratones con cardiotoxicidad inducida por DOX. Tras establecer el modelo DOX en ratones C57BL/6, el corazón se extirpa rápidamente y la aorta se pinza ex vivo. La perfusión antepágrada no recirculante se realiza directamente a través del ventrículo izquierdo utilizando amortiguadores libres de calcio y que contienen enzimas. La disociación mecánica suave del tejido ventricular digerido produce cardiomiocitos individuales, seguida de una reintroducción controlada del calcio para restaurar la tolerancia al calcio. Este método proporciona cardiomiocitos viables y de alta calidad en forma de bastón compatibles con ensayos posteriores, incluyendo inmunofluorescencia, análisis de organización de sarcómeros, detección de apoptosis y estudios de señalización molecular. Al eliminar la necesidad de equipos especializados de perfusión Langendorff, este protocolo ofrece una solución accesible y de alto rendimiento para laboratorios que investigan los mecanismos de la lesión cardíaca inducida por DOX.

Introducción

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La doxorubicina (DOX) es un potente agente quimioterapéutico de antraciclina, pero su utilidad clínica está limitada por una cardiotoxicidad acumulada que puede progresar hacia miocardiopatía dilatada e insuficienciacardíaca 1,2. La apoptosis cardiomiocytaria es un proceso patogénico clave en estatoxicidad 3,4,5, y estudiar estos eventos celulares requiere acceso fiable a cardiomiocitos funcionales en adultos derivados de corazones lesionados por DOX. Sin embargo, la exposición a DOX hace que los cardiomiocitos sean estructuralmente frágiles y metabólicamentecomprometidos 6, aumentando considerablemente su susceptibilidad al estrés enzimático y mecánico durante el aislamiento y resultando en baja viabilidad. En la literatura más amplia, la perfusión de Langendorff sigue siendo el método predominante para el aislamiento de cardiomiocitosen adultos 7. Sin embargo, presenta limitaciones notables cuando se aplica a miocardio dañado. El método exige hardware especializado, canulación aórtica precisa y una considerable competencia técnica; en los corazones tratados con DOX, la tensión mecánica adicional introducida durante la perfusión de Langendorff puede agravar aún más la lesión celular, produciendo resultados inconsistentes y a menudosubóptimos.

Para superar estos desafíos, establecimos un protocolo simplificado y accesible para aislar los cardiomiocitos ventriculares adultos tolerantes al calcio a partir de un modelo murino con cardiotoxicidad aguda inducida porDOX 9. Al eliminar la necesidad de la perfusión convencional de Langendorff e implementar en su lugar una perfusión antetógrada ex vivo controlada directamente a través del ventrículo izquierdo, este método minimiza la exposición isquémica y reduce la manipulación mecánica del miocardio. Se espera que estas características mejoren la consistencia del procedimiento y aumenten la supervivencia de cardiomiocitos vulnerables derivados de corazonescomprometidos 7,10.

El enfoque actual se basa en los avances emergentes en el aislamiento de cardiomiocitos libres de Langendorff, extendiendo estos conceptos a las células ventriculares adultas, que requieren preservar la arquitectura contráctil madura y las propiedades de manejo del calcio, características que no están adecuadamente respaldadas por métodos de digestión simplificados desarrollados principalmente para corazonesneonatales 11,12. Por tanto, este protocolo ofrece una alternativa práctica y reproducible para laboratorios que carecen de sistemas especializados de perfusión. Los cardiomiocitos aislados conservan su integridad estructural y son bien adecuados para diversas aplicaciones posteriores, incluyendo análisis de sarcómeros, imágenes de inmunofluorescencia y estudios de señalización por apoptosis, lo que permite una investigación mecánica directa de la lesión cardíaca inducida por DOX en un contexto fisiológicamente relevante. En conjunto, este protocolo aborda una necesidad crítica no satisfecha de aislar cardiomiocitos viables de los corazones lesionados por DOX.

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Protocolo

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Todos los procedimientos con animales se llevaron a cabo conforme a las directrices institucionales y nacionales para el cuidado y uso de animales de laboratorio y fueron revisados y aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso Animal de la Universidad Jiaotong de Xi'an (Aprobación nº XJTUAE2022-1441). Los consumibles, reactivos y equipos utilizados se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Establecimiento del modelo de cardiotoxicidad aguda inducida por DOX en ratones C57BL/6

  1. Preparación animal: Utiliza machos C57BL/6 ratones de 8-12 semanas (24-28 g). Animales domésticos en condiciones estándar, con un ciclo de 12 horas de luz/oscuridad y acceso improvisado a comida y agua. Asignar aleatoriamente los ratones a grupos de control tratados con DOX o con solución salina (n = 3 por grupo).
  2. Administración DOX
    1. Prepara una solución DOX fresca a 1,5 mg/mL en solución salina estéril. Protege la solución de la luz envolviendo el recipiente con papel de aluminio.
    2. Pesa cada ratón y calcula el volumen de inyección para una dosis intraperitoneal (i.p.) de 15 mg/kg 13,14.
    3. Sujeta al ratón con cuidado y administra la solución DOX mediante inyección intraperitoneal. Devuelve al ratón a su jaula y procede según el calendario experimental.
      PRECAUCIÓN: DOX es un agente citotóxico. Lleva el equipo de protección personal adecuado (bata de laboratorio, guantes, protección ocular) y maneja el reactivo en un área designada para la seguridad química.
  3. Cronología y monitorización: Vigila a diario a los ratones para comprobar la salud y el comportamiento general. Registra el peso corporal día sí, día no. Realiza el aislamiento de cardiomiocitos 7 días después de la inyección de DOX.

2. Preparación de soluciones y herramientas quirúrgicas para el aislamiento de cardiomiocitos

  1. Preparación del tampón: Véase la Tabla Suplementaria 1 para los métodos detallados de preparación de estas soluciones.
    1. Prepara el tampón de perfusión y el tampón EDTA. Ajusta el pH de todas las soluciones a 7,4 usando NaOH.
    2. Preparar una solución digestiva enzimática que contenga colagénasa tipo II, colagenasa tipo IV y proteasa XIV con tampón de perfusión.
    3. Prepara la parada del tampón suplementando el tampón de perfusión con suero fetal bovino (FBS) al 5%.
    4. Prepara un medio de cultivo completo añadiendo albúmina sérica bovina (BSA) al 0,1%, insulina-transferrina-selenio (ITS), 10 mM de 2,3-butanediona monoxima (BDM), concentrado lipídico y penicilina/estreptomicina (P/S) al medio M199.
    5. Preparar los tampones de reintroducción de calcio añadiendo medio de cultivo completo al tampón de perfusión a concentraciones finales de calcio de 0,34 mM, 0,68 mM y 1,02 mM, respectivamente.
      NOTA: Preparar todas las soluciones en condiciones estériles utilizando filtración a 0,22 μm. Conserva las soluciones a 4 °C, protegidas de la luz, durante hasta dos semanas. Para aislar un corazón de ratón, prepare 50 mL de tampón de EDTA, 100 mL de tampón de perfusión (60 mL para la solución de colagénasa, 10 mL para el tampón de parada, resto para perfusión y sedimentación gravitatoria), 60 mL de tampón de colagénasa y 10 mL de tampón de parada.
  2. Preparación de la herramienta quirúrgica: Esteriliza todos los instrumentos quirúrgicos mediante autoclave antes del procedimiento. Colocar las siguientes herramientas secuencialmente en la zona quirúrgica: tijeras finas, tijeras curvas, pinzas, pinzas hemostáticas curvas (Figura 1A) y bomba de jeringuilla (Figura 1B).

3. Aislamiento de cardiomiocitos de los corazones tratados con DOX

NOTA: Una visión general esquemática del procedimiento de aislamiento de cardiomiocitos se muestra en la Figura 2. Después de confirmar que todos los instrumentos, equipos y soluciones quirúrgicos están listos, comienza el aislamiento.

  1. Pinzamiento aórtico y excisión del corazón
    1. Anestesiar al ratón con isoflurano al 3% y confirmar la anestesia comprobando la falta de respuesta ante un pellizcoen el dedo del pie 15.
    2. Sujeta al ratón en posición supina sobre la tabla de disección.
    3. Haz una incisión en la línea media de la piel y la pared torácica para exponer el corazón, y corta la aorta descendente.
    4. Perfundir 7 mL de tampón EDTA a un ritmo controlado y constante en la base del ventrículo derecho durante aproximadamente 1 minuto para extraer sangre rápidamente de los ventrículos, minimizando la exposición isquémica y preservando la integridad estructural cardíaca, especialmente en corazones frágiles con lesiones por DOX (Figura 2A).
    5. Clampar rápidamente la aorta ascendente (Figura 2B), extirpar el corazón y transfiererlo inmediatamente a una placa de 100 mm que contenga un tampón EDTA helado.
      NOTA: El tiempo total desde la toracotomía hasta la transferencia cardíaca se mantiene idealmente por debajo de 2 minutos para minimizar la isquemia.
  2. Montaje de perfusión
    1. Recorta cuidadosamente el tejido circundante.
    2. Coloca el corazón en una bandeja de disección que contiene un tampón de perfusión helado.
    3. Perfundir 10 mL de buffer EDTA de forma constante a través del vértice del ventrículo izquierdo usando una aguja permanente durante 6 minutos para desestabilizar las conexiones extracelulares.
    4. Transfiere el corazón a otra antena de 100 mm y elimina el EDTA residual de las cámaras cardíacas perfundiendo 3 mL de buffer de perfusión a través del mismo catéter durante 2 minutos.
      NOTA: Observar la inflamación cardíaca durante la perfusión y asegurar la aorta con fórceps hemostáticos curvados para establecer un sistema de perfusión cerrado. Controla cuidadosamente la velocidad y presión de perfusión para evitar una fuerza hidrostática excesiva y minimizar el riesgo de rotura del auricular izquierdo.
  3. Digestión enzimática
    1. Transfiere el corazón extirpado a una placa de 100 mm que contenga 5 mL de solución digestiva enzimática.
    2. Conecta la aguja que permanece a una jeringuilla de 20 mL llena con la solución digestiva enzimática y fija la aguja de forma segura a la superficie del armario de bioseguridad usando cinta indicadora de esterilización.
    3. Coloque la jeringuilla en una bomba de microinyección e inicie la perfusión a una velocidad controlada de 3 min/mL (Figura 2C).
    4. Perfundir el corazón a través del ventrículo izquierdo con la solución enzimática durante 60-90 minutos hasta lograr la digestión completa, lo que indica una pérdida total de elasticidad tisular y una coloración pálida de la superficie ventricular (Figura 2D). Si se observa una digestión incompleta tras la perfusión inicial, administre entre 15 y 20 mL adicionales de solución enzimática para continuar la digestión.
      NOTA: Evitar que la aguja se desprenda durante los cambios de jeringuilla; si se desprende, reinserta en el sitio original del ventrículo izquierdo para preservar el camino de perfusión.
  4. Disociación tisular
    1. Transfiere el corazón digerido a una bandeja de 60 mm que contenga 5 mL de tampón de parada.
    2. Rasga el tejido ventricular en pequeños trozos usando pinzas finas (Figura 2E).
    3. Triturar suavemente la suspensión del tejido ventricular con una pipeta de 5 mL para disociar los cardiomiocitos individuales (Figura 2F).
    4. Filtrar la suspensión celular a través de un colador de 100 μm para eliminar grandes fragmentos de tejido.
    5. Enjuaga el colador con 5 mL adicionales de tampón de parada para maximizar el rendimiento de la celda.
      NOTA: Realiza todos los pasos de trituración con delicadeza y limita el pipeteo a no más de 50 repeticiones para evitar daños mecánicos en los cardiomiocitos.
  5. Reintroducción de calcio
    NOTA: Permitir que los cardiomiocitos pasen por 3-4 periodos secuenciales de sedimentación gravitatoria de 15 minutos en tubos centrífugos de 15 mL (Figura 2G). Tras cada sedimentación, retirar cuidadosamente el 80% del sobrenadante y volver a suspender el pellet en 3 mL del posterior tampón de reintroducción de calcio. Aumenta progresivamente la concentración de calcio utilizando las soluciones de gradiente preparadas en cadapaso 16.
  6. Recuento de células y recubrimiento
    1. Cuantifique la densidad celular usando un hemocitómetro y calcule la proporción de miocococitos en forma de bastones frente a losredondeados 1,9 (Figura 2H).
    2. Placa 1-5 × 105 celdas en medio de chapado en placas de 6 pozos prerecubiertas con laminina (10 μg/mL) durante 1 hora a 37 °C y lavadas con solución salina tamponada con fosfato (PBS). Prepara los platos con un día de antelación y guárdalos a 4 °C si es necesario. Cambia el medio a un medio fresco y precalentado después de 1 hora y cada 48 horas después.
      NOTA: El protocolo puede pausar después del paso 3.6. Las células pueden mantenerse en cultivo a corto plazo hasta 6 horas para experimentos inmediatos.

4. Evaluación de la integridad estructural de los cardiomiocitos mediante inmunotinción

  1. Fija las células con paraformaldehído al 4% durante 15 minutos a temperatura ambiente.
  2. Lava las células tres veces con PBS, 5 minutos cada una.
  3. Permeabiliza las células con 0,1% de Triton X-100 en PBS durante 10 minutos y lava tres veces con PBS, 5 minutos cada una.
  4. Bloquea la unión inespecífica con un 1% de BSA en PBS durante 1 hora.
  5. Incubar células con anticuerpo primario contra sarcómica α-actinina durante la noche a 4 °C.
  6. Lava suavemente tres veces con PBS y luego incuba con el anticuerpo secundario fluorescente adecuado durante 1 hora a temperatura ambiente.
  7. Lava suavemente tres veces con PBS y luego contratinte los núcleos con DAPI durante 5 minutos.
  8. Monta los cubreabrillos en correderas de cristal usando un medio de montaje antifade.
  9. Toma imágenes usando un microscopio de fluorescencia para visualizar los patrones de tinción.

5. Análisis de la señalización apoptótica en cardiomiocitos aislados

  1. Extracción y cuantificación de proteínas
    1. Lisis cardiomiocitos en tampón basado en RIPA suplementado con inhibidores de proteasa e fosfatasa.
    2. Centrifuga los homogeneados a 12.000 × g durante 15 minutos a 4 °C. Recoge el sobrenadante para su análisis posterior.
    3. Determina la concentración de proteínas mediante un ensayo colorimétrico de ácido bicinconínico.
  2. Análisis de Western blot
    1. Separar 30 μg de proteína en geles de SDS-poliacrilamida y transferir las proteínas resueltas a las membranas PVDF.
    2. Bloquear las membranas con leche desnatada al 5% en TBS que contiene 1% Tween-20, luego incubarlas durante la noche a 4 °C con anticuerpos primarios contra Bax, Bcl-2 y caspasa escindida-3, marcadores proteicos clave comúnmente evaluados en estudios de cardiotoxicidadDOX 17.
    3. Incubar con anticuerpos secundarios conjugados con peroxidasa de rábano picante apropiados. Detectar señales usando reactivo de quimioluminiscencia mejorado y adquirir imágenes con un sistema de imagendigital 18.
  3. Análisis de datos
    1. Presenta los datos cuantitativos como media ± SEM de tres réplicas biológicas independientes.
    2. Realizar análisis estadísticos usando GraphPad Prism, aplicando ANOVA bidireccional para comparaciones entre múltiples grupos y puntos temporales, o una prueba t de dos colas no apareada para comparaciones entre dos grupos. Se consideró estadísticamente significativo un valor p < 0,05.

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Resultados

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Evaluación del rendimiento y viabilidad celular

Los ratones que recibieron DOX mostraron una marcada disminución del peso corporal en relación con el grupo tratado con solución salina (Figura suplementaria 1A). El establecimiento exitoso del modelo de cardiotoxicidad inducida por DOX aguda se confirmó aún más mediante un marcado aumento en los marcadores de lesión cardíaca sérica, incluyendo cTnT y CK (Figura suplement...

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Discusión

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El aislamiento exitoso de cardiomiocitos adultos de alta calidad y tolerantes al calcio es esencial para los estudios a nivel celular de la fisiopatología cardíaca. Este protocolo proporciona de forma fiable cardiomiocitos funcionales tanto de ratones sanos como patológicos, siendo dos pasos especialmente cruciales para preservar la viabilidad celular. Primero, optimizar y monitorizar cuidadosamente la duración de la perfusión enzimática. Una digestión insuficiente produce una disociació...

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Divulgaciones

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Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

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Este trabajo fue apoyado por la Fundación de Ciencias Naturales de China (beca 82230012 y 81830015 a N. Wang, beca 82570478 a L. Xiao).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Antenes de cluture de celda de 100 mmBio-filtración por chorro TCD000100
100 & mu; Colador de células MCorning431752
Tubos centrífugos de 15 mLBio-filtración por chorro CFT011150
Tubos centrífugos de 50 mLBio-filtración por chorro CFT011500
Platos de cultivo celular de 60 mmBio-filtración por chorro TCD100060
Albúmina sérica bovina (BSA)Sigma-AldrichA1470 
Colagenasa IISigma-AldrichC6885
Colagenasa IVSigma-AldrichC5138
Pinzas hemostáticas curvasCiencias de la Vida RWDF22003-10
Tijeras de extremo curvoCiencias de la Vida RWDS12001-09
Tijeras finasCiencias de la Vida RWDS12000-09
PinzasCiencias de la Vida RWDF13014-12
Cánula de vivienda interior (26G)Becton, Dickinson y Compañía381312
Insulina-Transferrina-Selenio (ITS)MedChemExpressHY-150287
Isoflurane   Ciencias de la Vida RWDR510-22-10
Laminina (murina)Termo Científica23017015
Concentrado lipídico (definido químicamente)MedChemExpressHY-K3019
M199 MediumSigma-AldrichM4530
Penicilina-estreptomicinaMedChemExpress  HY-K1006
Proteasa XIVSigma-AldrichP5147
Cinta indicadora de esterilizaciónMinería y Manufactura de Minnesota (3M)CT060934701
Bomba de jeringuilla (ISPLab01)Bomba de Precisión Baoding ShenchenSC-49464A

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Singal, P. K., Iliskovic, N. Doxorubicin-induced cardiomyopathy. N Engl J Med. 339 (13), 900-905 (1998).
  2. Zamorano, J. L., et al. ESC Position paper on cancer treatments and cardiovascular toxicity developed under the auspices of the ESC Committee for practice guidelines: task force for cancer treatments and cardiovascular toxicity of the European Society of Cardiology (ESC). Eur Heart J. 37 (36), 2768-2801 (2016).
  3. Xu, C., et al. Usp38 promotes oxidative stress and inflammation and aggravates doxorubicin-induced cardiotoxicity by deubiquitinating and stabilizing pten. Int Immunopharmacol. 167, 115750(2025).
  4. Yue, M. Y., et al. Salviae miltiorrhizae radix et rhizoma protects against doxorubicin-induced cardiotoxicity: A systematic review. Phytomedicine. 148, 157244(2025).
  5. Kong, C. Y., et al. Underlying the mechanisms of doxorubicin-induced acute cardiotoxicity: Oxidative stress and cell death. Int J Biol Sci. 18 (2), 760-770 (2022).
  6. Domínguez Romero, Y., Ortiz Montoya, G., NovoaHerrán, S., Osorio Mendez, J., Gomez Grosso, L. A. Mirna expression profiles in isolated ventricular cardiomyocytes: Insights into doxorubicin-induced cardiotoxicity. Int J Mol Sci. 25 (10), 5272(2024).
  7. Li, H., et al. Optimized Langendorff perfusion system for cardiomyocyte isolation in adult mouse heart. J Cell Mol Med. 24 (24), 14619-14625 (2020).
  8. Gharanei, M., Hussain, A., Janneh, O., Maddock, H. L. Doxorubicin-induced myocardial injury is exacerbated following ischaemic stress via opening of the mitochondrial permeability transition pore. Toxicol Appl Pharmacol. 268 (2), 149-156 (2013).
  9. O'connell, T. D., Rodrigo, M. C., Simpson, P. C. Isolation and culture of adult mouse cardiac myocytes. Methods Mol Biol. 357, 271-296 (2007).
  10. Liu, Y., Dostal, D. E., Tong, C. W. Isolation of adult mouse cardiomyocytes using Langendorff perfusion apparatus. Methods Mol Biol. 2319, 143-152 (2021).
  11. Bongiovanni, C., et al. Protocol for isolating and culturing neonatal murine cardiomyocytes. STAR Protoc. 5 (4), 103461(2024).
  12. Vidyasekar, P., Shyamsunder, P., Santhakumar, R., Arun, R., Verma, R. S. A simplified protocol for the isolation and culture of cardiomyocytes and progenitor cells from neonatal mouse ventricles. Eur J Cell Biol. 94 (10), 444-452 (2015).
  13. Li, L., et al. Preventive effect of erythropoietin on cardiac dysfunction in doxorubicin-induced cardiomyopathy. Circulation. 113 (4), 535-543 (2006).
  14. Zhang, X., et al. Rosmarinic acid alleviates cardiomyocyte apoptosis via cardiac fibroblast in doxorubicin-induced cardiotoxicity. Int J Biol Sci. 15 (3), 556-567 (2019).
  15. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  16. Ackers-Johnson, M., et al. A simplified, Langendorff-free method for concomitant isolation of viable cardiac myocytes and nonmyocytes from the adult mouse heart. Circ Res. 119 (8), 909-920 (2016).
  17. Zhang, X., et al. Fndc5 alleviates oxidative stress and cardiomyocyte apoptosis in doxorubicin-induced cardiotoxicity via activating Akt. Cell Death Differ. 27 (2), 540-555 (2020).
  18. Mahmood, T., Yang, P. C. Western blot: Technique, theory, and troubleshooting. N Am J Med Sci. 4 (9), 429-434 (2012).
  19. Guo, G. R., et al. A modified method for isolation of human cardiomyocytes to model cardiac diseases. J Transl Med. 16 (1), 288(2018).
  20. Judd, J., Lovas, J., Huang, G. N. Isolation, culture, and transduction of adult mouse cardiomyocytes. J Vis Exp. (114), e54012(2016).
  21. Łoboda, A., Zieliński, T., Dulak, J. Cell-free strategies for cardiomyocyte proliferation and heart repair. Pharmacol Rep. , 00805-00807 (2025).
  22. Alam, P., et al. Cardiac remodeling and repair: Recent approaches, advancements, and future perspectives. Int J Mol Sci. 22 (23), 13104(2021).
  23. Seibertz, F., et al. A modern automated patch-clamp approach for high-throughput electrophysiology recordings in native cardiomyocytes. Commun Biol. 5 (1), 969(2022).
  24. Gorski, P. A., Kho, C., Oh, J. G. Measuring cardiomyocyte contractility and calcium handling in vitro. Methods Mol Biol. 1816, 93-104 (2018).
  25. Li, A., Gao, M., Jiang, W., Qin, Y., Gong, G. Mitochondrial dynamics in adult cardiomyocytes and heart diseases. Front Cell Dev Biol. 8, 584800(2020).
  26. Woodcock, E. A., Matkovich, S. J. Cardiomyocytes structure, function and associated pathologies. Int J Biochem Cell Biol. 37 (9), 1746-1751 (2005).
  27. Gan, P., et al. Rbpms is an RNA-binding protein that mediates cardiomyocyte binucleation and cardiovascular development. Dev Cell. 57 (8), 959-973.e7 (2022).
  28. Jia, K., et al. RNA helicase ddx5 maintains cardiac function by regulating camkiiδ alternative splicing. Circulation. 150 (14), 1121-1139 (2024).
  29. Zhuang, L., et al. Dyrk1b-stat3 drives cardiac hypertrophy and heart failure by impairing mitochondrial bioenergetics. Circulation. 145 (11), 829-846 (2022).

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