Name: Análisis de biofilm oral del paladar Expansores por fluorescencia de hibridación in situ y microscopía de escaneo láser confocal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-20T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 44 s
Description: Aprende a analizar biofilms orales de expansores palatinos mediante hibridación in situ fluorescente y microscopía confocal láser. Este protocolo permite visualizar la estructura y composición bacteriana en microbiología oral.

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Este trabajo fue apoyado por el Fonds de Higiene de la Universidad Médica de Graz. Todos los sujetos dieron su consentimiento informado. La aprobación institucional del protocolo del estudio se obtuvo de la Universidad Médica de Graz.

1. Recogida de muestras <ol><li> Quitar fija expansores palatinos después de 4 meses de servicio intraoral. Utilizar el Sistema de NOLA campo seco para aislar a los aparatos antes de sacarlos (Figuras 1 y 2). </li><li> Utilice pinzas esterilizadas, guantes y bandejas para eliminar la contaminación sin necesidad de añadir expansores (Figuras 3 y 4). </li><li> Almacenar objetos en Sarstedt 120 ml viales a -20 ° C. Tome al laboratorio en hielo y el proceso dentro de las 24 horas. </li></ol> 2. Biofilm fijación <ol><li> Raspar escamas biofilm con un bisturí estéril, o cobrar piezas con una pinza estéril. </li><li> Añadir helada solución al 4% PFA hasta que la muestra está bien cubierta. </li><li> Incubar la mezcla a 4 ° C (no congelar) de 3 a 12 horas. Ya veces la fijación o la fijación de las temperaturas más altas pueden hacer que la envoltura celular de bacterias gram-negativos células menos permeable a las sondas de oligonucleótidos. </li><li> Retire la solución PFA y lavar con helado de PBS 1X. Repita este paso 2-3 veces a la remove residual PFA. </li><li> Resuspender la muestra en un vol. helado de PBS 1X y añadir vol 1. helada del 96% (v / v) de etanol. </li><li> Almacenar las muestras a -20 ° C. Las muestras fijadas de acuerdo con este protocolo se pueden almacenar por varios meses o años. </li></ol> 3. La deshidratación de las muestras fijas <ol><li> Aplicar l 50-30 de PFA-fijo material de la muestra a un portaobjetos de microscopio. </li><li> Seco a 46 ° C durante 15 min a temperatura ambiente o durante más tiempo. Descongele la lisozima y la formamida. </li><li> Añadir 250 l de lisozima (1mg/ml) a temperatura ambiente durante 10 minutos, lo que facilita la penetración de las sondas en las células por la destrucción parcial de las paredes celulares. </li><li> Dip caer en 50%, 80% y 96% (v / v) de etanol durante 3 minutos cada uno. El efecto deshidratante de la serie de la concentración de etanol va a desintegrar las membranas celulares. </li><li> Secar los portaobjetos a 46 ° C durante 10 min. </li></ol> 4. Hibridación in situ <ol><li> Prepare 1 ml detampón de hibridación fresca (ver Tabla 1 para la concentración). Las concentraciones de formamida utilizados en este estudio: 10% (EUBmix), el 20% (Bac303, institución de giro postal, MUT590) o 45% (LGCmix). </li><li> Descongele las soluciones sonda de oligonucleótidos. Sondas descongelado debe mantenerse en hielo y protegido de la luz. </li><li> Añadir 2 l de cada sonda de 200 l de tampón de hibridación, mezclar bien y aplicar la mezcla de la muestra deshidratada en un portaobjetos de microscopio. </li><li> Coloque un pedazo de papel de seda en una plaza una placa de Petri y verter el resto de tampón de hibridación en el papel de seda. </li><li> Inmediatamente colocar la placa horizontal en el plato y cerca del plato. Incubar en una estufa a 46 ° C durante 1-5 horas (90 minutos será suficiente en la mayoría de los casos). Las funciones de plato como una cámara de humedad evitando la evaporación de la solución de hibridación de la diapositiva. En particular, la evaporación de la formamida puede causar no específicos de la sonda unión a las células no deseadas. </li><li> Prepare 50 ml de tampón de lavado (ver Tabla 2 para concentrations). Prepare la solución de lavado en un tubo de 50 ml y de precalentamiento a 48 ° C en un baño de agua. La etapa de lavado se realiza a 48 ° C. </li><li> Retirar la cápsula con la tapa del horno de hibridación. Lávese inmediatamente el tampón de hibridación con un pequeño volumen de tampón de lavado pre-calentado, y la transferencia de la diapositiva en el buffer de lavado restante. </li><li> Coloque el tubo que contiene el tampón de lavado y deslice la espalda en el baño de agua y se incuba a 48 ° C durante 10-15 min. </li><li> Eliminar diapositiva del tubo y echar mano helada ddH 2 O durante 2-3 segundos para eliminar el tampón de lavado residual. </li><li> Deje secar al aire la diapositiva lo más rápido posible (el uso de aire comprimido se recomienda). De secado rápido se reducirá la sonda disociación. </li><li> Diapositivas seco se puede almacenar en la oscuridad a -20 ° C durante varias semanas sin una pérdida significativa de la sonda, confiere señal de fluorescencia. </li></ol> 5. Microscopía <ol><li> Después de FISH y lavado, aply dos gotas de cerca antifadent a los extremos izquierdo y derecho de una diapositiva (rodajas congeladas se debe calentar a temperatura ambiente antes de este paso). </li><li> Coloque una cubierta microscopio de deslizamiento en la parte superior y esperar hasta que el antifadent se ha extendido por toda la diapositiva. Tenga en cuenta que una cantidad excesiva de antifadent puede distorsionar la imagen del microscopio. </li><li> Observar las muestras con un microscopio láser confocal de barrido equipados con filtros adecuados o láser. Se utilizó un Leica TCS unidad (HCX PL APO/63x; NA 1.2). Los datos pueden ser analizados con el software como Imaris o AMIRA. </li><li> Diapositivas integrados en antifadent se puede almacenar a 4 ° C (no congelar) hasta 7 días antes de la sonda, confiere fluorescencia comienza a declinar. Por otra parte, la antifadent se puede quitar con ddH2O, y las diapositivas seco se puede almacenar a -20 ° C durante un período prolongado de tiempo. </li></ol> 6. Los resultados representativos: Raspado del biofilm de aparatos ortodóncicos fijos (Figura 5) los rendimientos de copos adecuado (Figura 6) que puede ser hibridado directamente sobre láminas de vidrio recubierto para microscopía. De esta manera, los diferentes grupos de bacterias orobiome se pueden identificar en sus recursos naturales, entorno tridimensional por rRNA bacteriano etiquetado con diferente marcado con sondas específicas (Figuras 7 y 8). En la figura 7, la biopelícula se tiñeron con EUBmix (verde, todas las bacterias) y LGCmix (amarillo, Firmicutes). Firmicutes aparecen en color verde, ya que estaban manchadas de amarillo y azul. En la Figura 8, la biopelícula se tiñeron con EUBmix (rojo, todas las bacterias), Bac303 (azul, Bacteroidetes) y instituciones de giro postal (amarillo, Porphyromonas gingivalis). Gingivalis se muestra en color blanco amarillento, como las tres sondas se unen a su ADN y la superposición de de los resultados de los colores en una señal de blanco. Las diferencias morfológicas entre los grupos de bacterias también pueden ser identificados (Figuras 9 y 10). Grandes grupos de bacterias cocoides se muestra en la Figura 9, donde la tinción se realizó con EUBmix (verde, todos los bacteria). Diferentes formas de las bacterias orales se visualizaron en la Figura 10, donde las bacterias cocoides y filamentosas se pueden distinguir por la tinción con EUBmix (rojo). Además, una típica seta-como la estructura del biofilm pueden ser procesados ​​a través del modelado 3D de los datos CLSM (Figuras 11 y 12) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/2967/Film1%20Klug%20Santigli%2001_2_JES_Web.mov">Haga clic aquí para ver una película de la modelación 3D.</a> <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig1.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Expansor palatino fijo in situ. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig2.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Sistema de Nola campo seco. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig3.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Pinzas esterilizadas, guantes y una bandeja. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig4.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. Eliminado de expansión. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig5.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 5"> Figura 5. Raspado de biofilm con un bisturí estéril. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig6.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 6"> Escamas de la figura 6. Resina directamente hibridizada en portaobjetos de vidrio recubierto. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig7.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 7"> Figura 7 CLSM imagen:. Diferenciación de un grupo de bacterias específicas. Superposición de los datos 2D en 3D CLSM pila. Biofilm teñidas con EUBmix (verde, todas las bacterias) y LGCmix (amarillo, Firmicutes). <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig8.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 8"> Figura 8 CLSM imagen:. Diferenciación de un grupo de bacterias específicas. Superposición de los datos 2D en 3D CLSM pila. Biofilm teñidas con EUBmix (rojo, todas las bacterias), Bac303 (azul, Bacteroidetes) y instituciones de giro postal (amarillo, Porphyromonas gingivalis). <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig9.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 9"> Figura 9 CLSM imagen:. Diferenciación de las morfologías específicas. Superposición de los datos 2D en 3D CLSM pila. Biofilm teñidas con EUBmix (verde, todas las bacterias). Grandes grupos de bacterias cocoides (flechas). <img alt="Figura 10" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig10.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 10"> . Figura 10 imágenes CLSM: la diferenciación de las morfologías específicas. Superposición de los datos 2D en 3D CLSM pila. Biofilm teñidas con EUBmix (rojo, todas las bacterias). Cocoides (flecha abajo) y bacterias filamentosas (flecha arriba) se pueden distinguir. <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig11.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 11"> Figura 11. Estructura de hongos, vistas en 3D desde abajo. Las pilas de copos biofilm (raspado de la superficie de un aparato de ortodoncia), teñidas con EUBmix y procedimientosssed con Imaris (imagen CLSM). <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/2967/2967fig11.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 11"> Figura 12. Estructura de hongos, vista lateral en 3D. Las pilas de copos biofilm (raspado de la superficie de un aparato de ortodoncia) elaborado con Imaris (imagen CLSM). <table border="1"><tbody><tr><td colspan="4"> La hibridación de amortiguación (200 l) </td></tr><tr><td> Concentración de formamida </td><td> 10% </td><td> 20% </td><td> 45% </td></tr><tr><td> 5 M NaCl </td><td> 36 </td><td> 36 </td><td> 36 </td></tr><tr><td> 1 M Tris-HCl </td><td> 4 </td><td> 4 </td><td> 4 </td></tr><tr><td> 2% de SDS </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> FA </td><td> 20 </td><td> 40 </td><td> 90 </td></tr><tr><td>DdH2O </td><td> 138 </td><td> 118 </td><td> 68 </td></tr><tr><td> Cualquier FISH sonda </td><td> 2 </td><td> 2 </td><td> 2 </td></tr></tbody></table> Tabla 1. Componentes de tampón de hibridación (concentraciones en l). <table border="1"><tbody><tr><td colspan="4"> Tampón de lavado (50 ml) </td></tr><tr><td> Concentración de formamida </td><td> 10% </td><td> 20% </td><td> 45% </td></tr><tr><td> 5 M NaCl </td><td> 4500 </td><td> 2150 </td><td> 300 </td></tr><tr><td> 1 M Tris-HCl </td><td> 1000 </td><td> 1000 </td><td> 1000 </td></tr><tr><td> EDTA 0,5 M </td><td> 0 </td><td> 500 </td><td> 500 </td></tr><tr><td> ddH2O </td><td> 44 500 </td><td> 46 350 </td> 48 200 </tr></tbody></table> Tabla 2. Constituyentes de tampón de lavado (concentraciones en l). Movie 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/2967/Film1%20Klug%20Santigli%2001_2_JES_Web.mov">Haga clic aquí para ver la película.</a>

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No hay conflictos de interés declarado.

El protocolo descrito en este documento es un enfoque muy práctico a los biofilms tinción recogida de materiales duros. Muestreo y la hibridación son los pasos más críticos. Durante el muestreo, se debe tener cuidado de que las rebanadas de un espesor adecuado se recogen para asegurar que la estructura del biofilm se mantiene intacta. Durante la hibridación, es esencial para evitar las fluctuaciones excesivas de temperatura, evitando así la unión no específica, o pérdida de unión, de las sondas de la etiqueta fluorescente. Este protocolo FISH es un método elegante para teñir biopelícula heterogénea normal directamente en placas de vidrio sin alterar su composición. Las diapositivas se pueden utilizar inmediatamente para microscopia, sin necesidad de mover la muestra una vez más. De esta manera, una mejora con respecto a la tinción de los tubos se consigue por la fuerza a menos de corte que se aplica a la biopelícula. Rodajas de&gt; 50 m de espesor se puede preparar e investigar de esta manera.

análisis de biofilm oral del paladar expansores por fluorescencia de hibridación in situ y microscopía de escaneo láser confocal

Oral Biofilm Analysis of Palatal Expanders by Fluorescence In-Situ Hybridization and Confocal Laser Scanning Microscopy

Microscopía de escaneo láser confocal (CLSM) de la biopelícula heterogénea naturales que hoy es facilitado por una amplia gama de técnicas de tinción, siendo uno de ellos hibridación in situ fluorescente (FISH). 1,2 Se realizó un estudio piloto en el que las muestras orales recogidas de biofilm fija aparatos de ortodoncia (expansores del paladar) fueron teñidas por los peces, con el objetivo de evaluar la organización tridimensional del biofilm natural y la acumulación de placa 3,4. PESCADO crea una oportunidad para teñir las células en su ambiente nativo de biofilm por el uso de 16S marcado con fluorescencia rRNA de metas de las sondas. 4-7,19 En comparación con otras técnicas, como el etiquetado de inmunofluorescencia, se trata de una técnica de bajo costo, el etiquetado preciso y sencillo para investigar diferentes grupos de bacterias en el biofilm de consorcios mixtos. 18,20 sondas general se utilizaron que se unen a las eubacterias ( EUB338 + + EUB338II EUB338III; adelante EUBmix), 80-10 Firmicutes (LGC354 AC;. LGCmix en adelante), 9,10 y Bacteroidetes (Bac303) 11 Además, las sondas de unión específico para Streptococcus mutans (MUT590) 12,13 y Porphyromonas gingivalis (institución de giro postal) 13,14 se utilizaron . La extrema dureza de los materiales de la superficie involucrada (de acero inoxidable y resina acrílica) nos obligó a buscar nuevas formas de preparación de la biopelícula. A medida que estos materiales de la superficie no puede ser fácilmente cortado con un cryotome, los distintos métodos de muestreo se analizaron para obtener biofilm bucal intacta. La más viable de estos enfoques se presenta en esta comunicación. Pequeñas escamas de la resina de biofilm de transporte de acrílico se desprendieron con un bisturí estéril, teniendo cuidado de no dañar la estructura del biofilm. Fórceps se utilizan para recoger la biopelícula de las superficies de acero. Una vez recogidas, las muestras fueron fijadas y se coloca directamente en Polysine diapositivas de vidrio recubierto. FISH se realiza directamente en las diapositivas con las sondas de mencionó arriba. Varios protocolos de peces se combinan y modifican para crear un nuevo protocolo que era fácil de manejar. 5,10,14,15 Posteriormente las muestras fueron analizadas por microscopía confocal de barrido láser. Conocido configuraciones 3,4,16,17 puede ser visualizado, incluyendo formaciones de estilo hongo y grupos de bacterias cocoides invadido por los canales. Además, la composición bacteriana de las estructuras típicas de biopelículas se analizaron y crearon imágenes en 2D y 3D.

Se presenta un protocolo para el análisis estructural y de composición del biofilm oral, natural de aparatos de ortodoncia con<em&gt; In situ</emHibridación&gt; (FISH) y la microscopía láser confocal de barrido (CLSM). Muestras orales de biopelículas se obtuvieron de expansores del paladar, el raspado de resina acrílica, copos de su superficie y someterlas a la transformación molecular.

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El objetivo general de este procedimiento es obtener biofilm oral nativo de expansores palatinos para hibridación fluorescente in situ. Esto se logra primero retirando el expansor palatino, extrayendo así el biofilm de cuatro meses de antigüedad del paciente. A continuación, se raspan las escamas de resina acrílica que contienen el biofilm del expansor palatino.Luego, la fluorescencia en hibridación C de los biopelículas fijadas se lleva a cabo directamente sobre portaobjetos recubiertos. Finalmente, se realiza el análisis de la biopelícula teñida mediante microscopía de barrido láser confocal P. Al final, la estructura y composición de las comunidades de biopelículas bacterianas se muestran mediante hibridación fluorescente in situ y microscopía de barrido láser confocal. Tuvimos por primera vez la idea de este método cuando encontramos biopelículas gruesas en expansores ortodóncicos visibles a simple vista.Ellos nos hicieron pensar en posibles asociaciones entre ellos y las enfermedades periodontales. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la microbiología oral, como la disposición espacial y la composición de los biofilmes orales nativos. El método es interdisciplinario y debe ser realizado por diferentes especialistas.Entonces, Elizabeth es ortodoncista y Barbara es bióloga de laboratorio molecular para comenzar. Después de cuatro meses de exposición a la superficie intraoral, utilizando el sistema de campo seco NOLA, aísle el expansor palatino fijo para evitar contaminación. Retire el aparato de la boca del paciente utilizando pinzas esterilizadas, guantes y bandejas.Almacene los objetos en viales de 120 mililitros a menos 20 grados Celsius. Llévelos al laboratorio sobre hielo y procese dentro de las 24 horas para fijar los especímenes. Raspe las láminas de biopelícula con un escalpelo estéril o recoja fragmentos con pinzas estériles.Es fundamental raspar láminas de resina acrílica de grosor adecuado para asegurar que la estructura del biofilm permanezca intacta a temperatura de hielo. Solución de paraformaldehído al 4 % hasta que la muestra quede bien cubierta. Incubar la mezcla a cuatro grados Celsius durante tres a doce horas.Períodos de fijación más largos o temperaturas más altas de fijación pueden hacer que las envolturas celulares de las células gramnegativas sean menos permeables a las sondas de oligonucleótidos. Después de la incubación, retire la solución de paraformaldehído y lave con PBS frío al hielo una vez. Repita este paso de dos a tres veces para eliminar el paraformaldehído residual, Reese ha suspendido la muestra en un volumen de PBS frío al hielo una vez y agregó un volumen de etanol al 96 % frío al hielo; almacene la muestra a menos 20 grados Celsius.Las muestras pueden almacenarse durante varios meses o años para deshidratarlas. Primero, aplique de cinco a treinta microlitros de material de muestra fijado con paraldehído sobre un microscopio. Deje secar la muestra durante 15 minutos a 46 grados Celsius o durante más tiempo a temperatura ambiente, mientras la muestra se seca, para que la lisozima y la formamida descompongan parcialmente las paredes celulares.Para una mejor entrada de las sondas, añada 250 microlitros de una solución de un miligramo por mililitro de lisozima durante 10 minutos a temperatura ambiente, sumerja los portaobjetos en etanol al 50, 80 y 96 % durante tres minutos cada uno. El efecto deshidratante de la serie de concentraciones de etanol desintegrará las membranas para mejorar la absorción de las sondas de oligonucleótidos. Finalmente, seque los portaobjetos a 46 grados Celsius para realizar la hibridación in situ U.Comience preparando un mililitro de tampón de hibridación fresco y precálientelo a 47 grados Celsius. Derrita las soluciones de la sonda de oligonucleótidos sobre hielo y manténgalas protegidas de la luz. Coloque un trozo de papel de filtro en una placa de Petri cuadrada y agregue 800 microlitros del tampón de hibridación sobre el papel de filtro mediante pipeta.Cierre inmediatamente la cámara ya que el tampón contiene formamida; agregue dos microlitros de cada sonda a 200 microlitros del resto del tampón de hibridación. Mezcle bien y aplique la mezcla inmediatamente sobre la muestra deshidratada en un portaobjetos, coloque el portaobjetos horizontalmente en el recipiente y cúbralo. Incube el recipiente en una estufa durante una a cinco horas a 46 grados Celsius.El recipiente actúa como una cámara de humedad que evita la evaporación de la solución de hibridación desde el portaobjetos. En particular, la evaporación del formamida puede provocar la unión no específica de la sonda a células no diana. Prepare 50 mililitros de tampón de lavado y precáliente a 48 grados Celsius en un baño de agua.Retire el portaobjetos con el porta del horno de hibridación. Lave inmediatamente el tampón de hibridación con un pequeño volumen de tampón de lavado precalentado y transfiera el portaobjetos al resto del tampón de lavado. Coloque el tubo que contiene el tampón de lavado y el portaobjetos nuevamente en el baño de agua e incube de 10 a 15 minutos a 48 grados Celsius.Para teñir las muestras con más de una sonda, repita los pasos anteriores después de eliminar el tampón de lavado, teniendo cuidado de comenzar con la forma más alta en una concentración suave. Retire el portaobjetos del tubo y sumérjalo en hielo.Agua fría doblemente destilada durante dos o tres segundos. Para eliminar el tampón de lavado residual, seque al aire la laminilla lo más rápido posible, ya que el secado rápido reduce la disociación de las sondas.Almacene las laminillas secas en la oscuridad a menos 20 grados Celsius durante varias semanas sin pérdida significativa de la señal de fluorescencia conferida por la sonda. Para observar las muestras, aplique dos gotas del reactivo Antifa cerca de los extremos izquierdo y derecho de una laminilla y luego agregue una cubreobjetos. Observe las muestras bajo un microscopio confocal de barrido láser equipado con filtros o láseres adecuados; las laminillas pueden almacenarse a cuatro grados Celsius durante hasta siete días, o pueden lavarse con agua doblemente destilada y almacenarse a menos 20 grados Celsius durante períodos más largos.Es un raspado de biopelícula de aparatos ortodóncicos fijos. Se obtienen láminas adecuadas que pueden hibridarse directamente sobre portaobjetos recubiertos para microscopía, de modo que diferentes grupos del microbioma oral, bacterias en configuración tridimensional, pueden identificarse mediante sondas específicas. En esta figura, la biopelícula fue teñida con la mezcla EUB y la mezcla LGC mix, donde las firmas aparecen verdes ya que fueron teñidas con color amarillo y azul.Aquí, el biofilm fue teñido con la mezcla EUB mix back 3 0 3 y pogi. Las bacterias del grupo bacteria dts aparecen en rosa y pobre fuego. Ramons gingivalis se muestra en blanco amarillento, ya que las tres sondas se unen a su ADN y el solapamiento de colores da como resultado una señal blanca morfológica.Las diferencias entre grupos de bacterias también pueden identificarse, así como ciertas estructuras como grandes agrupaciones de bacterias coccoides. Aquí se muestran ejemplos de tales agrupaciones donde se utilizó EUB mix para la tinción. Además, una estructura típica similar a un hongo del biofilm puede procesarse mediante modelado 3D de los datos de microscopía confocal de barrido láser (CLSM).Esta es una animación 3D del biofilm teñido mixto EUB. Este método puede proporcionar información sobre la formación de biofilm inducida ortodóncicamente. También puede aplicarse a cualquier otra superficie artificial en el cuerpo humano que lleve estructuras complejas de biofilm con posible patogenicidad.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo preparar biofilms orales nativos para hibridación con fluorescencia en C dos y microscopía de barrido láser confocal. Es importante recordar que este es un campo interdisciplinario y que solo puede tener éxito en equipo. Por lo tanto, siempre trate bien a sus colegas.

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