Name: Cirugía estereotáctica de roedores y mejoras del bienestar de los animales de resultados para la revista Behavioral Neuroscience (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 1 s
Description: Aprende refinamientos en cirugía estereotáxica de roedores para neurociencia conductual. Estas mejoras aumentan la supervivencia y el bienestar animal mediante monitoreo de signos vitales durante el procedimiento.

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Los autores agradecen al Dr. Peter Gerrits de los dibujos utilizados en el video.

Nota: Las técnicas de antisépticos deben ser empleadas durante todo el procedimiento. Todos los instrumentos y materiales (con puntas de algodón, gasas, etc) que serán utilizados durante la cirugía debe ser esterilizado en autoclave. Una máscara quirúrgica, sombrero de pelo y guantes estériles deben ser usados. El área de trabajo y el aparato estereotáxico deben ser limpiados a fondo y desinfectar con una solución de etanol al 70%. 1. Pre-quirúrgicos <ol><li> La instalación del equipo estereotáxico y todos los materiales necesarios. Pre-caliente el cojín eléctrico. </li><li> Coloque la cánula en su apoyo y comprobar si es recta. </li><li> Encienda el sistema de gas - mezcla de aire ambiente y el oxígeno (30-35% del flujo total debe ser de oxígeno). </li><li> Pesar las ratas y administrar el anestésico. Estamos utilizando una mezcla de ketamina (37,5 mg / kg) y la dexmedetomidina (0.25 mg / kg) inyectado por vía subcutánea. Para los protocolos de anestesia diferente, consulte Flecknell 4 y Hellebrekers et al. 7. </li><li> Después de la rata perdió el conocimiento, afeitar el área de la cabeza va desde las orejas hasta justo entre los ojos con una maquinilla de afeitar eléctrica. </li><li> Coloque el ratón sobre el cojín eléctrico, con su nariz en la parte delantera del tubo de aire. Use un oxímetro para asegurar que la rata tiene un nivel de oxigenación de la sangre adecuada (no debe caer &lt;90%). Por favor, siga las instrucciones del fabricante para el uso adecuado del equipo. </li><li> Aplicar crema para los ojos (Duratears Z, Alcon) en ambas córneas para evitar la deshidratación. </li><li> Revisar los reflejos de la rata (cola de reflejos o reflejo de los pies-una pizca, como se demuestra en Walantus et al. 8) para asegurarse de que está adecuadamente anestesiado. Si la rata sigue mostrando buenos reflejos, la suplementación de la anestesia podría ser necesaria. </li><li> Si no hay reflejo de los pies-pinch se muestra, el lugar de la rata en el aparato estereotáxico, ajustar las barras de oído por lo que señala un valor igual en ambos lados, y el lugar de nuevo el tubo de aire en la parte delantera del animalfijándolo con la barra de la nariz. Compruebe de nuevo si la rata muestra un nivel de oxigenación de la sangre del 90% o más. Si no es así, ajustar bien el tubo, de acercarla a la nariz, o aumentar el flujo de oxígeno. Monitorear el nivel de oxigenación de la sangre y el ritmo cardíaco durante la cirugía. </li><li> Un seguimiento continuo de la temperatura de la rata con un termómetro rectal (preferentemente conectado a una almohadilla térmica) y registre los valores al inicio y al final de la cirugía. Ajuste el cojín eléctrico o usar una manta para mantener una temperatura corporal de 37,5 a 38,5 ° C. </li></ol> 2. Cirugía <ol><li> Inyectar el analgésico. Estamos utilizando un solo peri-operatorio administración de carprofeno (4,0 a 5,0 mg / kg, vía subcutánea). Para los diferentes protocolos analgésicos, consulte Hellebrekers et al 7.. </li><li> Limpie el área afeitada de tque la piel desde el centro hasta el perímetro del cabello tres veces con un desinfectante (por ejemplo, la clorhexidina al 0,5%) y el local se inyecta una mezcla de lidocaína (20 mg / ml) y adrenalina (5 mg / ml) para la anestesia local y la vasoconstricción (para evitar sangrado excesivo). </li><li> Hacer una incisión antero-posterior de unos 2,5 cm en la línea media del cuero cabelludo, al pasar de entre los ojos hasta la parte de atrás de las orejas. Use 4-6 bulldogs para desprender la piel y mantener la incisión abierta. Eliminar cualquier tejido conjuntivo, con una espátula y / o un trozo de algodón y limpie la zona para exponer la superficie del cráneo. </li><li> Compruebe si la cabeza es el nivel: En primer lugar, encontrar Lambda y el lugar de la cánula guía exactamente en este lugar, tocar el cráneo. Registro de la coordenada dorso-ventral. Luego, coloque la cánula guía exactamente sobre Bregma, tocar el cráneo, y registrar su dorso-ventral de coordenadas. Estas dos coordenadas deben ser idénticos. Si la diferencia es&gt; 0,3 mm, ajuste de la barra de la nariz para corregirlo. </li><li> Make dos pequeños agujeros para la fijación de los tornillos del cráneo con un taladro de mano esterilizada (un aproximado de 5 mm por delante de la ubicación de la cánula en uno de los hemisferios y la otra de 5 mm por detrás de la ubicación de la cánula en el hemisferio contralateral). Coloque dos tornillos estériles en estos agujeros hasta que estén bien anclados, sin que se inserta por completo en el cráneo. </li><li> Con la cánula guía colocada exactamente en Bregma, registrar las coordenadas antero-posterior y lateral. La ubicación correcta de guiar la colocación de la cánula para cada región del cerebro se puede calcular sumando o restando de Bregma, con la ayuda de un atlas estereotáxico 11.09. </li><li> La posición de la cánula guía en su posición correcta, un poco tocar el cráneo. Registro de la coordenada dorso-ventral. Para la colocación de la cánula bilateral, encontrará a continuación la ubicación de la cánula en el otro hemisferio, y de nuevo registro de la coordenada dorso-ventral. Ambas coordenadas deben ser idénticos (o difieren &lt;0,3 mm). </li><li>Marque la ubicación de la cánula en el cráneo con un lápiz y estériles, con el perforador mano, hacer los agujeros de rebabas, comprobar el tamaño y la ubicación correcta con la ayuda de la cánula guía. Una vez que los agujeros se hacen, use una aguja estéril para golpear suavemente las meninges para permitir la inserción de la cánula sin obstrucciones. </li><li> Coloque la cánula en el primer agujero y baja con cuidado hasta que llega a la coordenada ventral final. Preparar el cemento dental y generosa que se aplican alrededor de la cánula y uno o dos tornillos para fijar la cánula. Espere hasta que el cemento se ha secado por completo. A continuación, retire con cuidado el soporte de cánulas girando la barra de arriba dorso-ventral. </li><li> Coloque la segunda cánula en el apoyo y vaya a la ubicación de la cánula en el otro hemisferio. Coloque la cánula en el orificio y repita el paso anterior. Cubrir los tornillos y una gran superficie de las cánulas con el cemento, y antes de que el cemento esté seco, retire cualquier excedente de la piel. </li><li> Se inyecta agua tibia (~ 37 ° C) de solución salina estéril (~ 10 ml / kg, sc) para asegurar la rehidratación. </li><li> Después de que el cemento se ha secado completamente, retire el soporte de cánulas y colocar un pin estéril en cada una cánula para evitar la obstrucción. </li><li> Limpie el área de la herida con solución salina estéril y sutura de la parte delantera y la parte posterior de la herida. </li><li> Quite el animal del aparato estereotáxico, en sustitución de la tubería de gas frente a su nariz. Continuará monitoreando el nivel de saturación de oxígeno y la temperatura corporal. </li><li> Si una inyección de anestesia con dexmedetomidina se utiliza, inyecta su atipamezol antagonista (0,25 mg / kg, sc) y esperar hasta que el animal se despierta (aproximadamente 5 minutos). </li><li> Lugar a la rata en una jaula de recuperación. Para evitar la hipotermia, colocar la jaula en una incubadora a 28 ° C o en un cojín de la calefacción en un lugar donde se puede observar al animal por lo menos una hora, antes de regresar a la sala de vivero. </li></ol> 3. La atención postquirúrgica <ol><li> Durante los primeros 4 días después de la cirugía, supervisar la recuperación de la rata por llevar registros diarios de peso y otras observaciones sobre la condición del animal en el diario de laboratorio o "diarios de bienestar de los animales". </li><li> Los animales que muestren signos evidentes de enfermedad, infección de la herida, la pérdida de peso corporal y otros signos de reducción de la atención del bienestar debe someterse a especiales: por ejemplo, una dosis extra de analgésicos para disminuir el dolor postoperatorio, una mezcla de alimentos en polvo y agua además de la comida estándar para estimular el apetito de las ratas, y / o una inyección subcutánea de solución salina para apoyar a la rehidratación. </li><li> Si la rata no mostró ninguna mejora después de estas intervenciones, o la pérdida de peso corporal es&gt; 15% (en comparación con el peso antes de la cirugía), el sacrificio del animal con una sobredosis de anestésico (humana de punto final). </li><li> Las ratas en general tienen que recuperar por lo menos 7 días antes del comienzo de los experimentos de comportamiento. </li></ol> 4. Resultados representante jove_content "&gt; Para determinar si las diversas modificaciones a nuestro procedimiento quirúrgico, especialmente en relación con suplemento de oxígeno y el monitoreo continuo de los niveles de oxigenación de la sangre, la frecuencia cardíaca y la temperatura corporal, el aumento de la supervivencia del animal y la mejora de su estado general después de la cirugía, se comparó la no la tasa de supervivencia de 20 cohortes de animales (que consta de 20 ratas cada uno) que se sometieron a cirugía después de que hemos implementado estas modificaciones con la tasa de no supervivencia de 24 cohortes (20 ratas cada uno) que opera con el protocolo estándar. Como se muestra en la Figura 1a , la tasa de supervivencia no se redujo significativamente en la muestra de cohortes que se opera con el protocolo modificado (P &lt;0,05; Mann-Whitney U test, dos colas). Además, como se muestra en la Figura 1b, post-quirúrgico de pérdida de peso de ratas operadas con el protocolo modificado también se redujo significativamente en comparación con la de las ratas operadas con el procedimiento habitual (después de la operación el día 1: p &lt;0,05; día post-operatorio 2: p &lt;0,01; día post-operatorio 3: P = 0,17; pruebas t de Student). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3528/3528fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Efecto de las modificaciones quirúrgicas sobre la no la tasa de supervivencia post-quirúrgica y la pérdida de peso. (A.) no la tasa de supervivencia de ratas operadas con el protocolo modificado en comparación con la de las ratas operadas con el protocolo estándar. La tasa de no supervivencia (mediana ± rangos intercuartil) fue calculado como el porcentaje de ratas, por cohorte de 20 ratas, que no sobrevivieron a la cirugía. * P &lt;0,05, Mann-Whitney de dos colas (n = 20 cohortes para el protocolo modificado y las cohortes de 24 para el protocolo estándar). (B) Pérdida de peso (media ± SEM como porcentaje del peso antes de la cirugía) en los primeros (Pod1), segundo (POD2) y tercero (POD3) días después de la operación. * P &lt;0,05, ** P &lt;0,01, prueba t de Student (n = 60 por grupo).

<ol><li>Russell, W. M. S., Burch, R. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRussell%2C+WMS+%22The+Principles+of+Humane+Experimental+Technique%22">The Principles of Humane Experimental Technique</a>. , Methuen, London. (1959).</li>
<li>Richardson, C. A., Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+and+post-operative+analgesia+following+experimental+surgery+in+laboratory+rodents%3A+are+we+making+progress%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Altern.+Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress?</a> Altern. Lab Anim. 33, 119-127 (2005).</li>
<li>Stokes, E. L., Flecknell, P. A., Richardson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reported+analgesic+and+anaesthetic+administration+to+rodents+undergoing+experimental+surgical+procedures%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Reported analgesic and anaesthetic administration to rodents undergoing experimental surgical procedures.</a> Lab Anim. 43, 149-154 (2009).</li>
<li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+PA+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia+-+A+Practical+Introduction+for+Research+Workers+and+Technicians%22">Laboratory Animal Anaesthesia - A Practical Introduction for Research Workers and Technicians</a>. , Academic Press. (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DIRECTIVE+2010%2F63%2FEU+OF+THE+EUROPEAN+PARLIAMENT+AND+OF+THE+COUNCIL+of+22+September+2010+on+the+protection+of+animals+used+for+scientific+purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Official+Journal+of+the+European+Union%22%5BJournal%5D)">DIRECTIVE 2010/63/EU OF THE EUROPEAN PARLIAMENT AND OF THE COUNCIL of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes.</a> Official Journal of the European Union. , (2010).</li>
<li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survivable+Stereotaxic+Surgery+in+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Survivable Stereotaxic Surgery in Rodents.</a> J. Vis. Exp. (20), e880-e880 (2008).</li>
<li>Hellebrekers, L. J., Booij, L. H. D. J., Flecknell, P. A. Anaesthesia, analgesia and euthanasia. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHellebrekers%2C+LJ+%22Principles+of+Laboratory+Animal+Science%22">Principles of Laboratory Animal Science</a>. Van Zutphen, L. F. M., Baumans, V., Beynen, A. C. , Elsevier Science B.V. 277-311 (2001).</li>
<li>Walantus, W., Elias, L., Kriegstein, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+utero+intraventricular+injection+and+electroporation+of+E16+rat+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">In utero intraventricular injection and electroporation of E16 rat embryos.</a> J. Vis. Exp. (6), e236-e236 (2007).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press. (1986).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press/Elsevier. (2007).</li>
<li>Swanson, L. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSwanson%2C+LW+%22Brain+Maps%3A+Structure+of+the+Rat+Brain%22">Brain Maps: Structure of the Rat Brain</a>. , Elsevier. (1992).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El objetivo principal de esta presentación en video es familiarizar a los neurólogos del comportamiento con los principios básicos de la cirugía estereotáxica. Los investigadores que ya están realizando la cirugía estereotáxica también podrían beneficiarse de este vídeo y considerar algunas de las mejoras de procedimiento para el uso en su propio laboratorio. Un conocimiento cada vez mayor sobre la optimización de las técnicas quirúrgicas 1-3, el desarrollo de nuevos anestésicos y analgésicos para el uso en h...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td></tr><tr><td> Alcohol 70% </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Antisedan (atipamezol) </td><td> Orión </td></tr><tr><td> Sulfato de atropina 0,5 </td><td> Pharmachemie BV </td></tr><tr><td> Bulldog pinza hemostática </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Cánulas </td><td> Componente Supply Co. </td></tr><tr><td> Clorhexidina al 0,5% </td><td> AppepPharma </td></tr><tr><td> De limpieza en polvo </td><td> Alconox </td></tr><tr><td> Bastoncillos de algodón </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> Dexdomitor (dexmedetomidina) </td><td> Orión </td></tr><tr><td> Taladro </td><td> Dremel 8000 </td></tr><tr><td> Duratears Z </td><td> Alcon </td></tr><tr><td> Durogrip Naaldvoerder conversar 130mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Durotip Fijne schaar ret.sp / st 110 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Gasa </td><td> Medicomp (5x5) </td></tr><tr><td> Almohadilla eléctrica </td><td> Harvard Apparatus </td></tr><tr><td> Alfileres de insectos (estiletes) </td><td> Entosphinx (Republica Checa) </td></tr><tr><td> La ketamina al 10% (ketamina) </td><td> Alfasan </td></tr><tr><td> Micro-Halsted punta recta </td><td> Aesculap-vet </td></tr><tr><td> Molinea </td><td> Hartmann BV </td></tr><tr><td> NaCl 0,9% </td><td> Baxter </td></tr><tr><td> Agujas (25G) </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Oxímetro </td><td> Edan Instruments, Inc. </td></tr><tr><td> Pentobarbital </td><td> Farmacia de la UMCG </td></tr><tr><td> Rimadyl </td><td> Pfizer </td></tr><tr><td> Hoja de bisturí N º 23 </td><td> Swann Morton </td></tr><tr><td> Scalpelholder NR. 4 133 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Destornillador </td><td> Ferretería convencional </td></tr><tr><td> Simple rápida (cemento dental) </td><td> Kemdent </td></tr><tr><td> Tornillos del cráneo </td><td> Componente Supply Co. </td></tr><tr><td> Espátula </td><td> VWR </td></tr><tr><td> Spongestan especiales </td><td> Johnson &amp; Johnson </td></tr><tr><td> Stereotacts </td><td> Kopf Instruments </td></tr><tr><td> Pinza quirúrgica de 100 mm </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Material de sutura Safil 5 / 0 </td><td> Aesculap </td></tr><tr><td> Jeringa de 10 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Jeringa de 1 ml </td><td> Terumo </td></tr><tr><td> Jeringa de 5 ml </td><td> Omnifix </td></tr><tr><td> Xilocaína (lidocaína / adrenalina) </td><td> Astra Zeneca </td></tr></tbody></table>

cirugía estereotáctica de roedores y mejoras del bienestar de los animales de resultados para la revista behavioral neuroscience

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Cirugía estereotáxica para la implantación de cánulas en regiones específicas del cerebro durante muchas décadas ha sido una técnica experimental muy exitoso para investigar los efectos de los neurotransmisores a nivel local manipulado y vías de señalización en animales despiertos, de comportarse. Por otra parte, la implantación estereotáxica de electrodos para la estimulación electrofisiológica y estudios de grabación ha sido fundamental para nuestra comprensión actual de la neuroplasticidad del cerebro y las redes de comportarse animales. Conocimiento cada vez mayor sobre la optimización de las técnicas quirúrgicas en los roedores 1-4, sensibilización del público sobre temas de bienestar animal y la estricta legislación (por ejemplo, la Directiva 2010 de la Unión Europea sobre el uso de animales de laboratorio, 5) nos ha llevado a perfeccionar los procedimientos quirúrgicos, especialmente con respecto a la aplicación de nuevos procedimientos para la administración de suplementos de oxígeno y la monitorización continua de oxigenación de la sangre y los niveles de frecuencia cardíaca durante la cirugía, así comola introducción de un protocolo estandarizado para la atención postquirúrgica. Nuestras observaciones indican que estas modificaciones dio lugar a una mayor tasa de supervivencia y una mejora en la condición general de los animales después de la cirugía (por ejemplo, pérdida de peso y menos un animal más activo). Esta presentación en video se muestran los procedimientos generales involucrados en este tipo de cirugía estereotáxica, con especial atención a nuestras varias modificaciones. Vamos a ilustrar estos procedimientos quirúrgicos en ratas, pero también es posible llevar a cabo este tipo de cirugía en los ratones y otros pequeños animales de laboratorio mediante el uso de adaptadores especiales para el aparato estereotáxico 6.

Cirugía estereotáxica en roedores permite la administración dirigida de fármacos o estimulación eléctrica y las grabaciones en despertar, comportándose animales. En este video de presentación que mostrará los últimos refinamientos de procedimiento para este procedimiento desde hace mucho tiempo que la tasa de éxito mejora la supervivencia y reduce post-quirúrgico de pérdida de peso.

Cirugía estereotáctica de roedores y mejoras del bienestar de los animales de resultados para la revista Behavioral Neuroscience

La cirugía estereotáxica para la implantación de cánulas en regiones cerebrales específicas ha sido, durante muchas décadas, una técnica experimental muy exitosa para...

El objetivo general de esta presentación es mostrar los procedimientos generales involucrados en la cirugía estereotáxica para la implantación de Kenly en regiones cerebrales específicas, prestando especial atención a los perfeccionamientos del procedimiento en esta técnica de larga data. Estos perfeccionamientos se logran principalmente mediante el monitoreo y suplementación de los niveles de oxígeno en sangre, al tiempo que se controla la frecuencia cardíaca y la temperatura corporal durante toda la cirugía. Estos ajustes en el procedimiento resultan en una tasa de supervivencia aumentada y un mejoramiento general del bienestar animal. La principal ventaja de esta técnica frente a los métodos estándar de cirugía estereotáxica es que, debido a nuestras modificaciones, la supervivencia y el bienestar animal mejoran significativamente.Por lo general, las personas no familiarizadas con este método tendrían dificultades para colocar la rata en el marco estereotáxico y determinar las coordenadas. Después de esterilizar completamente el aparato estereotáxico y autoclavar los instrumentos quirúrgicos, comience por preparar el área de trabajo y precalentar la almohadilla calefactora. Una

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Research

Investigación

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Neurociencia

El seguimiento de los niveles de neurotransmisores extracelular en las regiones cerebrales distintas de animales libres de movimiento además de informaciones sobre el vínculo entre la liberación de neurotransmisores y la conducta. Microdiálisis in vivo, junto con detección electroquímica ofrece anatómica excelente y la resolución de químicos, así como información sobre cómo la neurotransmisión basal se ve alterada por las manipulaciones farmacológicas o fisiológicas.

La cirugía estereotáxica de supervivencia en los roedores

La ablación selectiva de la región específica del cerebro (s) mediante la infusión de una excitotoxina utilizando las coordenadas estereotáxicas se describe. Esta técnica también se podría adaptar para la infusión de otros productos químicos en el cerebro de rata.

La cirugía estereotáxica para la lesión excitotóxica de áreas específicas del cerebro en la rata adulta

Este video muestra el procedimiento detallado para preparar a una rata anestesiada para registros electrofisiológicos de la actividad cerebral desde múltiples sitios. Se disecciona el cuero cabelludo para acceder al cráneo y se perforan agujeros en lugares precisos para instalar y asegurar los electrodos. A continuación, se insertan electrodos de microhilo de tungsteno en la ubicación objetivo para registrar los datos.

Registros electrofisiológicos in vivo de actividades cerebrales de múltiples sitios en ratas

El video muestra un procedimiento para implantar una unidad de electrodo multicanal bidireccional inalámbrica en el cerebro de una rata para grabar y estimular redes neuronales multicanal.

Implante de un sistema inalámbrico de microelectrodos bidireccionales en el cerebro de una rata

Inyección estereotáctica de lentivirus que expresan los ADNc o shRNAs pueden modular la expresión génica en áreas específicas del cerebro de los ratones. A continuación, presentamos un protocolo para combinar inyecciones estereotáxica con las tareas de comportamiento, como la prueba de campo abierto (OFT) y la prueba de natación forzada (FST).

Aplicando estereotáctica Técnica de Inyección para el Estudio de los efectos genéticos sobre Comportamientos animales

Los roedores son un modelo apropiado para investigar los sustratos moleculares del comportamiento y los trastornos psiquiátricos complejos. La microinyección cerebral en roedores despiertos se puede utilizar para dilucidar los sustratos de la enfermedad. Se presenta un método de microinyección cerebral eficiente y personalizable, así como la ejecución de un paradigma operante que cuantifica la motivación.

Roedor cerebro microinyección para el Estudio de los sustratos moleculares de Comportamiento Motivado

Hemos demostrado que una implantación de microelectrodos en la corteza motora de las ratas causa déficit motor inmediato y duraderos. Los métodos aquí propusieron contorno una cirugía de implantación de microelectrodos y tres roedores tareas conductuales para dilucidar posibles cambios en la función motora fina o gruesa debido al daño causado por la implantación a la corteza motora.

Comportamiento pruebas para evaluar el déficit funcional causado por la implantación de microelectrodos en la corteza de Motor rata roedor

Aquí se describe un procedimiento estereotáctico que puede apuntar a regiones cerebrales desafiantes y difíciles de alcanzar (debido a limitaciones espaciales) utilizando un enfoque coronal en ángulo. Este protocolo es adaptable tanto a modelos de ratón como de rata y se puede aplicar a diversas aplicaciones neurocientíficas, incluida la implantación de cánulas y microinyecciones de construcciones virales.

Enfoque estereotáctico en ángulo adaptable para técnicas versátiles de neurociencia

Exhaustivas pruebas preclínicas de fármacos que actúan en el sistema nervioso central a menudo incluye la evaluación y la comparación de biodistribución de drogas en asociación con rutas específicas de la administración. En este caso, tres métodos de uso general de la administración sistémica (intravenosa, intraperitoneal y oral), así como un método para la entrega local (convección mejorado la entrega) se ha demostrado en ratones.

Medicamentos sistémicos y locales de entrega para el Tratamiento de Enfermedades del Sistema Nervioso Central en modelos de roedores

Responder a las señales de alimentos o medicamentos por pares aumenta a lo largo de un período de abstinencia y esto puede relacionarse con una mayor susceptibilidad a las conductas recaída. Aquí detallamos un procedimiento para la evaluación de esta "incubación del deseo" en las ratas que se han auto-administrado sacarosa.

Un método general para la evaluación de incubación de sacarosa en ratas Deseo

Aprende refinamientos en cirugía estereotáxica de roedores para neurociencia conductual. Estas mejoras aumentan la supervivencia y el bienestar animal mediante monitoreo de signos vitales durante el procedimiento.

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