Name: Inyección intraductal de LPS como un modelo de ratón de Mastitis: Señalización Visualizada a través de un transgénico NF-kB Reportero (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-04T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 51 s
Description: Aprende a simular mastitis en ratones lactantes mediante inyección intraductal de LPS y visualización de la actividad NF-κB con imagen bioluminiscente. Este método permite cuantificar respuestas inflamatorias sin dañar el sitio de inyección.

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Este trabajo fue financiado por el NIH subvención CA113734 adjudicado a F Yull y el Departamento de Asuntos de Veteranos (TS Blackwell).

Todos los experimentos con animales fueron aprobadas por el Cuidado de Animales institucional la Universidad de Vanderbilt y el empleo. 1. Preparación de ratones transgénicos <ol><li> Los ratones hembra, positivos para el transgén reportero NGL (N F-kappa B-G FP-L uciferase) (descrito anteriormente 1) se utilizan para este procedimiento. Cuando las hembras son por lo menos de 6 semanas de edad, los aparearse con un macho de tipo salvaje FVB. Harem reproducción pueden ser utilizados (hasta 4 hembras en una jaula con 1 macho). (Nota: ratones FVB cepa se utilizaron para el estudio actual más oscuros tales como ratones de la cepa C57BL6 también se pueden usar, pero estos ratones debe ser afeitado antes de la imagen.). </li><li> Comenzando a los 15 días post-apareamiento, las hembras comprobar regularmente para detectar signos de embarazo (circunferencia grande que sobresale). Cada mujer debe separarse una vez embarazada y el hombre retirado de la jaula de cría una vez que la última mujer queda embarazada. </li><li> Mira las hembras separadas unad anotar la fecha de nacimiento cuando una camada aparece. Una camada de al menos 6 cachorros se requiere para una lactancia adecuada. Ocho días después del nacimiento de la camada, proceder con el protocolo (ver Figura 1 para un esquema de línea de tiempo). </li></ol> 2. Preparación para inyección <ol><li> Disolver la E. coli LPS en PBS a una concentración final de 0,1 mg / l. 50 l de esta solución, o un total de 5 g, se inyecta en la glándula mamaria. Preparar un segundo tubo de PBS solo para ser utilizado para la inyección control. </li><li> Establecer un microscopio de disección y aparatos de anestesia con isoflurano. Un aparato de nariz de cono debe ser asegurado a la etapa del alcance de disección en la que se coloca el ratón. Una buena fuente de luz, ya sea desde el propio ámbito o de focos adicionales también deben estar preparados. </li><li> Una vez que la configuración se ha completado, en marcha la máquina isoflurano y flujo de aire. </li></ol> 3. Inyección intraductal de LPS <ol><li> Cargue la jeringa con aguja corta con 50 l de la solución de LPS. Establezca este lado. </li><li> Se anestesia el ratón para inyectar colocando primero la hembra en una caja llena de isoflurano y luego una vez la respiración se hace más lenta, trasladarla al escenario y colocar la nariz dentro de la nariz de cono. Utilice una pizca dedo para confirmar que el ratón es completamente anestesiado. Controlar la respiración del ratón durante todo el procedimiento y ajustar el nivel de isoflurano en consecuencia. La caja que contiene la camada de cachorros que la hembra ha sido tomado de debe ser cuidadosamente a un lado hasta que la presa puede ser devuelto después del procedimiento. </li><li> Utilice una pequeña gota de etanol al 70% para hacer la capa en posición plana y para ayudar a visualizar el pezón unido a la derecha # 4 de glándula mamaria inguinal en el abdomen inferior del ratón. </li><li> Enfocar el microscopio de disección para una visión óptima del pezón. Cuidadosamente utilizar un conjunto de pinzas finas para extraer aún más el pezón de la piel, pero no perfore ni lesionar el pezón de ninguna manera. Lafórceps nunca deben estar bien sujetos entre sí cuando la manipulación del tejido, sino que se utiliza con una bodega luz que requiere la mínima cantidad de tensión en el pezón. </li><li> Utilice las pinzas en la mano izquierda para sostener suavemente el pezón en su lugar. Poco a poco llevar la jeringa precargada en el campo visual usando la mano derecha. La jeringa debe mantener de manera que no tiene que ocurrir reposicionamiento con el fin de inyectar el contenido. </li><li> Una vez que la jeringa está a la vista, apuntar con cuidado a la pequeña abertura ductal en el centro de la boquilla, e insertar la jeringa. </li><li> Sin tener que reposicionar la mano, inyectar el contenido de la jeringa y retirar la aguja de la boquilla. </li><li> Cargar una segunda jeringa con 50 l de PBS para el control de la inyección. Vuelva a colocar el ratón sobre el escenario y la mejor vista de la izquierda # 4 pezón inguinal glándula mamaria en el otro lado de la parte baja del abdomen del ratón. Repita los pasos 3,4 a 3,7 utilizando la jeringa cargada con PBS. </li><li> Una vez que ambas inyecciones son complete, deje de anestesia y mover el ratón en una jaula de recuperación. Monitorear la hembra para asegurar que se hace móvil dentro de 5 min. Permitir el ratón para permanecer en la jaula de recuperación de 1 hr. Después de 1 hora de recuperación, coloque la hembra en la jaula con su camada de cachorros. Los ratones deben controlarse periódicamente durante 6 horas después de la inyección antes de proceder a la creación de imágenes. En nuestra experiencia, sin consecuencias adversas se observaron tanto en la hembra o las crías durante el período entre la inyección y formación de imágenes. Sin embargo, si se presentan signos de angustia se observan en las mujeres (por ejemplo, postura encorvada, morder o vigilancia de la zona de inyección, letargo general) o las crías (sin movimiento, color azulado de la piel), el experimento debe ser interrumpido. </li></ol> 4. Bioluminiscente de imágenes para Visualice la actividad NF-kB <ol><li> Una vez que los ratones han sido transportados a la facilidad de formación de imágenes, comenzar el procedimiento de formación de imágenes por abrir el software y la inicialización de la máquina. Encienda el esoflurane máquina y de flujo de aire, asegurando que la anestesia está fluyendo a través del cuadro y la cámara de formación de imágenes. </li><li> Coloque el ratón bajo anestesia isoflurano en el cuadro de anestesia claro. Una vez que la respiración se ha desacelerado, utilice una pizca dedo para confirmar que el ratón es completamente anestesiado. A continuación, se inyectan 100 l de sustrato de luciferina en el ratón por retro-orbital de inyección 5 utilizando una jeringa estéril. </li><li> Transferir inmediatamente el ratón a la imagen de la cámara y coloque la nariz bajo el isoflurano nariz de cono se encuentra allí. El ratón debe estar en decúbito supino. Asegure cada pie a los escenarios con una cinta. </li><li> De entrada de los ajustes adecuados en el software IVIS a tomar tanto una imagen en blanco luz fotográfica y una imagen de la actividad bioluminiscente. El tiempo de exposición debe ser de 10 seg. Adquirir la imagen. </li><li> Una vez que las imágenes han sido adquiridas, permitir el ratón para recuperarse y luego colocar la espalda en la jaula con sus cachorros y supervisar periódicamente. </li><li> La fotografía y luminiscentelas imágenes se superpone automáticamente y se visualiza en la pantalla, como en la Figura 2. Analizar las imágenes adquiridas mediante la colocación de la región de interés o &quot;ROI&quot; círculos de igual tamaño sobre cada lado de la parte inferior del abdomen del ratón (una sobre la glándula PBS-inyectado y una sobre la glándula inyectó LPS). Ajuste la lectura a los fotones. Un número se debe mostrar indicando la luminiscencia detectada dentro de cada ROI (ver Figura 2B). Utilice este número en el análisis estadístico. </li><li> Para mostrar la imagen óptima, además ajustar el umbral de la señal mostrada. Esto no va a alterar la luminosidad total de lectura, pero le permitirá eliminar la señal de fondo y visualizar las diferencias entre el control y la glándula tratado con LPS. Disminuir la cantidad de luminiscencia se muestra, hasta la glándula PBS-inyectado está libre de la señal de fondo. Esto debería dejar el aumento de la señal en la glándula tratado con LPS todavía aparente en la imagen, como se ve en la Figura 2. </li><li> Se dispone del análisis, incluyendo proteínas y los ensayos de ARN, se puede completar con tejido mamario obtenida de la mujer post-mortem 6. </li></ol> 5. Los resultados representativos Para obtener resultados interpretables de estos métodos, LPS (o PBS) debe ser infundida sólo en los conductos mamarios, dejando el tejido adyacente intacto. La inyección en el tejido subcutáneo que rodea el pezón dará lugar a inflamación debido a una lesión en lugar de la infección simulada. La inyección de colorante azul de tripano diluido en PBS es útil cuando el aprendizaje de la técnica. Figura 3A muestra una glándula con éxito inyecta infundido con 100 l de azul de tripano en PBS. Como se muestra, sólo el árbol ductal debe ser llenado con la solución inyectada, y no debería haber ningún bolo en el sitio de inyección. Un &quot;bolo&quot; en este contexto es una acumulación del líquido inyectado en el pezón o en el tejido que rodea el pezón sin infusión en el árbol ductal. Esto es SHpropio en la Figura 3B. Tenga en cuenta que las inyecciones de prácticas que se muestran en la Figura 3 se completaron en una hembra en el día 21 de lactancia. Durante la altura de la lactancia (días 8-10, la etapa en la que se inyecta LPS utilizando el protocolo de corriente), la leche es abundante y es difícil de visualizar los conductos y determinar si la inyección se ha completado correctamente. Por lo tanto, los puntos de tiempo después de la lactancia son mejores para las inyecciones de práctica. El éxito de la inyección de LPS en los resultados de los conductos mamarios en mayor actividad NF-kB dentro de la glándula. Esto debería ser evidente en el ratón reportero sobre IVIS formación de imágenes, y la glándula LPS-inyectado debe tener una actividad sustancialmente mayor de luciferasa (medida por conteo de fotones) que la glándula PBS inyectado, tal como se muestra en la Figura 2 (en promedio, la glándula LPS lee 200% de la señal de control de PBS). Un aumento estadísticamente significativo en la luminiscencia dentro de las glándulas tratadas con LPS como borradorared al control contralateral se logra a través de la finalización de un grupo de 4 ratones 4. Un estudio adicional se ha utilizado también la inyección intraductal de mama de cualquiera de E. coli o LPS a NF-kB reportero transgénicos. Al igual que en nuestro propio trabajo, estos autores observaron un aumento significativo en la actividad de reportero 6 horas después de que E. coli inyección 2. Tenga en cuenta que debido a la constitutiva NF-kB actividad en el cerebro y otros órganos abdominales, los jefes y abdomen de ratones nuestro reportero muestran consistentemente una señal cuando fotografiado, incluso al inicio del estudio antes de cualquier manipulación. Por lo tanto, esta señal debe ser ignorado con respecto a este experimento. Una señal obvia debe permanecer dentro de la glándula mamaria inyectó LPS después de la lectura de imagen de salida se ajusta para minimizar la luminiscencia de fondo en la glándula PBS. Figura 2 muestra imágenes con el fondo reducido. Inyección incorrecta de la glándula semás probable resultado daños en el pezón. Esto hará que señaló, la piel a nivel de la inflamación que será evidente en formación de imágenes. Este tipo de señal de herida será muy fuerte y se limita a la zona del pezón, donde se produjo el daño, al no proceder en toda la glándula, como se ve después de una exitosa inyección de LPS en los conductos. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4030/4030fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema de Procedimiento. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4030/4030fig2.jpg" /> Figura 2. Los resultados representativos de IVIS bioluminiscente de imágenes. (A) Adquirida imagen con fondo reducido, revelando aumento de la actividad de la luciferasa en la glándula inyectadas con LPS. (B) Imagen de una región con cuantificaciones de interés añadido. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4030/4030fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ampliar la cifra</a> . <img alt = &quot;Figura 3&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/4030/4030fig3.jpg&quot; /&gt; Figura 3 Práctica de inyección:.. Glándula mamaria inyectado con tinte a través de inyección intraductal Para comprobar la precisión de la entrega a través del pezón, un ratón en el día 21 de lactancia fue inyectado con 100 l de colorante azul de tripano diluido en PBS. Tras el sacrificio, la glándula se expuso para la visualización. (A) inyección exitosa y (B) en bolo de medio de contraste en el pezón.

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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Aquí utilizamos un transgénico NF-kB ratón periodista y una técnica de inyección optimizado para mastitis modelo, la inflamación del tejido mamario más comúnmente causada por una infección bacteriana. El paso más crítico en este procedimiento es la inyección intraductal sí mismo. En la práctica, por lo general es evidente si la inyección intraductal ha tenido éxito. La inyección de los agentes (LPS o PBS) debe sentirse fluido y no debería haber poca o ninguna resistencia como la jeringa se v...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Lipopolisacárido de Escherichia coli (LPS) </td><td> Sigma </td><td> L 2880 </td><td> serotipo 055: B5 </td></tr><tr><td> PBS </td><td> Mediatech, Inc. </td><td> 46-013 CM- </td><td></td></tr><tr><td> 31 Gauge jeringa de insulina </td><td> Becton Dickinson </td><td> 328438 </td><td> Aguja corta </td></tr><tr><td> Fórceps </td><td> World Precision Instruments </td><td> 15908 </td><td></td></tr><tr><td> Disección de alcance </td><td> Leica </td><td> M3Z </td><td></td></tr><tr><td> Terrell Isoflurano, USP </td><td> MINRAD INC para Rx Elite </td><td> NDC 66794-011-25 </td><td></td></tr><tr><td> IVIS 200 imágenes de sistema &lt;/ Td&gt; <td> Caliper (antes Xenogen) </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Jeringa para inyección luciferina </td><td> Becton Dickinson </td><td> 309597 </td><td> 1cc; 26G5 / 8 </td></tr><tr><td> D-luciferina Firefly, monohidrato de sal de sodio (Sustrato de luciferina) </td><td> Biosynth Química y Biología </td><td> L-8240 </td><td> Diluir a 10 mg / ml </td></tr></tbody></table>

inyección intraductal de lps como un modelo de ratón de mastitis: señalización visualizada a través de un transgénico nf-kb reportero

Intraductal Injection of LPS as a Mouse Model of Mastitis: Signaling Visualized via an NF-&kappa;B Reporter Transgenic

Los modelos animales de enfermedad humana son necesarios con el fin de estudiar rigurosamente las etapas de progresión de la enfermedad y los mecanismos asociados, y en última instancia, como modelos pre-clínicos para probar intervenciones. En estos métodos, se describe una técnica en la que el lipopolisacárido (LPS) se inyecta en la glándula mamaria lactante ratón a través del pezón, mastitis efectivamente modelado, o la inflamación, de la glándula. Esto resulta en un aumento de infección simulada del factor nuclear kappa B (NF-kB) de señalización, como se visualiza a través de formación de imágenes bioluminiscentes de un ratón reportero NF-kB de luciferasa 1. Nuestro último objetivo en el desarrollo de estos métodos fue estudiar la inflamación asociada con la mastitis en la glándula lactantes, que a menudo incluye enrojecimiento, hinchazón, y la infiltración de células inmunes 2,3. Por lo tanto, hemos sido muy conscientes de que la incisión o cualquier tipo de heridas de la piel, el pezón o la glándula con el fin de introducir los LPS podríano ser utilizada en nuestros métodos desde el enfoque probablemente confundir la lectura de salida de la inflamación. También se desea un método straight-forward que no requería especialmente hechos a mano de pipetas o el uso de micromanipuladores para sostener estas herramientas especializadas en su lugar. Por lo tanto, se determinó que usar una jeringa de insulina comercialmente disponible y para inyectar el agente en el conducto mamario de un pezón intacto. Este método fue exitoso y nos permitió estudiar la inflamación asociada con la inyección de LPS, sin efectos adicionales superpuestos por el proceso de inyección. Además, este método también se utiliza un NF-kappa B luciferasa de ratones transgénicos y la tecnología bioluminiscente de imágenes para mostrar visualmente y cuantitativamente aumentado NF-kB de señalización dentro de la glándula inyectadas con LPS 4. Estos métodos son de interés para los investigadores de muchas disciplinas que deseen modelo de enfermedad en la glándula mamaria, en última instancia, la técnicadescrito aquí podría ser utilizado para la inyección de un número de sustancias, y no se limita a LPS solamente.

A continuación se describe una técnica en la que lipopolisacárido se inyecta en la glándula mamaria lactante ratón mediante la boquilla para simular la mastitis, una condición comúnmente causada por una infección bacteriana. Resultados lipopolisacárido de inyección en el aumento del factor nuclear kappa B (NF-kB) de señalización, visualizado a través de imágenes bioluminiscentes de un ratón reportero luciferasa NF-kB.

Inyección intraductal de LPS como un modelo de ratón de Mastitis: Señalización Visualizada a través de un transgénico NF-kB Reportero

Los modelos animales de enfermedades humanas son necesarios para estudiar rigurosamente las etapas de la progresión de la enfermedad y los mecanismos asociados y, en última instancia, como...

El objetivo general de este procedimiento es estudiar la mastitis o inflamación de la glándula mamaria, y más específicamente, visualizar y cuantificar la actividad de NF Kary dentro de una glándula lactante inflamada. Esto se logra primero cruzando una hembra transgénica reportera de NF Kappa b con un macho de tipo silvestre. Ocho días después del nacimiento de las crías, se introduce lipopolisacárido en la glándula lactante de la hembra mediante una técnica de inyección introductoria, que no daña por completo el sitio de inyección seis horas después de la inyección.El ratón se somete a imágenes bioluminiscentes para detectar la actividad de luciferasa en la glándula mamaria. En última instancia, los resultados pueden mostrar una actividad significativa de NF κB en las glándulas tratadas con LPS mediante el uso del método de inyección intraductal, seguido de imágenes bioluminiscentes. La ventaja principal de nuestro enfoque frente a otros métodos de inyección intraductal es que el sitio de inyección no queda dañado de ninguna manera.Esto es absolutamente crítico si planea estudiar la inflamación asociada con la inyección de LPS, ya que cualquier daño en el sitio o en el pezón superpondría y confundiría estos análisis. Se utilizan hembras de ratón positivas para el transgén Reportero NGL en este procedimiento. Uno. Las hembras tienen al menos seis semanas de edad.Aparee hembras con un macho FVB de tipo silvestre mediante cría por har y apareamiento a los 15 días posteriores al apareamiento. Comience a revisar regularmente a las hembras en busca de signos de embarazo, principalmente un aumento considerable del perímetro abdominal. Separe a las hembras preñadas en jaulas individuales y, cuando la última hembra quede preñada, retire al macho de la jaula de apareamiento.Se requiere una camada de al menos seis cachorros para una lactancia adecuada. Ocho días después del nacimiento de dicha camada, proceda con el protocolo.La parte más difícil del procedimiento es la inyección inicial misma. Tener manos firmes y mucha práctica ayudará, pero siempre pueden surgir dificultades. Esté preparado para tener varios ratones listos el día de la inyección con el fin de asegurar el éxito.Comience diluyendo el lipopolisacárido derivado de E. coli en PBS hasta una concentración final de 0,1 microgramos por microlitro. Se inyectarán 50 microlitros de esta solución de LPS en la glándula mamaria. Prepare un segundo tubo con solo PBS para utilizarlo en la inyección de control.Junto al platina del microscopio de disección. Sujete un aparato de cono nasal para administrar anestesia. Prepare una iluminación intensa de la platina utilizando focos adicionales según sea necesario.Una vez que el equipo de disección esté listo, encienda la máquina de isóforo de flúor y el flujo de aire. A continuación, cargue la jeringa de insulina de calibre 31 con 50 microlitros de la solución de LPS y coloque la jeringa a un lado para practicar las inyecciones. Utilice el colorante azul de triam diluido en PBS para visualizar los resultados.A continuación, anestesie el ratón que va a ser inyectado una vez que su respiración se haya ralentizado. Colóquelo sobre la plataforma y administre isoflurano a través del cono nasal. Utilice un pellizco para confirmar que permanezca completamente anestesiado durante todo el procedimiento.Observe el patrón respiratorio del ratón. Ajuste continuamente el isoflurano para mantenerlo estable. Utilice una pequeña gota de etanol al 70 % para aplanar el pelo en el abdomen ventral del animal y localice los pezones.Localice el pezón de la glándula mamaria inguinal número cuatro derecho en el abdomen inferior con una pinza fina en la mano no dominante. Saque cuidadosamente el pezón alejándolo de la piel. Nunca se debe apretar fuertemente la pinza.Solo se debe aplicar una leve presión sobre el pezón con la mano dominante. Introduzca la jeringa precargada en el campo de visión y sosténgala de manera que no sea necesario reposicionarla para inyectar su contenido. Apunte cuidadosamente la aguja hacia la pequeña abertura ductal en el centro del pezón.Introduzca aproximadamente un cuarto de la aguja en el conducto sin reajustar la posición. Inyecte el contenido de la jeringa durante tres a cinco segundos. Luego retire cuidadosamente la aguja del pezón.Cargue una segunda jeringa con 50 microinyecciones de PBS y repita el procedimiento en el lado izquierdo. Número cuatro, pezón de la glándula mamaria inguinal utilizando el control de PBS. Una vez completadas ambas inyecciones, suspenda la anestesia y traslade al ratón a una jaula de recuperación.La hembra debería moverse dentro de los cinco minutos. Después de una hora, devuélvala a su jaula de alojamiento con sus crías. El ratón debe ser imagenado seis horas después de la inyección.Mientras tanto, supervise al ratón si se observan signos de malestar. Detenga el experimento y eutanalice a los ratones en la instalación de imágenes. Prepárese para anestesiar a la hembra utilizando isoflurano.Asegúrese de que la anestesia fluya tanto hacia la caja como hacia la cámara de imagen. Coloque el ratón bajo anestesia con isoflurano en la caja de anestesia transparente. Una vez que la respiración haya disminuido, pellizque suavemente para confirmar que el ratón está completamente anestesiado.A continuación, por vía retroorbital, inyecte 100 microlitros de sustrato Lucifer mediante una aguja de calibre 26. Transfiera inmediatamente al ratón a la cámara de imagen después de la inyección y coloque el cono nasal que suministra Isof Lorraine. Coloque al ratón en posición supina y asegure cada pata a la plataforma con cinta opaca negra.Introduzca los ajustes apropiados en el software IVIS para obtener tanto una imagen fotográfica con luz blanca como una imagen de la actividad bioluminiscente. El tiempo de exposición debe ser de 10 segundos una vez adquiridas las imágenes. Siga el mismo protocolo de recuperación descrito para el período posterior a la inyección.Las imágenes fotográficas y luminiscentes se superponen y muestran automáticamente en la pantalla. Analice las imágenes adquiridas colocando círculos de región de interés o ROI de tamaño igual sobre cada lado del abdomen inferior del ratón: uno sobre la glándula inyectada con PBS y otro sobre la glándula inyectada con LPS.Configure la lectura en fotones. Se debe mostrar un número que indique la luminiscencia detectada dentro de cada ROI; utilice este número en el análisis estadístico para mostrar la imagen óptima. Ajuste además el umbral de la señal mostrada.Esto no alterará la lectura total de luminiscencia, pero permitirá la eliminación de la señal de fondo cuando la glándula inyectada con PBS esté libre de señal de fondo. La señal aumentada en la glándula tratada con LPS debería ser evidente en la imagen. Las inyecciones se realizaron el día 21 de lactancia, cuando hay menos producción de leche, y el éxito de una inyección puede visualizarse fácilmente mediante tinción con azul de tripano. En glándulas inyectadas con éxito, solo el árbol ductal se llenó con la solución; en una inyección fallida, hubo una acumulación de líquido en el pezón o en los tejidos circundantes.La inyección exitosa de LPS en los conductos mamarios en el día ocho provocó un aumento de la actividad de NF κB dentro de la glándula debido a la actividad constitutiva de NF κB en el cerebro y otros órganos abdominales. Hubo una señal basal constante antes de cualquier manipulación. La actividad de luciferasa fue sustancialmente mayor en la glándula inyectada con LPS que en la glándula inyectada con PBS en un grupo de cuatro ratones.Se midió un aumento estadísticamente significativo de la luminiscencia en las glándulas tratadas con LPS. Este método puede proporcionar información sobre la inflamación de la glándula mamaria. También puede aplicarse a otras áreas de investigación, como la investigación del cáncer.Puede inyectar células cancerosas o carcinógenos directamente en el conducto mamario.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Fuente: Radulovic, K., et al. Inyecciones de lipopolisacáridos en ratones para simular la entrada de productos de origen microbiano tras la ruptura de la barrera intestinal. J. Vis. Exp. (2018)Este vídeo muestra un procedimiento paso a paso para inyectar lipopolisacáridos (LPS) en ratones de forma intraperitoneal para inducir inflamación sistémica.

Inyección intraperitoneal de lipopolisacáridos bacterianos en ratones para estudiar las respuestas inmunitarias sistémicas

Un protocolo para la entrega intraductal no invasiva de los reactivos acuosos para la glándula mamaria de ratón se describe. El método se aprovecha de la inyección localizada en los pezones de las glándulas mamarias dirigidos específicamente conductos mamarios. Esta técnica es adaptable para una variedad de compuestos que incluyen ARNsi, agentes quimioterapéuticos y moléculas pequeñas.

Inyección intraductal de entrega de la droga localizada a la glándula mamaria de ratón

La activación de mutaciones latentes con adenovirus Cre en los resultados del sistema ductal de mama en un cáncer de mama metastásico clínicamente relevante. La incorporación de un promotor YFP permite el seguimiento de las células tumorales metastásicas distales. Este modelo es útil para estudiar la metástasis latentes, la inmunidad anti-tumoral, y para el diseño de nuevas inmunoterapias para tratar el cáncer de mama.

Inicio de la metástasis de carcinoma de mama mediante la Focalización del epitelio ductal con adenovirus Cre: Un modelo de ratón transgénico de Novela del Cáncer de Mama

Este protocolo actual emplea reporteros fluorescentes, marcaje in vivo y técnicas de imagen intravital para permitir el monitoreo del proceso dinámico de cebado de neutrófilos en animales vivos.

Imaging intravital de neutrófilos Cebado El uso de IL-1 promotor impulsado reportero ratones DsRed

El método descrito aquí permite la visualización de la activación de la inflamación dependiente del promotor de IL-8 en los pulmones de ratones a través de imágenes de bioluminiscencia no invasivas (BLI). El mismo animal puede ser sometido a BLI múltiples veces durante hasta dos meses a partir del momento de la entrega de la construcción de indicador de luciferasa.

Un modelo de ratón IL-8 transgénicamente transgéni-<em&gt; In Vivo</em&gt; Monitoreo a Largo Plazo de las Respuestas Inflamatorias

Aquí se presenta un protocolo para imitar la entrada de compuestos derivados de bacterias después de la ruptura de la barrera intestinal. Una baja dosis subletal de lipopolisacárido se inyectó sistémica en ratones, que fueron supervisados para la inyección después de 24 h. La expresión de citoquinas proinflamatorias se determinó en varios puntos del tiempo en bazo, hígado y colon.

Inyección de lipopolisacárido en ratones para imitar la entrada de productos derivados de microbios después de la ruptura de la barrera Intestinal

El objetivo de este protocolo es describir un nuevo enfoque de modelado de cáncer de mama basado en la inyección intraductal de adenovirus Cre-expressing en las glándulas mamarias del ratón. Este enfoque permite la manipulación específica del tipo de célula y del órgano de los eventos oncogénicos de una manera controlada temporalmente.

Modelar el cáncer de mama a través de una inyección intraductal de Adenovirus C-expreso en la Glándula Mamaria del Ratón

Aquí, describimos un método de imagen confocal simple para visualizar la localización in situ de las células que secretan la citoquina Interferón gamma en órganos linfoides secundarios murinos. Este protocolo se puede extender para la visualización de otras citoquinas en diversos tejidos.

Imagen de la producción de interferón gamma in situ en el bazo de ratón después de la infección por Listeria monocytogenes

Este protocolo describe una nueva ventana de imágenes mamarias con una tapa reemplazable (R.MIW). La microscopía intravital después de la implantación del R.MIW permite obtener imágenes longitudinales y de varios días de la glándula mamaria sana y enferma con una resolución celular durante las diferentes etapas del desarrollo.

Microscopía intravital longitudinal con una ventana de imágenes mamarias con tapa reemplazable

Se describe un método de inyección intraductal de reactivos para una solución ablativa a base de etanol al árbol ductal mamario de ratón para imágenes in vivo y prevención del cáncer de mama. La inyección directamente en la abertura del pezón permite dirigirse a las células epiteliales mamarias con un daño mínimo en el tejido colateral.

Administración intraductal y visualización por rayos X de la solución ablativa a base de etanol para la prevención y el tratamiento local del cáncer de mama en modelos de ratón

El presente protocolo describe la inyección intraductal de vectores virales a través de la tetina para administrar genes de interés en las células epiteliales mamarias.

In vivo Entrega de genes en células epiteliales mamarias de ratón a través de inyección intraductal mamaria

Aprende a simular mastitis en ratones lactantes mediante inyección intraductal de LPS y visualización de la actividad NF-κB con imagen bioluminiscente. Este método permite cuantificar respuestas inflamatorias sin dañar el sitio de inyección.

Inyección intraductal de LPS como un modelo de ratón de Mastitis: Señalización Visualizada a través de un transgénico NF-kB Reportero (Video) | JoVE Journal

Inyección intraductal de LPS como un modelo de ratón de Mastitis: Señalización Visualizada a través de un transgénico NF-kB Reportero

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