Name: En Vivo Imaging Systems (IVIS) La detección de un virus invasor Neuro-encefálico (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 21 s
Description: Aprende a detectar infecciones del sistema nervioso central por virus alfa usando tecnología bioluminescente con IVIS. Este método permite visualizar la invasión viral en tiempo real y evaluar vacunas y tratamientos antivirales de forma más precisa.

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Instituto de Ciencias de la UTMB traslacional-NIH subvención 1UL1RR029876-01 y Prather Alisha por su ayuda con la edición de vídeo de este manuscrito.

1. Preparación Animal <ol><li> Llegada Animal: Al llegar al nivel de Bioseguridad Animal 2 (ABSL2) instalaciones, permiten a los animales un mínimo de 2 días para aclimatarse a su nuevo entorno. Tras este período de descanso, inspeccionar a los animales para evaluar su salud y apariencia física en general. <ol><li> Cuando se utilizan los reporteros fluorescentes es importante para situar todos los sujetos animales con una dieta libre de alfalfa para limitar la cantidad de autofluorescencia GI y la señal de fondo. </li></ol></li><li> Afeitado animales: Para mejorar la señal bioluminiscente detectado desde la región craneal durante la exploración; afeitarse las cabezas de todos los animales. Anestesiar a los animales con una mezcla de oxígeno y gas vaporizado isoflurano. Una vez que los animales son completamente anestesiado, usar maquinillas eléctricas de afeitar sus cabezas. Una vez finalizado el afeitado, devolver los animales a sus jaulas y observar para la recuperación completa de los efectos de la anestesia. </li><li> Bio Medic DataSystems (CMBD) de transpondedor de inserción (que tendrá lugar tras el afeitado de los ratones, mientras que los animales están completamente anestesiados): Para un medio menos invasivos para el seguimiento de un implante temperatura preprogramada BMDS transponder inalámbrica vía subcutánea en la región dorsal de cada ratón. Estos transpondedores permiten la identificación inalámbrica y registro de la temperatura. Tras la implantación del transpondedor, aplicar un adhesivo de tejido veterinario de grado a la herida. </li><li> Colección de referencia: Antes de la infección, registre una temperatura de referencia y el peso de todos los animales. Recoger la sangre por neutralización por reducción de placas de prueba (PRNT) el análisis a través de retro-orbitales (RO) de purga mientras que los ratones están bajo anestesia. Tras la extracción de sangre, aplique ungüento antibiótico veterinario ojo para reducir el potencial de infección bacteriana secundaria. Esta colección de línea de base debe ser completada con consideración a la cantidad de veces que los animales se colocaron bajo anestesia debido a la tensión en los ratones. Las futuras colecciones ro should ser completada después de formación de imágenes, mientras que el ratón está todavía bajo anestesia. La sangre obtenida de un máximo RO debe estar alrededor de 200 l. </li><li> Infección: ratones a cabo bajo anestesia como se describe anteriormente. Inocular a través de la vía intranasal con una dosis de 5x10 a 5x10 6 7 ufp TC83-luciferasa en un volumen total de 40 l diluido por Tampón fosfato salino (PBS) a través de la infección intranasal. Después de la infección, los ratones colocar dentro de su jaula de alojamiento y observar la recuperación. </li></ol> 2. Animal de imágenes Descargo de responsabilidad: mantener a los ratones dentro de su unidad de vivienda, el gabinete de seguridad biológica (BSC) o el cuadro de contención XIC en todo momento. El BSC aprobados para este protocolo son una clase B1 o B2 Tipo II. <ol><li> Inyectar todos los animales con 10 l por gramo de peso corporal de intraperitoneal (IP) luciferina en una concentración de 15 mg / ml. <ol><li> Los ratones que recibieron Ampligen son para ser injected IP a una dosis de 12,5 mg de peso corporal / kg a -4 h después de la infección o 48 h después de la infección en base a su grupo. </li></ol></li><li> Antes de la inyección con luciferina, separar los ratones en grupos de tres a asegurar un ajuste apropiado dentro de la caja de contención XIC-3. <ol><li> Para todos obtención de imágenes, utilizar pomada ocular / lubricante para evitar el secado de la córnea durante todo el procedimiento. </li></ol></li><li> Abra el software LivingImage y pulse Iniciar para preparar el cuadro de imagen, ahorro de ajuste automático, el tiempo de exposición en automático (tiempo de exposición de automóviles es una nueva característica del software LivingImage 3.2 y posteriores), ver el campo a C, y el filtro para abrir; campo de vista se basa en el número de ratones que son imágenes; filtro y se puede optimizar según sea necesario para los proyectos de diagnóstico por imágenes. </li><li> Asegúrese de que los filtros de carbón del aire no han expirado, el tanque de oxígeno está llena, y el depósito lleno se isoflurano. Coloque pequeñas tiras de cinta aislante en la XIC-3 icaja solation que ayuda a reducir el movimiento de animales durante la exploración. </li><li> Inyectar a los ratones con IP luciferina como se describe en la sección 2.1 y el lugar dentro de la cámara de inducción isoflurano (con la tapa abierta) durante 3-5 min. </li><li> Después de 5 min, cerrar la tapa de la cámara de inducción e iniciar el flujo de isoflurano. El anestésico se hace funcionar a aproximadamente 3-5% de oxígeno con el conjunto de velocidad de flujo de aproximadamente 2,0 L / min. Una vez completamente inconsciente esperar otros 30 segundos y la transferencia de los ratones a la caja de aislamiento XIC-3. Asegúrese de que el gabinete de bioseguridad que se utilizan para el seguro permite la compactación de isoflurano ya que este procedimiento implicará la pérdida de isoflurano de la cámara de inducción (la unidad IVIS contiene sus propios recipientes pasivos Justo y la caja de contención XIC-3 se conecta directamente a la entrada / salida de sockets para asegurar contenida flujo anestésico). <ol><li> Transfiera los ratones en base a número de chip / grupo en el cuadro de aislamiento XIC-3 con el conector conectado un isofluranod abrir. Coloque los ratones para que ellos se ponen en decúbito esternal con la cabeza suavemente descansando sobre las tiras de cinta. </li></ol></li><li> Limpie la caja de contención XIC con las manos etanol spray, y el fondo del XIC-3 con Cavicide, y transferir a la cámara de imágenes IVIS. Vuelva a conectar la anestesia a la caja de contención una vez dentro de la unidad de imagen. </li><li> Después de 10 min después de la inyección de luciferina, la imagen de los ratones a través del software de imagen viva. </li><li> Siguiendo imagen inicial con un filtro abierto, iniciar un dlit 3-Dimensional imágenes usando el análisis de la secuencia y la configuración de imagen Asistente para bioluminiscente luciferasa de luciérnaga. Este proceso de formación de imágenes se llevará a 4-5 min y se debe completar en un campo de vista relevantes para el número de ratones deseados. <ol><li> Ex-vivo análisis es posible siguiente necropsia y recolección del cerebro. Coloque el cerebro en una placa de Petri estéril, goteo 50-100 l de acciones luciferina en la parte superior, y el lugar dentro de la imaging caja. </li></ol></li><li> Finalizar un segundo filtro de imagen abierto en 15-17 min después de la infección sobre la terminación de la imagen dlit. Asegúrese de análisis de la secuencia está apagado y el campo de visión y la configuración de los filtros se devuelven a la configuración anterior. </li></ol> 3. Ratones retorno y Análisis de Datos <ol><li> Apague el vaporizador de isoflurano y transferir la caja de contención XIC de nuevo a la cabina de bioseguridad. </li><li> Coloque los ratones de vuelta dentro de su vivienda, cierre la tapa, rocíe el exterior con un desinfectante apropiado y vuelva a colocarlo en el estante de la vivienda. <ol><li> Asegurar que los ratones se haya recuperado de la anestesia. </li></ol></li><li> Repita el procedimiento anterior según el experimento requiere hasta que imagen se ha completado. </li><li> Desinfectar el BSC, apagar el equipo, y transferir todos los datos a una ubicación fuera de laboratorio para un análisis adicional. </li><li> Analizar los datos y generar imágenes en 3 dimensiones sobre la base de los resultados de IVIS utiLizing el software LivingImage. <ol><li> Asegúrese de que la imagen está correctamente orientada y la iluminación / balance de color se establece. Dentro de la paleta de herramientas las opciones incluyen ajuste de imagen, correcciones, datos de imagen y herramientas de ROI. </li><li> Utilizar las formas de ROI para identificar los puntos fuertes específicos de señales basados ​​en ubicación. </li><li> Reconstruir la topografía de la superficie para resaltar el cuerpo del ratón, inicializar reconstrucción 3D dlit, y utilizar en forma lineal para ajustar el mapa órgano para la reconstrucción topográfica. </li></ol></li><li> Un análisis más detallado de titulación viral se puede completar mediante la recogida de sangre y órganos. Titulación en este estudio se completó mediante la homogeneización de tejido cerebral en medio de Eagle modificado (MEM). El homogeneizado se diluyó en serie y se infectaron una placa de 6 pocillos de células Vero durante 1 hr. Las células se cubrieron con una capa de agarose/2xMEM 1,5% y se incubaron durante 2 días a 37 grados. Las células fueron fijadas con 10% de formalina durante 30 min y se tiñeron concristal violeta. </li></ol>

<ol><li>Steele, K. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+Neurovirulence+and+Tissue+Tropism+of+Wild-type+and+Attenuated+Strains+of+Venezuelan+Equine+Encephalitis+Virus+Administered+by+Aerosol+in+C3H%2FHeN+and+BALB%2Fc+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology+Online%22%5BJournal%5D)">Comparative Neurovirulence and Tissue Tropism of Wild-type and Attenuated Strains of Venezuelan Equine Encephalitis Virus Administered by Aerosol in C3H/HeN and BALB/c Mice.</a> Veterinary Pathology Online. 35, 386-397 (1998).</li>
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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Si bien este protocolo cubre los aspectos de formación de imágenes para el análisis in vivo, es importante reconocer el vector bioluminiscente como un factor clave para futuros estudios. Nuestra utilización de TC83, una cepa de vacuna atenuada de VEEV, como un vector para la expresión de la luciferasa asegura que grandes cantidades de la enzima se producen debido a la alta tasa de replicación del virus en el SNC como se describió previamente 1-4. Mientras que la adición de un promotor subgen...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios (opcional) </td></tr><tr><td> D-luciferina </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> El isoflurano </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Xenogen IVIS System (Spectrum) </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> XGI-8-gas Anestesia Sistema </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> XIC-3 Caja de Contención </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> LivingImage 4.0 Software </td><td> Caliper Life Sciences </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Telemetría / identificación fichas </td><td> Bio Medic Data Systems </td><td> IPTT-300 </td><td> Identificación Animal y TemperATURALEZA </td></tr><tr><td> BD Integra jeringa de 1 ml con 26 TB gx 3/8 &quot;aguja </td><td> Fisher Scientific </td><td> 305279 </td><td></td></tr><tr><td> Bond Vet tejido adhesivo </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9259532 </td><td></td></tr><tr><td> Vetropolycin Ungüento Oftálmico </td><td> Webster veterinarios </td><td> 78444656 </td><td></td></tr><tr><td> Fosfato de Dulbecco 1X solución salina tamponada </td><td> Invitrogen </td><td> 14190-144 </td><td></td></tr><tr><td> BMDS chip lector </td><td> Bio Medic Data Systems </td><td> DAS-7007S </td><td></td></tr><tr><td> DAS-HOST Software </td><td> Bio Medic Data Systems </td><td></td><td> Se utiliza para descargar información de la sonda </td></tr></tbody></table>

en vivo imaging systems (ivis) la detección de un virus invasor neuro-encefálico

In Vivo Imaging Systems (IVIS) Detection of a Neuro-Invasive Encephalitic Virus

Los avances modernos en tecnología de imagen fomenten el desarrollo y refinamiento en la forma en que se realiza la investigación viral. Inicialmente propuesto por Russel y Burch en 3Rs Hume (reemplazo, reducción, refinamiento), la utilización de modelos animales en la investigación científica está bajo presión constante para identificar nuevas metodologías para reducir el uso de animales al tiempo que mejora la precisión científica y la velocidad. Un reto importante para los directores de Hume sin embargo, es cómo asegurar que los estudios son estadísticamente precisos y reducir la morbilidad de las enfermedades animales y los números totales. Estudios de eficacia de las vacunas actualmente se requiere un gran número de animales con el fin de ser considerado estadísticamente significativo y a menudo resultan en una alta morbilidad y mortalidad de los puntos finales para la identificación de la protección inmune. Hemos utilizado los sistemas de formación de imágenes in vivo (IVIS) en conjunción con una enzima de luciérnaga bioluminiscente para rastrear progresivamente la invasión del sistema nervioso central (SNC) por un renciavirus phalitic en un modelo murino. Típicamente, la enfermedad avanza de forma relativamente lenta, pero, la replicación del virus es rápida, especialmente en el SNC, y puede conducir a una frecuencia, resultado letal. Después de la infección intranasal de los ratones con TC83-Luc, una cepa atenuada venezolana virus de la encefalitis equina modificado para expresa un gen de la luciferasa, somos capaces de visualizar la replicación del virus dentro del cerebro por lo menos tres días antes de la aparición de síntomas clínicos de la enfermedad. Utilizando invasión del SNC como una clave de punto final encefalítica desarrollo de la enfermedad que son capaces de identificar rápidamente terapéutico y protección de la vacuna contra TC83-Luc infección antes de desarrollar los síntomas clínicos. Con la tecnología IVIS somos capaces de demostrar la prueba rápida y precisa de la terapéutica de fármacos y vacunas al tiempo que reduce el número de animales y la morbilidad.

Con un virus genéticamente modificado, TC83-luciferasa, hemos visto un aumento en la intensidad de la señal bioluminiscente como la replicación del virus se mueve desde la región nasal en el SNC centrales (Figura 1). Debido a la tasa de replicación viral alta, esperamos que los niveles altos de señal bioluminiscente (Figura 2A) que dependen del vector y la respuesta del animal inmune contra el vector. Esperamos que este aumento de la señal de seguir un pico, entre la infección días desp...

Utilizando luciferasa y los sistemas de formación de imágenes in vivo (IVIS) como un nuevo medio para identificar las variables de enfermedad antes de los desarrollos clínicos ocurrir. IVIS nos ha permitido visualizar en tiempo real la invasión de los virus de encefalitis durante varios días, ofreciendo un modelo de enfermedad más preciso para el estudio futuro. También ha permitido identificar las características potenciales de protección de antivirales y vacunas más rápido que los modelos animales utilizados actualmente. La capacidad de utilizar animales individuales a través de múltiples puntos de tiempo asegura la reducción de las condiciones de policía, los costos y la morbilidad global a los animales utilizados garantizar un medio más humano y más científico de estudio de la enfermedad.

En Vivo Imaging Systems (IVIS) La detección de un virus invasor Neuro-encefálico

Los avances modernos en la tecnología de imagen impulsan un mayor desarrollo y perfeccionamiento en la manera en que se lleva a cabo la investigación viral. Propuesto inicialmente por...

Hoy presentamos un método para detectar infecciones del sistema nervioso central causadas por un alfavirus en especies de Aurine utilizando tecnología bioluminiscente. Este método emplea TC 83, la cepa atenuada viva de la vacuna contra la encefalitis equina venezolana, que contiene un gen de luciferasa de luciérnaga insertado, el cual nos permite rastrear la replicación del virus a medida que se disemina dentro del huésped. En un artículo sobre vacunas publicado recientemente, demostramos nuestra capacidad para visualizar la invasión del SNC y utilizarla como un punto final del estudio para evaluar la eficacia de vacunas y tratamientos antivirales antes de que la enfermedad clínica se manifieste en nuestros controles.Hola, mi nombre es Allison Ard, y soy tecnóloga animal en los laboratorios de alta contención aquí en la Universidad de Ciencias Médicas de Texas. El trabajo que verá en este video fue realizado por mí, Michael Patterson, quien es estudiante de posgrado aquí en UTMB, y Katie Taylor, una estudiante de posgrado avanzada en nuestro laboratorio. Todo el trabajo que verá fue completado aquí en el Laboratorio Nacional de Galveston con la aprobación completa del IACUC, siguiendo las regulaciones de salud y seguridad ambiental, utilizando sistemas de imagenología in vivo.La EIVU nos permite reducir el número de animales necesarios en nuestros estudios debido a nuestra capacidad para generar imágenes diariamente para cada animal individual. En la presente descripción general se mostrará la preparación del animal, incluyendo el afeitado de la frente, el BMDS, la implantación para la infección intranasal con TC 80 D, la inyección intraperitoneal de luciferina para la obtención de imágenes, así como el manejo y traslado del animal desde el gabinete de contención Biocon hasta la caja de imágenes. Desde la caja de imágenes, trasladaremos al animal a la unidad de imágenes del calibrador, el proceso real de obtención de imágenes, las imágenes en dos y tres dimensiones, y el traslado de los animales tras la obtención de imágenes de regreso al gabinete de seguridad biológica.Nuestro laboratorio animal cuenta con una cabina de seguridad biológica de Clase dos en la que se realizan todos los procedimientos in vitro e in vivo. Junto a la cabina de seguridad biológica se encuentra el espectro Cali ivu con isotluorina, vaporizador e interfaz informática acoplados. El vaporizador de isotluorina permite la administración precisa de anestésico inhalatorio y constituye un método más rápido y seguro para anestesiar ratones en comparación con los anestésicos inyectables.La caja de imagen XI C3 es una unidad sellada que incluye filtración HEPA, lo que nos permite transportar animales dentro del laboratorio de forma segura. En estudios previos, hemos determinado que las especies marinas de pelo más oscuro presentan una señal bioluminiscente inhibida directamente relacionada con su pelaje. Recomendamos afeitar la frente y el hocico para mejorar la detección de la señal durante todo el estudio.En todos nuestros estudios, utilizamos chips transpondedores BMDS, que nos permiten recopilar información de temperatura e identificación de los animales de forma inalámbrica. Este método de recolección permite reducir el manejo de los animales y el estrés. El pelaje se humedece con una toallita de etanol y el chip se inserta por vía subcutánea.Mientras el ratón está bajo anestesia, anestesiaremos los animales para la infección intranasal. Una vez inconscientes, sujetamos suavemente a cada animal por la nuca con el hocico apuntando hacia arriba.Se pipetean 20 microlitros en cada fosa nasal. En total, 40 microlitros por ratón; se permite que los animales respiren entre gotas para que el inóculo no se acumule en la parte posterior de la garganta. Para la inyección IP de luciferina, los animales se inmovilizan suavemente sujetando el pescuezo y colocando la cola bajo el dedo meñique y el anular.Posteriormente, se inyecta luciferina en el abdomen de cada animal para asegurar una difusión máxima de luciferina dentro del torrente sanguíneo. Esperamos entre cinco y diez minutos tras la inyección antes de anestesiar a los ratones para la obtención de imágenes. Una vez anestesiados, los animales pueden trasladarse a la caja de contención para imágenes XI C3.Sus cabezas se colocan suavemente sobre tiras de cinta aislante negra, lo que reduce el desplazamiento craneal. Debido al movimiento respiratorio, que interferirá con el proceso de imagen en todos los tipos de imagen, incluida la imagen tridimensional, la protracción completa del miembro y una posición prona dentro de la unidad XI C3 garantizan una cartografía topográfica óptima. Una vez que todos los animales estén colocados correctamente, selle la caja XI C3 y limpie el exterior de la unidad con etanol; desinfecte las manos antes de retirar la caja de la cabina de seguridad biológica.Al colocar la caja XI C3 dentro de la unidad de imagen ivus, asegúrese de que las entradas de anestésico y los contornos estén correctamente conectados a los filtros HEPA sujetos a la caja XI C3. Además, asegúrese de que la rejilla de imagen rodee completamente a los ratones antes de cerrar la unidad de imagen y encender el flujo de anestesia. Una vez que haya abierto el software Living Image, deberá iniciar sesión con su nombre de usuario.Luego se inicializa la unidad de IVUS. Cuando la unidad de IVUS está lista, el indicador de temperatura se vuelve verde, lo que ocurre alrededor de los -90 grados Celsius en el trabajo Ferrari. Utilizamos un tiempo de exposición con detección automática y dejamos todos los demás ajustes en sus valores predeterminados.Una vez que se adquiere la imagen, aparecerá en la pantalla principal. Tiene la opción de seleccionar regiones de interés, lo que le permitirá detectar automáticamente áreas específicas con una intensidad de señal fuerte. También le permitirá introducir manualmente regiones de intensidad que desee visualizar y que el sistema no identifica automáticamente para la imagen tridimensional.Seleccione una opción de configuración de secuencia, seleccione el asistente de imagen y seleccione bioluminiscencia. Una vez seleccionada la bioluminiscencia, haga clic en DLIT y luego en siguiente. En DLIT, asegúrese de que el reporter adecuado esté seleccionado para US Firefly y haga clic en siguiente.Asegúrese de que toda su información sea correcta. Nuestra imagen es de un ratón con un campo de visión de tamaño C. Luego hacemos clic en siguiente y se genera un conjunto de cinco imágenes con longitudes de onda variables desde 560 hasta 640 nanómetros.En nuestra primera imagen, también tenemos la imagen topográfica tomada para permitir la visualización tridimensional. A continuación, hacemos clic en adquirir secuencia. Una vez que se han adquirido las cinco imágenes, podemos cerrar la configuración de la secuencia de imágenes y comenzar a manipular nuestra imagen.Para desarrollar una reconstrucción tridimensional, primero tendremos que asegurarnos de tener un mapa topográfico preciso. Establecemos nuestro sujeto como un ratón peludo en una orientación dorsal y lo reconstruimos. Resaltamos al propio ratón, evitando resaltar cualquier área de fondo de la caja.Hacemos clic en siguiente, y esta sección puede tardar cierto tiempo dependiendo de su imagen y del sistema informático que esté utilizando. Una vez finalizado, tendrá un mapa topográfico del cuerpo de su ratón. A continuación, continúe con la reconstrucción 3D mediante DLIT.Asegúrese de que los ajustes de umbral y las propiedades del tejido estén correctamente configurados. En nuestro caso, seleccione inicio y luego seleccione reconstruir. Este es otro punto temporal que podría tardar dependiendo de su sistema computacional.Una vez finalizado, observará una señal que aparece en su mapa topográfico. A continuación, debe hacer clic en herramientas 3D, luego en registro, atlas de órganos y, para nuestra orientación dorsal femenina. Luego podemos cambiar la opacidad de los órganos para mejorarla; hacemos clic en ajuste lineal para alinear el mapa topográfico con el conjunto digital de órganos.Podemos eliminar todos los órganos excepto aquellos que deseamos identificar realmente con la señal para el cerebro mediante ultrasonido. Con esta tecnología, también es posible crear un video tridimensional, que nos permite rotar, cambiar la opacidad, modificar la vista, acercar, eliminar órganos y, finalmente, alejar la imagen. Cuando finalice la adquisición de imágenes, apague el vaporizador de isoflurano y desconecte la caja de contención XI C3.Devuelva la caja sellada a la cabina de seguridad biológica y retire suavemente los ratones de la cinta aislante. Para duraciones más largas de imágenes, dentro del ABS L2, los ratones pueden mantenerse calientes mediante un manejo adecuado con guantes.Observamos cuidadosamente a los animales para asegurar una recuperación completa de la anestesia. Queremos agradecer al Dr. Pessler y a todas las personas del laboratorio que contribuyeron a este proyecto. También queremos agradecer al Laboratorio Nacional de Galveston, que proporcionó las instalaciones y el equipo, así como al Instituto de Ciencias Traductivas, que proporcionó la financiación para esta investigación.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

Los métodos utilizados para evaluar Bioimagen biodistribución de células de las nanopartículas son aplicables para el seguimiento terapéutico y de diagnóstico de los compuestos nanoformulated. Los métodos descritos en este documento son sensibles y específicos cuando se evaluó por corregistro histológico. Las metodologías de proporcionar una vía de traslación de los roedores a aplicaciones humanas.

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Aquí, presentamos los protocolos para investigar el deterioro de la unidad neurovascular durante la encefalomielitis autoinmune experimental en vivo. Específicamente abordamos cómo determinar permeabilidad de la barrera blood - brain y gelatinasa actividad involucrada en la migración de leucocitos a través de la glía INCURVATA4.

Visualizar el deterioro de las barreras endoteliales y Glial de la unidad Neurovascular durante la encefalomielitis Autoinmune Experimental In Vivo

Las nuevas técnicas de limpieza de tejidos compatibles con la inmunomancha, como la imagen 3D definitiva de órganos con disolventes, permiten la visualización 3D de la infección cerebral del virus de la rabia y su complejo entorno celular. Las rebanadas gruesas de tejido cerebral con etiqueta de anticuerpos se hacen ópticamente transparentes para aumentar la profundidad de la imagen y permitir el análisis 3D mediante microscopía de escaneo láser confocal.

Imágenes 3D de alta resolución de la infección por el virus de la rabia en el tejido cerebral con disolventes

Este protocolo tiene como objetivo generar interneuronas directamente reprogramadas in vivo, utilizando un sistema viral basado en AAV en el cerebro y un reportero de FPSG impulsado por la sinapsina FLEX, que permite la identificación celular y el análisis posterior in vivo.

En Vivo Reprogramación Directa de Células Gliales Residentes en Interneuronas por Inyección Intracerebral de Vectores Virales

El miniscopio de imágenes de calcio in vivo es una técnica poderosa para estudiar la dinámica neuronal y los microcircuitos en ratones que se comportan libremente. Este protocolo describe la realización de cirugías cerebrales para lograr buenas imágenes de calcio in vivo utilizando un miniscopio.

Inyección viral estereotáxica e implantación de lentes de índice de gradiente para imágenes de calcio in vivo en el cerebro profundo

Presentamos un enfoque novedoso para la microscopía de dos fotones de la administración tumoral de nanopartículas de óxido de hierro marcadas con fluorescencia al glioblastoma en un modelo de ratón.

Microscopía intravital de dos fotones de glioblastoma en un modelo murino

Aprende a detectar infecciones del sistema nervioso central por virus alfa usando tecnología bioluminescente con IVIS. Este método permite visualizar la invasión viral en tiempo real y evaluar vacunas y tratamientos antivirales de forma más precisa.

En Vivo Imaging Systems (IVIS) La detección de un virus invasor Neuro-encefálico

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