Name: Imagen Molecular a Target trasplantó células progenitoras musculares (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-27T08:54:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: Aprende a evaluar el trasplante de mioblastos mediante imagen de bioluminiscencia con un gen reportero trifusión en ratones MDX. Este método no invasivo permite rastrear células en vivo y monitorear la viabilidad celular post-trasplante.

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Los autores desean agradecer a Sanjiv Gambhir por el don del gen reportero fluc/mrfp/sr39tk. Este trabajo fue financiado por la Red de Células Madre (SCN) de Canadá, y la Fundación de Jesse Journey.

1. Mantenimiento y Propagación de mioblastos C2C12 <ol><li> Placa de mioblastos C2C12 en un matraz de 75 cm 2 y mantener las células en el suero de alta glucosa Dulbecco Modificado de Eagle (HG-DMEM) suplementado con suero fetal bovino (FBS) a una concentración final de 10%. No permitir que las células se hacen confluentes en cualquier momento ya que esto agotar la población myoblastic. Medio debe ser cambiado cada otro día Nota:. Medio siempre caliente a 37 ° C en un baño de agua antes de su uso. </li><li> Cuando mioblastos ser aproximadamente 80% confluentes, las células de paso a un nuevo matraz. Aspirar el medio de cultivo. Lavar las células con 4-5 ml de solución salina balanceada de Hanks (HBSS) para eliminar todos los restos de medio de cultivo que contiene tripsina inhibidor de suero. Brevemente enjuague la capa de células con 2-3 ml de 0,25% (w / v) de tripsina-EDTA solución para disociar los mioblastos adherentes del matraz. Aspirar tripsina y el matraz lugar en incubadora a 37 ° C durante 5 min. </li><li> Durante esta incubaciónción, preparar un nuevo matraz con 9 ml de medio de HG-DMEM/10% de FBS. Después de tripsinización, añadir 10 ml de medio completo a las células y los tiempos de pipeta 4-5 para garantizar la recogida de todas las células en el medio. Añadir 1 ml de suspensión de células en el matraz de nuevo y se incuban en 5% de CO 2 a 37 ° C. </li></ol> 2. La transfección celular C2C12 <ol><li> Una vez que las células han alcanzado el 50% de confluencia, transfectar de acuerdo con las instrucciones del fabricante de Invitrogen. En pocas palabras, se combinan 90 l Lipofectamine 2000 reactivo con 4,5 ml de OPTI-MEM medio. En otro tubo, se combinan 36 g CMV-trifusion ADN del gen reportero con 4,5 ml de OPTI-MEM. Flick cada tubo para combinar y esperar 5 min. Combinar el contenido de ambos tubos, mezclar suavemente y se incuba a temperatura ambiente durante exactamente treinta minutos Nota:. Un matraz de segunda también se debe configurar para que sólo las células no transfectadas recibir Lipofectamine y OPTI-MEM para servir como un control negativo. </li><li> Eliminar el medio de las células C2C12 y añadir 15,5ml de medio fresco HG-DMEM/10% de SFB. Añadir medio de transfección para llevar el volumen total a 20 ml. </li><li> Permitir que las células a transfectar durante la noche durante al menos 20 horas a 37 ° C. </li><li> Al día siguiente, se aspira el medio de transfección y se añaden 10 ml HG-DMEM/10% de FBS. </li><li> Ver las células bajo un microscopio de fluorescencia invertido. Permite capturar tanto de campo claro y rojo imágenes de fluorescencia (utilizando un cubo de filtro TRITC; mRFP ex / em: 584/607 nm). Contar el número de células que expresan RFP observe bajo fluorescencia dividido por el número total de células observar bajo campo claro para múltiples campos de visión para mayor eficacia de transfección. </li></ol> 3. Evaluación de la supervivencia celular / MTT ensayo <ol><li> Un día antes de la transfección, la placa de 1x10 5 células C2C12 en cada pocillo en una placa de 24 pocillos. Las células deben ser plateado en volúmenes de 500 l en FBS HG-DMEM/10%. </li><li> Al día siguiente, los mioblastos transfectar durante la noche como se ha descrito previamente. Siga las sugerencias del fabricante para la transfección reagenvolúmenes t para una placa de 24 pocillos. Incubar un conjunto de pocillos con Lipofectamine sólo (sin ADN) como control. Ver células bajo fluorescencia para asegurar que la transfección adecuada se ha producido. </li><li> Retirar el medio de transfección y se incuban con mioblastos 5 mg / ml de azul de tiazolilo tetrazolio (MTT) en FBS HG-DMEM/10%. Añadir D-luciferina a ocho de los pozos transfectadas, y se incuba a 37 ° C durante cuatro horas. </li><li> Retire medio de pozos. Solubilizar azul cristales de formazán mediante la adición de 180 l de isopropanol a cada pocillo. Agitar a 37 ° C durante 15 min. </li><li> Evitando cualquier precipitado, la solución de la pipeta en una placa de 96 pocillos y se leyó la absorbancia a 575 nm. </li></ol> 4. Preparación de mioblastos para Trasplante <ol><li> Retire medio, lavar con HBSS mioblastos y células Tripsinizar como se indica en el punto 1.1. </li><li> Volver a suspender las células en 4 ml de medio completo. </li><li> El uso de un hemocitómetro, contar las células para generar volúmenes que contienen 10 6 mioblastos. Pipetear volmen en microtubos estériles 1,5 ml. Con una eficacia de transfección de ~ 10%, estos valores indican que 100.000 células que expresan luciferasa son detectables en el escáner GE ExploreOptix después del trasplante. </li><li> Alcanzar un volumen de inyección final de 15 l, que contiene 10 6 células C2C12. Si es necesario, microtubos de centrífuga a 2.000 rpm durante un minuto. Aspirar cuidadosamente el sobrenadante con una pipeta. Vuelva a suspender las células en 15 l de DMEM carente HG-FBS. </li></ol> 5. Implantación Celular <ol><li> Anestesie ratón con un 2% de isoflurano / 2% O 2. Pluck pelo de la zona extremidad posterior dorsal. Mantenga la anestesia con isoflurano al 1,5% / 2% O 2. </li><li> Asegurar C2C12 mioblastos son bien suspendido. Con el ratón en una posición de decúbito prono, extender la extremidad posterior y el uso de una jeringa de insulina a inyectar células directamente en el lateral de la cabeza del músculo gastrocnemio en un ángulo de 30 °. Inyectar mioblastos transfectados en la extremidad posterior derecha y int mioblastos sin transfectaro el contralateral (izquierda) miembro posterior. </li><li> Realizar un análisis de bioluminiscencia línea de base: Transfiera rápidamente ratón a la etapa en el escáner óptico, por el que se el ratón en una posición boca abajo. Conecte la línea de anestésico. Para asegurar el ratón permanece anestesiado, una segunda persona debe estar presente para conectar la línea de anestésico mientras que los otros lugares que el animal en el escáner. </li><li> Suavemente extender la extremidad posterior de modo que el área de inyección es visible. Cinta traseras piernas en posición con un adhesivo suave, como la cinta médica. </li><li> Cerrar la cámara y asegurarse de que la luz no puede tener acceso al interior del escáner, ya que esto aumentará la señal de fondo detectada. El escáner debe ajustarse a los parámetros incluidos en las instrucciones de su fabricante para obtener imágenes de bioluminiscencia. En concreto, asegúrese de &quot;no láser&quot; está seleccionado. </li><li> Dibuje una región de interés (ROI) en la zona de desplumado y exploración inicial. </li></ol> 6. La inyección de sustrato Fluc, D-luciferina, en ratón mdx &lt;ol&gt; <li> Mientras que el ratón es anestesiaron intraperitonealmente inyectar 150 mg / kg de sustrato de luciferasa de luciérnaga, D-luciferina (de una 40 mg / ml de solución madre, compuesto de acuerdo con las instrucciones del fabricante). </li><li> Recuperar ratón y permitir un período de 15 minutos antes de preparar la captación de ratón para el siguiente ciclo. </li></ol> 7. BLI a Target Luc-expresando PSM después del implante en modelos de ratón de DMD <ol><li> Después de que el período de absorción, anestesiar ratón de nuevo, como se describe en 5,1. </li><li> Transferir el ratón de nuevo al dispositivo de lectura óptica y realice otro escaneo de bioluminiscencia de la misma manera como la exploración de fondo. </li><li> Aunque un período de 20 min la absorción debe proporcionar una intensidad de señal máxima, un posterior análisis puede ser realizado. </li><li> Una vez completada la adquisición de imágenes, sacrifica el ratón de acuerdo con las directrices establecidas por el Comité de Ética Institucional Animal y el Consejo Canadiense de Protección de los Animales (CCPA). Aislar el músculo extremidades posteriores y el lugar inmediatamente in 10% de formalina para arreglar para empotramiento parafina. Realizar tinción inmunohistoquímica para la luciferasa para confirmar inyección intramuscular de mioblastos. </li></ol>

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<li>Andersson, J. E., Bressler, B. H., Ovalle, W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+regeneration+in+hind+limb+skeletal+muscle+of+the+mdx+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Muscle+Res.+Cell+Motil%22%5BJournal%5D)">Functional regeneration in hind limb skeletal muscle of the mdx mouse.</a> J. Muscle Res. Cell Motil. 9, 499-515 (1988).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En este estudio, hemos descrito un rápido y fiable de imagen molecular enfoque, gen indicador de mioblastos diana de manera no invasiva / PSM tras el trasplante. Aunque este estudio demuestra la localización a corto plazo de los PSM trasplantadas a través de bioluminescense formación de imágenes (BLI), la manera en que las células están dirigidos puede, de hecho, ser fácilmente aplicada a una evaluación longitudinal de un injerto de células, a través de la implantación de células que expresan de manera...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre de reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios (opcional) </td></tr><tr><td> C2C12 mioblastos </td><td> ATCC </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dulbecco modificada de Eagle </td><td> Life Technologies </td><td> 12800-017 </td><td></td></tr><tr><td> suero bovino fetal </td><td> Life Technologies </td><td> 12483020 </td><td></td></tr><tr><td> 0,25% de tripsina-EDTA </td><td> Life Technologies </td><td> 25200-72 </td><td></td></tr><tr><td> Hanks Balanced Salt Solution </td><td> Sigma Aldrich </td><td> H6648 </td><td></td></tr><tr><td> Lipofectamine 2000 </td><td> Life Technologies </td><td> 11668-019 </td><td></td></tr><tr><td> Nikon Eclipse TE2000-5 </td><td> Nikon Instruments Inc. </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Xenolight D-luciferina </td><td> PerkinElmer </td><td> 122796 </td><td> 40 mg / ml en PBS </td></tr></tbody></table>

imagen molecular a target trasplantó células progenitoras musculares

Molecular Imaging to Target Transplanted Muscle Progenitor Cells

La distrofia muscular de Duchenne (DMD) es una grave enfermedad genética neuromuscular que afecta a 1 de cada 3.500 varones, y se caracteriza por la degeneración progresiva de los músculos 1, 2. En los pacientes, la capacidad de los residentes células musculares satélite (SCS) para regenerar las miofibras dañadas vuelve cada vez más ineficaz 4. Por lo tanto, el trasplante de células progenitoras musculares (PSM) / mioblastos de sujetos sanos es un enfoque terapéutico prometedor para DMD. Una limitación importante para el uso de la terapia con células madre, sin embargo, es la falta de tecnologías de imágenes fiables de seguimiento a largo plazo de las células implantadas, y para evaluar su eficacia. Aquí, describimos una manera no invasiva, en tiempo real enfoque para evaluar el éxito del transplante de mioblastos. Este método tiene la ventaja de un gen de fusión informador unificada compuesta de genes (luciferasa de luciérnaga [fluc], monomérico proteína fluorescente roja [mRFP] SR39 y la timidina quinasa [sr39tk]) cuya Expression se pueden obtener imágenes con diferentes modalidades de imágenes 9, 10. Una variedad de técnicas de imagen, como la tomografía por emisión de positrones (PET), emisión de fotón único tomografía computarizada (SPECT), resonancia magnética (MRI), formación de imágenes ópticas y de alta frecuencia de ultrasonido en 3D están disponibles, cada uno con sus ventajas y limitaciones 11. Bioluminiscencia de imágenes (BLI) estudios, por ejemplo, tienen la ventaja de ser un coste relativamente bajo y de alto rendimiento. Es por esta razón que, en este estudio, se hace uso de la luciferasa de luciérnaga (fluctuaciones) secuencia de gen reportero contenido dentro del gen de fusión y formación de imágenes de bioluminiscencia (BLI) para la localización a corto plazo de mioblastos C2C12 viables después de la implantación en un ratón modelo de DMD (distrofia muscular en el cromosoma X [mdx] ratón) 12-14. Es importante destacar que, BLI nos proporciona un medio para examinar la cinética de los PSM etiqueta post-implantación, y será útil para rastrear las células repetidamente en time y la migración siguiente. Nuestro enfoque de genes reportero además nos permite fusionar múltiples modalidades de imagen en un sujeto vivo solo, dada la naturaleza tomográfico, buena resolución espacial y la capacidad de escalar a grandes animales y seres humanos 10,11, PET será la base del trabajo futuro que sugieren que puede facilitar la traducción rápida de los métodos desarrollados en las células a modelos preclínicos y para aplicaciones clínicas.

Tras la confluencia 50-60%, mioblastos C2C12 fueron transfectadas transitoriamente con el gen de fusión antes mencionada construcción reportera compuesto de la luciferasa de luciérnaga [fluc], proteína monomérica fluorescente de color rojo [mRFP] y SR39 timidina quinasa [sr39tk] (Figura 1A). La eficiencia de transfección se calculó a través de microscopía de fluorescencia (Figuras 1B, C), haciendo uso de la secuencia de mRFP en nuestro constructo repo...

Un medio no invasivo para evaluar el éxito de trasplante de mioblastos se describe. El método se aprovecha de un gen de fusión informador unificada compuesta de genes cuya expresión se pueden obtener imágenes con diferentes modalidades de imágenes. Aquí, se hace uso de un<em&gt; Fluc</emReportero&gt; secuencia de genes a las células diana a través de imágenes de bioluminiscencia.

Imagen Molecular a Target trasplantó células progenitoras musculares

Duchenne muscular dystrophy (DMD) is a severe genetic neuromuscular disorder that affects 1 in 3,500 boys, and is characterized by progressive muscle ...

El objetivo general de este procedimiento es evaluar de forma no invasiva el éxito del trasplante de mioblastos mediante un enfoque de genes indicadores e imágenes de bioluminiscencia. Esto se logra introduciendo primero el gen reportado de tri fusión que expresa f Luke, MRFP y SR tres 90 tk bajo el control del promotor CMV en la línea celular inmortalizada de mioblastos C dos C 12. El segundo paso es cuantificar el número de mioblastos que expresan el gen Porter.En este estudio, la eficiencia de la transfección se calcula mediante el recuento de células que expresan MRFP en un microscopio de fluorescencia. Las siguientes 10 de las cinco células modificadas en un volumen igual o inferior a 15 microlitros se implantan por vía intramuscular en la extremidad trasera de ratones MDX distróficos. Las células transfectadas UNT se implantan en la extremidad posterior contralateral como control, luego se realiza una exploración basal.El paso final es la inyección intraperitoneal, el sustrato genético Lucifer después de un período de absorción de alrededor de 20 minutos, realizar un segundo escaneo de bioluminiscencia para adquirir una imagen de las células implantadas. En última instancia, la absorción de Lucifer se observa específicamente en las células que expresan f Luke sin bioluminiscencia detectable en las células de control que no expresan el gen report. Este método podría ayudar a responder preguntas clave en el campo de la tecnología de transferencia de pérdidas leves, como la migración de células después de la implantación, así como la supervivencia celular después del trasplante.Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia el tratamiento de enfermedades musculares como la distrofia muscular de Duchenne, ya que es un medio rápido y fiable para dirigirse a las células de forma no invasiva. Tras el trasplante, podemos evaluar el área injertada a lo largo del tiempo y evaluar el éxito o fracaso del tratamiento. La demostración del procedimiento estará a cargo de Kelly gut pe, una estudiante graduada, y Rebecca Mcg, una técnica de investigación de nuestro laboratorio, lo siento, Cultivo C dos mioblastos C 12 en medio de águilas modificadas con dcos de alta glucosa con 10% de suero bovino fetal de acuerdo con los procedimientos estándar para esta línea celular. No permita que las células confluyan más del 80%, ya que esto agotará la población mótica.Para preparar primero las células para la transfección, recoja las células del matraz cubriendo brevemente la capa de células de enjuague de HBSS con tripsina. A continuación, aspirar rápidamente la tripsina y colocar el matraz en la incubadora de cultivo de tejidos durante cinco minutos. Durante la incubación, prepare dos matraces T 75 que contengan nueve mililitros de medio de cultivo cada uno.Cuando se complete el tiempo de incubación, agregue 10 mililitros de medio al matraz y enjuague el medio sobre el fondo del matraz cuatro o cinco veces para asegurar la recolección de todas las células. A continuación, siembre cada uno de los matraces T 75 con una décima parte de la suspensión de celdas del matraz T 75 original. Al intentar este procedimiento por primera vez, realice un ensayo MTT para evaluar el efecto del marcaje celular en la supervivencia y diferenciación celular y la viabilidad de los mioblastos modificados antes del trasplante.Una vez que las células hayan alcanzado el 50% de confluencia, transfecte un matraz T 75 con 36 microgramos del gen reportero de fusión CMV Tri en un volumen óptimo de 4,5 mililitros utilizando Lipofectamine 2000 de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Además, realizar un simulacro de transfección del segundo matraz T 75 utilizando únicamente lipo 2000 y óptimo sin ADN como control negativo. Deje que las células transfecten durante al menos 20 horas a 37 grados centígrados al día siguiente, aspire el medio de transfección y reemplácelo con el volumen adecuado de medio de cultivo utilizando un microscopio fluorescente invertido.Capture imágenes de campo claro y fluorescencia roja para calcular la eficiencia de la transfección. Después de recolectar el mioblasto transfectado por tripsina y resus suspendiendo las células en cuatro mililitros de medio completo, utilice un hemocitómetro para realizar un recuento celular. Pipetear 10 a las seis células en un microtubo estéril de 1,5 mililitros con una eficiencia de transfección de alrededor del 10%Este número de células debería dar lugar a 100, 000 matrices de Lucifer detectables que expresan células después del trasplante, el volumen final de inyección debe ser de 15 microlitros.Si el volumen en el tubo es mayor que esto, centrifugar los microtubos a 2000 RPM durante un minuto, asar el supinato y luego doblar en un volumen máximo de 15 microlitros de crecimiento. Medio carente de FBS: Después de inducir la anestesia en el ratón utilizando un 2% de flúor, cambie a un 1,5% de flúor para el mantenimiento de la anestesia. Durante el procedimiento, coloque al ratón en posición prona y arranque el pelo de la zona dorsal de la extremidad trasera.Asegúrese de que los mioblastos C dos C 12 estén bien suspendidos y, a continuación, cargue la suspensión celular en una jeringa de insulina. Inyecte las células directamente en la cabeza lateral del músculo gastrointestinal en un ángulo de 30 grados. Después de inyectar mioblastos transfectados en la extremidad posterior derecha, repita el procedimiento con mioblastos transfectados UNT en la extremidad posterior contralateral.Realice un escaneo de bioluminiscencia de referencia. Una persona debe transferir rápidamente el mouse a la etapa en el escáner óptico, colocando el mouse en una posición prona. Una segunda persona conecta simultáneamente la línea de anestesia para asegurarse de que el ratón permanezca anestesiado.Extienda suavemente las extremidades traseras y use cinta médica para mantener la extremidad en su lugar de modo que ambas áreas de la inyección sean visibles. Cierre la cámara y asegúrese de que ninguna luz pueda acceder al interior del escáner, ya que esto aumentará la señal de fondo detectada. El escáner debe ajustarse a los parámetros incluidos en las instrucciones del fabricante para las imágenes de bioluminiscencia.Dibuje una región de interés alrededor del área inyectada arrancada e inicie el escaneo para obtener la imagen de referencia mientras el mouse está anestesiado. Intraperitoneal. Inyecte 150 miligramos por kilogramo de sustrato de luciferasa luciferasa Lucifer en. Coloque al ratón en una jaula limpia y permita que se recupere de la anestesia.Espere un período de absorción de 15 minutos antes de preparar el mouse para el próximo escaneo. Después del período de absorción de 15 minutos. Anestesiar el ratón y transferirlo al escáner como antes.Realice un segundo escaneo por luminiscencia de la misma manera que el escaneo en segundo plano. El período total de captación de 20 minutos debe proporcionar la máxima intensidad de señal, pero se puede realizar un escaneo posterior si se desea. Este esquema muestra la construcción reportera CMV Tri Fusion.El panel de la izquierda muestra la imagen de campo claro de C, dos mioblastos de C 12 transfectados con el plásmido reportero de fusión, y el panel de la derecha muestra la misma región que una imagen de fluorescencia, como se ve aquí. Se dibuja una región de interés para encerrar el área de la extremidad posterior desplumada donde se inyectaron los mioblastos. La bioluminiscencia no se detecta durante un análisis en segundo plano.A los 23 minutos después de la inyección de Luciferín, se detecta una señal clara desde la extremidad posterior derecha donde se inyectaron mioblastos que expresan luciferasa. No se detecta bioluminiscencia en la extremidad posterior contralateral inyectada con mioblastos no resecados. En este caso, la inmunohistoquímica utilizando un anticuerpo luciferasa de luciérnaga de fuego confirma la implantación intramuscular de dos células C 12 transfectadas.Al intentar este procedimiento, es importante recordar utilizar técnicas de cultivo de tejidos asépticos y prácticas adecuadas de manejo de animales después de su desarrollo. Esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de las enfermedades musculares exploraran la eficacia de la terapia celular por ahora en modelos preclínicos de animales pequeños de una enfermedad. Luego, más adelante en el entorno clínico de los pacientes, después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo implantar células y cómo localizar de manera no invasiva mioblastos trasplantados mediante imágenes de bioluminiscencia.

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El aislamiento y cultivo de una población pura de células satélite quiescentes, una población de células madre de músculo, es esencial para la comprensión de la biología de células madre del músculo y la regeneración, así como el trasplante de células madre para terapias en la distrofia muscular y otras enfermedades degenerativas.

Aislamiento, cultivo y trasplante de células musculares satélite

Este protocolo describe el radiomarcaje de células madre mesenquimales equinas y su implantación en lesiones tendinosas en el caballo con el fin de determinar la supervivencia celular y la distribución de tejidos mediante gammagammagrafía.

En vivo de imágenes y Seguimiento de tecnecio-99m Etiquetada células madre mesenquimales de médula ósea en Equinos tendinopatía

Aquí utilizamos bioluminiscente, rayos x y emisión de positrones la tomografía/computado tomografía la proyección de imagen para estudiar cómo inhibidor mTOR actividad impactos tumores mieloma engrafted de médula ósea en un modelo de xenoinjerto. Esto permite fisiológicamente relevantes, no invasivo y multimodales análisis del efecto anti-mieloma de tratamientos contra tumores mieloma médula engrafted en vivo.

Proyección de imagen de tomografía multimodal bioluminiscente y emisión positrónica tomografía/computacional de xenoinjertos de médula ósea del mieloma múltiple en ratones NOG

Describimos el trasplante intraparenquimatoso de células progenitoras neurales humanas transducidas con un vector informador dual que expresa la proteína fluorescente verde luciferasa (GFP) en el cerebro del ratón. Después del trasplante, la señal de luciferasa se mide repetidamente utilizando bioluminiscencia in vivo y células injertadas que expresan GFP identificadas en secciones cerebrales mediante microscopía de fluorescencia.

Trasplante intracerebral y seguimiento de bioluminiscencia in vivo de células progenitoras neurales humanas en el cerebro de ratón

El protocolo aquí presentado permite la identificación y el análisis de alta dimensión de células madre y progenitoras musculares mediante citometría de masas unicelulares y su purificación por FACS para estudios en profundidad de su función. Este enfoque se puede aplicar para estudiar la dinámica de regeneración en modelos de enfermedad y probar la eficacia de las intervenciones farmacológicas.

Identificación y análisis de progenitores miogénicos in vivo durante la lesión aguda del músculo esquelético mediante citometría de masa unicelular de alta dimensión

La terapia celular ofrece una intervención prometedora para la fibrosis pulmonar mediante el uso de células progenitoras para reparar el tejido dañado y mejorar la función pulmonar. Dado que las imágenes desempeñan un papel fundamental en el seguimiento de la integración celular, en este trabajo describimos el seguimiento in vivo guiado por imágenes magnéticas de la terapia celular para la fibrosis pulmonar en un modelo de ratón.

Seguimiento in vivo guiado por imágenes de células progenitoras epiteliales pulmonares distales trasplantadas para fibrosis pulmonar mediante imágenes de partículas magnéticas

Aprende a evaluar el trasplante de mioblastos mediante imagen de bioluminiscencia con un gen reportero trifusión en ratones MDX. Este método no invasivo permite rastrear células en vivo y monitorear la viabilidad celular post-trasplante.

Imagen Molecular a Target trasplantó células progenitoras musculares

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