Name: Cerebro Imaging Source en modelos preclínicos de la rata de la epilepsia focal usando de alta resolución EEG Grabaciones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 20 s
Description: Aprende a realizar análisis de fuentes cerebrales mediante EEG de alta resolución en ratas con epilepsia focal. Este método no invasivo permite identificar regiones epileptogénicas y mejorar la investigación preclínica en neurociencia.

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Los autores desean agradecer a Pedro A. Valdés Hernández, Francois Tadel, y Lloyd Smith por su valioso asesoramiento y debate fructífero. También queremos agradecer a Rafael Torres para la corrección de pruebas.

Declaración de Ética: Todos los experimentos se llevan a cabo siguiendo las políticas establecidas por el Cuidado y Uso de Animales Comité Institucional (IACUC) de la Universidad Internacional de la Florida (IACUC 13-004). 1. EEG Grabaciones <ol><li> Preparación de la mini-cap EEG <ol><li> Sumergir las puntas de los electrodos de EEG mini-cap al menos 12 horas en agua destilada con cloruro de 0,2%. Enjuague el mini-cap EEG suavemente en agua destilada. Secar la tapa y los electrodos en el aire. </li><li> Mix EEG pasta de electrodo con solución de NaCl al 0,9% en la proporción de volumen de 2: 1. Añadir una gota de azul de metileno, que le ayudará a visualizar la pasta de electrodo interior de los electrodos y en la piel. Tome la pasta mezclada en una jeringa. Asegúrese de que no haya burbujas de aire en la jeringa. Inyectar el gel en cada uno de los electrodos 32, llenándolos sin introducir burbujas de aire. Se recomienda para inyectar desde la parte inferior en lugar de la parte superior. Esto proporciona una mejor access a cada electrodo y reduce la posibilidad de que el gel se extienda. </li><li> Encienda el EEG y sistema de grabación fisiológica, y abrir el software de grabación correspondiente en el equipo en uso. </li></ol></li><li> Animal preparación y la anestesia NOTA: la epilepsia crónica se ha creado usando un protocolo para la FCD 8 en ratas Wistar. El registro de EEG se llevaron a cabo en ratas Wistar adultas (8 semanas de edad, 300-400 g). <ol><li> Registre el peso de la rata en una hoja de experimento. Utilice esta información para calcular la dosis sedante (DEXDOMITOR 0,25 mg / kg). Inducir la anestesia en la rata con 5% de isoflurano y oxígeno al 100% (1 L / min a 14,7 psi). </li><li> Después de recortar la cabeza de la rata, reducir isoflurano al 2% y mantenerla durante todo el ajuste de la mini-cap EEG. Comprobar reflejos ratas están ausentes (toe-pinch). Coloque la rata en una almohadilla térmica en el aparato estereotáxico mediante la fijación de los canales del oído medio de barras de los oídos. Asegúrese de que el cono de la nariz anestesia es seguro. </li><li> Apejercer ungüento oftálmico lubricante a cada ojo. </li><li> Afeitarse el cabello extra en la cabeza y las orejas de rata utilizando una navaja. Evite cualquier sangrado durante el afeitado. NOTA: Cualquier pelo a la izquierda en la piel producirá ruido en los registros de EEG. Frotar la piel de la rata con 90% de alcohol isopropílico para estimular los vasos sanguíneos y desengrasar la piel. </li><li> Coloque un hisopo solución salina en el cuero cabelludo y se cubre completamente para mantener buena conductancia de la piel hasta que el mini-tapa de EEG está listo para ser colocado. </li><li> Conectar la temperatura, la respiración, y tres sondas de plomo electrocardiograma. Tenga en cuenta que la temperatura se mide mediante una sonda rectal. Monitorear continuamente la fisiología de la rata durante los procedimientos de registro. Asegúrese de que la temperatura normal es de 37 ° C, rango de la respiración es 30 a 60 respiraciones por minuto, y la frecuencia cardíaca es de alrededor de 350 a 450 latidos por minuto. </li></ol></li><li> Procedimientos de grabación <ol><li> Retire el hisopo solución salina en el cuero cabelludo de la rata y colocar el preparado EEG mini-cap sobre su piel. Fije el mini-tapón con bandas de goma. Coloque una banda de goma en el lado frontal del cuero cabelludo, por lo general en frente de los ojos, y otra banda en la parte posterior del cuero cabelludo entre las orejas y cuello. Utilice un protector de plástico debajo del cuello para facilitar la respiración normal. </li><li> Ponga una capa de pasta de electrodo de alta conductancia en ambos los electrodos de tierra y de referencia. Colóquelos en la respectiva oreja. NOTA: El electrodo de referencia se puede colocar posiblemente en otros lugares. </li><li> Conecte el mini-tapa de EEG a los amplificadores y observar una vista previa de la mesa de trabajo para la impedancia de los electrodos. Compruebe el rendimiento de todos los electrodos. Para una grabación de alta calidad, asegúrese de que el valor de la impedancia está en el rango de 5 a 30 kW. Si hay algún electrodos ruidosos, proporcionar un mejor contacto con el cuero cabelludo por cualquiera de ellos se mueve dentro de la andamio hacia el cuero cabelludo o la inyección de más suavemente gel desde la parte superior del electrodo. </li><li> Administrar DEXDOMITOR (0,25 mg / kg) intraperitoneally e inmediatamente reducir la tasa de isoflurano a 0%. Si la tasa de respiración no está dentro de 30 a 60 respiraciones por minuto gama, empezar a aumentar la tasa de isoflurano suavemente. No exceda el valor de 1% de isoflurano. Supervise este paso con cuidado porque la mezcla de isoflurano y DEXDOMITOR podría llevar a los animales a un estado crítico. NOTA: En el modelo preclínico de la epilepsia focal, isoflurano afecta IED, mientras que DEXDOMITOR no lo hace. Los sujetos menores de isoflurano tienen más débil propiedad epileptógena, es decir, relativamente menos IED pueden detectarse en comparación con otras condiciones 7,14. La dosis DEXDOMITOR es eficaz durante aproximadamente 2 hrs. Por lo tanto, para ahorrar el tiempo por su efecto, la preparación se lleva a cabo bajo el isoflurano. </li><li> Llevar a cabo registros de EEG. Después de la grabación, marque las posiciones de los tres círculos que sobresalían de la mini-tapa de EEG en la parte superior de la piel mediante la inserción de un lápiz de color en su interior antes de la mini-tapa de EEG se retira. Utilizarlos como puntos de referencia para la RM co-Registro. Tome una fotografía de la cabeza de la rata, con los hitos. Coloque la rata hacia adentro de la jaula y su seguimiento hasta la recuperación completa del efecto de DEXDOMITOR. NOTA: En este experimento, se utilizó el rojo (color oponente a verde) de distinguir de las posiciones de los electrodos (verde). Sin embargo, se recomienda el uso de otros colores (púrpura / verde) si se observan pequeñas manchas hemorrágicas en la piel. </li></ol></li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig1.jpg" /> Figura 1. Un cuadro de la mini-cap EEG colocada en una rata en particular. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> 2. Cerebro Imaging Source <ol><li> Clasificación de IED NOTA: La detección y clasificación IED se realiza utilizando los códigos de desarrollo propio en MATLAB basado en laestudio previo 15. Este software estará disponible a petición. <ol><li> Deseche canales ruidosos mediante la inspección visual de los trazadores de EEG. Eliminar artefactos EKG utilizando un método automático para la resta forma de onda periódica, que se basa en una plantilla y un análisis de correlación. NOTA: Por lo general, el experimentador que registró el EEG comparte la hoja experimental escrito para la información del canal malo observado basado en los valores de impedancia. Software para eliminar artefactos EKG estará también disponible a petición. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig2.jpg" /> Figura 2. Un ejemplo de la traza EEG que muestra diferentes tipos de artefactos explosivos improvisados. El cuadro rojo indica un tipo de artefactos explosivos improvisados. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> Aplicar un filtro de paso de banda con frecuencias de corte 3 - 150 Hz y una muescafiltro para eliminar la frecuencia de línea (60 Hz en general, y 50 Hz en algunos países) desconectado componente. </li><li> Detectar dos tipos de IED (picos afilados y ondas). Espigas y afilados ondas constituyen grandes eventos eléctricos de 20 a 70 ms y 70 a 200 ms de duración respectivamente. Por lo tanto, después de aplicar un filtro de paso de banda respectivo (frecuencias de corte de 15 - 50 Hz para los picos e 5 - 15 Hz para Sharp-ondas), los IED se detectan sobre la base de umbrales de amplitud 15. NOTA: Los umbrales se ajustan automáticamente a 4σ como se sugiere en el estudio previo para la actividad multiunit 15. Aquí, σ es una desviación estándar estimada de la señal de paso de banda filtrada, σ = {mediana | señal filtrada | / 0,6745}. </li><li> Sub-clasificar los picos afilados y ondas en diferentes grupos. Las características distintivas de los diferentes picos afilados y las ondas se extraen mediante transformada wavelet 15. Ellos son sub-clasifican en varios clústeres utilizando k-medias,y el número de conglomerados de K óptima se determina utilizando silueta. </li><li> La media de los señales de sub-productos de la misma agrupación. Las señales del EEG promedio para cada sub-tipo IED serán utilizados para el análisis de fuente cerebro. </li></ol></li><li> Modelo de conductor de volumen NOTA: Para las siguientes secciones, el software de código abierto, Brainstorm 12, se utilizará con el atlas de resonancia magnética para ratas Wistar 9. Sin embargo, la resonancia magnética de rata individuo también se puede utilizar para generar el modelo de conductor de volumen si está disponible. La resonancia magnética atlas 9 se puede descargar en <a href="http://www.idac.tohoku.ac.jp/bir/en/db/rb/101028.html">http://www.idac.tohoku.ac.jp/bir/en/</a> . Este sitio web proporciona el atlas como formato NIfTI en la sección &quot;Rata Wistar MRI Atlas&quot;, y puede ser accesible después de Registrarse. El software necesario para el pre-procesamiento se puede también encontrar en este sitio web. <ol><li> RM de entrada y la superficie del cerebro para el software 12. <img alt="Visual 1" src = &quot;/ files / ftp_upload / 52700 / 52700vis1.jpg&quot; /&gt; <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> Generar superficie de la cabeza con la configuración predeterminada. <img alt="Visual 2" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis2.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> Generar cuero cabelludo y el cráneo superficies interiores / exteriores sobre la base de la RM para el cálculo de campo plomo 12. NOTA: La resolución de los vértices influye en la exactitud de la fuente estimado, pero gran número de vértices resultados en alta complejidad computacional. Número recomendado de vértices de cada capa es 642 para una precisión aceptable con la complejidad computacional justo. El espesor del cráneo se puede comprobar a partir de la MRI, y en el caso de los atlas de resonancia magnética, que es de aproximadamente 1 mm. Después de insertar valores anteriores en el software, triángulo cara vértice correspondiente mallas para se creará cada superficie. <img alt="Visual 3" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis3.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis3highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> Compruebe la orientación y la ubicación de cada superficie con respecto a la MRI usando la opción de visualización. Modificar en consecuencia, si las superficies no son co-registrado 12. <img alt="Visual 4" height="351" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis4.jpg" width="321" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis4highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> El uso de la imagen de la cabeza de la rata adquirida en 1.3.5. co-registrar las posiciones de los 3 puntos de referencia (R1, R2 y R3) en la resonancia magnética. Utilice los puntos de la rejilla de los puntos de referencia como referencias a generate las posiciones de los electrodos como los electrodos se fijan en el cadalso (Figura 3B). <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig3.jpg" /> Figura foto de cabeza 3. (A) de la rata utiliza para obtener posiciones de los electrodos y (b) el diagrama EEG mini-cap con el sistema de coordenadas. Los puntos rojos en (A) indican los puntos de referencia mencionados en 1.3.5. que corresponden a los números rojos en (B). Además, las marcas verdes en (a) representan las posiciones de los electrodos 32, y que corresponden a los números azules en (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig3highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> Generar N × 3 electrodo matriz de posición en base a los 3 puntos de referencia. Aquí, N es el número de canales (N = 32) y la columna representa el correspondiente x, y, y z valores de coordenadas. NOTA: El mini-cap EEG es un andamio rígido. Por lo tanto, una vez que se obtienen los 3 cuadrículas de referencia (R1, R2, y R3), la posición de los electrodos se ajustan automáticamente. El usuario sólo tendrá que redefinir los valores Z en una forma que el mini-cap se proyecta apropiadamente en el cuero cabelludo. Las rejillas de punto N se pueden numerar secuencialmente como se representa en números azules Figura 3B. El andamio estándar para el mini-cap EEG está disponible comercialmente (Tabla de Materiales). El software para la co-registro también está disponible para la comunidad. </li><li> Introduzca el archivo de canal generada. <img alt="Visual 5" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis5.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis5highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> Visualizar y confirmar la ubicación de todos los electrodos. Modifique los electrodos fuera de lugar 12. El sistema de coordenadas final para el electrode posiciones deben coincidir con el sistema de coordenadas utilizado para las superficies antes mencionadas. NOTA: Las superficies creadas pueden ser inspeccionados visualmente en una resonancia magnética con la opción de visualización, Y luego, una superficie seleccionada se mostrarán como línea amarilla en la resonancia magnética &quot;MRI registro Compruebe MRI registro / superficie.&quot;. Además, los 3 puntos de referencia y las 32 posiciones de los electrodos se pueden visualizar en la resonancia magnética mediante la selección de la opción de la caja de herramientas &quot;de pantalla Sensores MRI Visor.&quot; Los lugares pueden ser inspeccionados visualmente mediante la comparación de las distribuciones basadas en ubicaciones de los ojos y los oídos de la rata ( la Figura 4). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig4.jpg" /> Figura 4. atlas (A) RM con superficie co-registrado cerebro (línea amarilla), (B) el modelo conductor de volumen creado con las alineadas 32 ​​electrodos y 3 puntos de referencia (puntos rojos), y el atlas (C) de resonancia magnética con co-registrado árbitro<html> rejilla rencia R1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig4highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li></ol></li><li> Brain Imaging Source <ol><li> Calcule la matriz campo plomo 13. Introducir los valores de conductividad que satisfacen la relación de la piel, el cráneo y cerebro como 1: 1/80: 1. obtener la matriz de campo plomo basado en el modelo de conductor de volumen y las posiciones de los electrodos creados en 2.2. NOTA: La caja de herramientas 12 ofrece la interfaz con el otro software para calcular BEM 10. Por lo tanto, sólo se requieren los valores de conductividad como entrada. <img alt="Visual 6" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis6.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis6highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> Entrada de las señales EEG promedio para cada subtipo IED almacenada en 2.1.4. &quot;Src =&quot; / files / ftp_upload / 52700 / 52700vis7.jpg &quot;/&gt; <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis7highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> Obtener solución sLORETA 13 basado en la matriz de plomo campo calculado y las señales de EEG de entrada. Al seleccionar la opción método de estimación de fuente, la solución inversa se ​​puede obtener 12. <img alt="Visual 8" src="/files/ftp_upload/52700/52700vis8.jpg" /> <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700vis8highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> </li><li> Trazar las fuentes estimadas. </li></ol></li></ol>

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<li>Hawrylycz, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Allen+Brain+Atlas%5BTitle%5D)+AND+%22Springer+Handbook+of+Bio-Neuroinformatics%22%5BJournal%5D)">The Allen Brain Atlas.</a> Springer Handbook of Bio-Neuroinformatics. , 1111-1126 (2014).</li>
<li>Schweinhardt, P., Fransson, P., Olson, L., Spenger, C., Andersson, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+template+for+spatial+normalization+of+MR+images+of+the+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A template for spatial normalization of MR images of the rat brain.</a> Journal of Neuroscience Methods. 129 (2), 105-113 (2003).</li>
<li>Schwarz, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+stereotaxic+MRI+template+set+for+the+rat+brain+with+tissue+class+distribution+maps+and+co-registered+anatomical+atlas%3A+application+to+pharmacological+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">A stereotaxic MRI template set for the rat brain with tissue class distribution maps and co-registered anatomical atlas: application to pharmacological MRI.</a> Neuroimage. 32 (2), 538-550 (2006).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Una nueva metodología para registro multicanal no invasiva EEG en un modelo preclínico particular de epilepsia focal se describe. Los datos para los procedimientos de registro y análisis, con consejos experimentales específicos, se proporcionan. Hubo factores clave a tener en cuenta el logro de resultados exitosos. En primer lugar, para los registros de EEG, la obtención de señales de alta calidad es esencial. Viscosidad apropiada de la pasta de EEG se debe aplicar a cada electrodo durante la preparación mini-tapa, y la cabeza y el oído pelo de la rata debe ser eliminado completamente durante el afeitado. Cheque Impedancia es el paso más importante para confirmar la calidad de los registros de EEG. En segundo lugar, para la imagen de origen cerebral, generando el modelo conductor de volumen adecuado es crucial. Cada superficie se debe a registrar co. Además, las posiciones de los electrodos generados deben tener error de distancia mínima desde las ubicaciones de los electrodos reales sobre el cuero cabelludo de la rata. A pesar de que este manuscrito introduce fuenteprocedimientos de análisis utilizando Brainstorm 12, pueden llevarse a cabo utilizando otros softwares abiertos 16,17 y productos comerciales 18,19. También, además de sLORETA 13, otras soluciones inversas como varios modelos de dipolo y Beamformer se pueden aplicar 4. Una limitación de este enfoque es que el análisis del comportamiento no puede llevarse a cabo desde el registro del EEG se lleva a cabo bajo sedación. Sin embargo, en comparación con los otros métodos para la grabación de EEG en ratas 5,6, este enfoque no es invasiva. Nuestros resultados preliminares apoyan la importancia para una clasificación precisa de los marcadores de IED de los registros de EEG para determinar las zonas irritativos en una rata con epilepsia focal, así como para evaluar su relación con los mecanismos subyacentes para la iniciación convulsión 11. Además, se ha demostrado que la localización de la fuente EEG para tales IEDs específicos mostró una buena correspondencia con el respactivación y desactivación regiones BOLD caces 20. Nuestro estudio estimulará el uso de modelos preclínicos para evaluar las estrategias cama-banco-cama desarrollados por ingenieros biomédicos. Por ejemplo, la extracción de IED se realiza en la actualidad en los hospitales de forma manual, lo que requería un gran esfuerzo humano. La metodología propuesta en este estudio lo hace automáticamente. Se postula que el uso de esta metodología producirá resultados similares cuando se aplica a pacientes con FCD. Estamos preparando protocolos IRB para la evaluación de este y otros aspectos de la metodología en el conjunto de datos humano. Por otra parte, el uso de modelos preclínicos nos ayudará a entender las capacidades y limitaciones de la localización de la fuente de EEG en la epilepsia 21. Estimación precisa de las fuentes cerebrales que subyacen a epileptogénesis es crucial para las estrategias terapéuticas y la planificación quirúrgica. Además, tener una plataforma estándar para la grabación de EEG en ratas será útil parala evaluación de la eficacia de varios fármacos anti-epilépticos en ensayos preclínicos. Este es el primer estudio en el que ratas epilépticas se registran de forma no invasiva bajo sedación, que abrirá nuevas puertas para la evaluación de los biomarcadores de EEG para epilepsia. Sin embargo, toda la metodología presentada en este estudio es extensible a otras condiciones experimentales y los trastornos cerebrales. El mini-cap EEG puede también ser utilizado en los tipos de otros roedores. En el pasado, un paradigma de estimulación pata en ratas Wistar se ha utilizado para evaluar la calidad y reproducibilidad de los datos grabados con la mini-tapa EEG 2. Por otra parte, las validaciones para la reconstrucción de origen cerebral se han realizado a partir de alta resolución EEG cráneo simultáneamente grabado con potenciales de campo locales laminares de ratas Wistar bajo un paradigma de estimulación de la barba 22. Esta metodología ha sido desarrollada para ratas Wistar, debido a la existencia de un atlas de resonancia magnética para esta rata s particular,tren. Sin embargo, se puede aplicar a otros tipos de roedores con su formato estándar de atlas incluyendo ratón 23, ratas Sprague-Dawley, 24 y Paxinos y Watson ratas 25. Además, los procedimientos fundamentales de nuestra metodología propuesta podría ser utilizado en cualquiera de los modelos preclínicos de roedores para el que el EEG es una modalidad importante. Sin embargo, muchos aspectos de esta metodología son particularmente para la epilepsia, especialmente los relacionados con EEG preprocesamiento (detección y clasificación IED). Además, los investigadores deben estar al tanto de los medicamentos adecuados utilizados para la sedación en los distintos casos. El uso de isoflurano y DEXDOMITOR en nuestro estudio se ha considerado cuidadosamente debido al impacto reducido sobre IED. En cuanto a los registros de EEG, en el caso de ratón, el área relativamente pequeña superficie del cuero cabelludo reduciría el número de canales considerablemente.

Se ha demostrado que las descargas epileptiformes interictales (IED) observadas en el EEG constituyen marcadores útiles de epileptogénesis en pacientes con epilepsia focal3. Las regiones del interior del cerebro en las que se originan estos IED, denominadas zonas irritativas, pueden localizarse en la práctica a partir de los registros de EEG4. Los modelos preclínicos son esenciales para encontrar correlaciones entre estas zonas irritativas y las regiones reales que subyacen al inicio de las convulsiones. Sin embargo, el registro de EEG de animales pequeños es un desafío debido a la pequeña superficie de la cabeza en comparación con el cuero cabelludo humano. A pesar de que se pueden utilizar métodos invasivos para el registro crónico en ratas5, 6, en este momento no se dispone de técnicas para adquirir registros tradicionales de EEG en roedores en condiciones agudas sin necesidad de anestesia.
Para resolver este problema, aplicamos un mini-cap2 de EEG patentado, que nos permite registrar datos de EEG de 32 canales de roedores de forma no invasiva. En este estudio también aportamos evidencias sobre la necesidad de un analgésico para preservar la frecuencia de los DEI. Por lo tanto, a pesar de que la fijación del mini-cap del EEG se realizó con isoflurano, los registros del EEG se obtuvieron solo con ratas bajo sedación (dexdomitor)7. El método propuesto en este estudio puede ser utilizado en cualquier modelo preclínico de epilepsia focal en ratas. Para ilustrar las capacidades de esta metodología, la aplicamos para comprender las correlaciones entre las zonas irritativas y de inicio de convulsiones en la displasia cortical focal (DFC). Con ese fin, utilizamos un modelo de "doble golpe" de FCD8 en ratas Wistar.
Para realizar el análisis de la fuente cerebral, se requiere: a) extraer con precisión los IED de los datos brutos del EEG y b) obtener un modelo de conductor de volumen para la cabeza del animal individual. Para generar un modelo práctico de conductor de volumen, utilizamos un atlas de resonancia magnética de ratas in vivo, que comprende imágenes promedio de intensidad/forma y se obtiene a través del registro no lineal de imágenes T2 de 31 ratas Wistar9. El modelo directo para el conductor de volumen generado se calculó mediante el método de elementos de contorno (BEM)10. Al igual que en el caso de los humanos, se detectaron dos patrones típicos de IED (ondas agudas y picos) y se subclasificaron en diferentes grupos a través de un proceso inteligente de extracción de características, selección de características y clasificación11. Estas señales subclasificadas se utilizan para estimar las localizaciones de las fuentes cerebrales asociadas con diferentes tipos de zonas irritativas. Presentamos los pasos del análisis de fuentes utilizando un conocido software público llamado Brainstorm12. Las localizaciones de las fuentes de EEG para cada subtipo de IED y los intervalos de tiempo de inicio de las convulsiones se realizaron mediante tomografía electromagnética cerebral estandarizada de baja resolución (sLORETA)13, disponible en Brainstorm.

<table><tbody><tr><td>Computadora de adquisición de datos</td><td>Estación de trabajo</td><td></td>Hewlett-Packard <td>Z210</td></tr><tr><td>Dexdomitor</td><td>Orion Pharma</td><td>6295000</td><td>Clorhidrato de dexmedetomidina</td></tr><tr><td>Software de análisis de EEG</td><td>The Mathworks Inc.</td><td>MATLAB R2011b</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Lluvia de ideas</td><td>Sylvain et al. 2001</td></tr><tr><td></td><td></td><td>OpenMEEG</td><td>Gramfort et al. 2010</td></tr><tr><td>Transmisor de datos EEG</td><td>Tecnologías RS4 Transmisor de datos</td><td></td> EEG Pasta <td></td></tr><tr><td>de electrodos</td><td>Biotach</td><td>YGB 103</td><td></td></tr><tr><td>Preamplificador de EEG</td><td>BioSemi</td><td>Active Two</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Brain Productos</td><td>BrainAmp</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td>PZ3 Amplificador</td><td></td>de baja impedancia</tr><tr><td>Software de grabación de EEG</td><td>BioSemi</td><td>ActiView</td><td></td></tr><tr><td>Software de grabación de EEG</td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td>OpenEx - OpenDeveloper</td><td></td></tr><tr><td>Conector SCSI de EEG</td><td>BioSemi</td><td>Active</td><td></td></tr><tr><td></td> Conector de dos SCSI <td>Productos cerebrales</td> Conector <td></td><td>D-sub</td></tr><tr><td>Procesador de EEG</td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td>RZ2 BioAmp Procesador</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Tucker-Davis Technologies</td><td>Zif-Clif Digital Headstage</td><td></td></tr><tr><td>EEG de alta resolución Mini-cap</td><td>Cortech Solutions</td><td>DA-AR-ELRCS32</td><td>patente de EE. UU. Solicitud No. 13/641,834</td></tr><tr><td>Isoflurano, USP</td><td>VedcoPiramal Healthcare</td><td>NDC 66794-013-25</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol isopropílico Aqua Solutions</td><td></td><td>3112213</td><td>solución 90% v/v</td></tr><tr><td>Lubricante Pomada oftálmica</td><td>Rugby</td><td>NDC 0536-6550-91</td><td>NaCl estéril</td></tr><tr><td></td><td>Abbott</td><td>2B8203</td><td>Inyección de Cloruro de Sodio Vaterinario 0.9% USP</td></tr><tr><td>Software de Registro de Fisiología</td><td>ADInstruments</td><td>LabChart 7.0</td><td></td></tr><tr><td>Sistema</td> <td>de Registro de FisiologíaADInstruments</td><td>PowerLab 8/35</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa</td><td>Monoject</td><td>200555</td><td>12cc</td></tr></tbody></table>

cerebro imaging source en modelos preclínicos de la rata de la epilepsia focal usando de alta resolución eeg grabaciones

Brain Source Imaging in Preclinical Rat Models of Focal Epilepsy using High-Resolution EEG Recordings

El electroencefalograma (EEG) se ha utilizado tradicionalmente para determinar qué regiones del cerebro son las candidatas más probables para la resección en pacientes con epilepsia focal. Esta metodología se basa en la suposición de que las convulsiones se originan en las mismas regiones del cerebro de las que surgen las descargas epileptiformes interictales (IED). Los modelos preclínicos son muy útiles para encontrar correlaciones entre las ubicaciones de los IED y las regiones reales que subyacen al inicio de las convulsiones en la epilepsia focal. Las ratas se han utilizado comúnmente en estudios preclínicos de epilepsia1; Por lo tanto, existe una gran variedad de modelos para la epilepsia focal en esta especie en particular. Sin embargo, es un desafío registrar el EEG multicanal y realizar imágenes de fuente cerebral en un animal tan pequeño. Para superar este problema, combinamos una tecnología patentada para obtener registros de EEG de 32 canales de roedores2 y un atlas probabilístico de resonancia magnética para las estructuras anatómicas del cerebro en ratas Wistar para realizar imágenes de fuentes cerebrales. En este vídeo, presentamos los procedimientos para adquirir EEG multicanal de ratas Wistar con displasia cortical focal, y describimos los pasos tanto para definir el modelo de conductor de volumen a partir del atlas de resonancia magnética como para determinar de forma única los IED. Finalmente, validamos toda la metodología mediante la obtención de imágenes de fuentes cerebrales de IED y las comparamos con las obtenidas en diferentes períodos de tiempo durante el inicio de las convulsiones.

Una vez que todos los procedimientos se desarrollan adecuadamente, fuentes estimadas pueden ser visualizados en la superficie del cerebro del modelo pre-clínico. La figura 5 muestra las fuentes estimadas de un subtipo particular de picos (arriba) y afilados ondas (abajo) de IED. Además, la figura 6 muestra cómo cambia la distribución de la fuente en los marcos de tiempo secuenciales durante un establecimiento de convulsión. Estos resultados apoyan la capacidad de las metodologías propuestas para grabar de alta resolución EEG en ratas con epilepsia focal y para llevar a cabo análisis de la fuente usando el EEG registrado. <img alt="Visual 6" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig5.jpg" /> Figura 5. Estimación ubicaciones de origen cerebral de IED con respecto a diferentes grupos en espigas (arriba) y afilados ondas (abajo). (A) de series de tiempo, (B) topografía EEG, y (C) Corriente corticales agriaces. La evaluación se lleva a cabo en un momento específico marcado con una línea vertical roja en (A). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig5highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Visual 6" src="/files/ftp_upload/52700/52700fig6.jpg" /> Figura 6. fuentes cerebrales estimados durante las convulsiones. Los instantes de tiempo se marcan como líneas verticales rojas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52700/52700fig6highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Este video presenta los procedimientos de preparación, registro y análisis de fuentes de EEG de alta resolución en ratas sedadas con un modelo preclínico particular de epilepsia focal en condiciones no invasivas.

Cerebro Imaging Source en modelos preclínicos de la rata de la epilepsia focal usando de alta resolución EEG Grabaciones

Electroencephalogram (EEG) has been traditionally used to determine which brain regions are the most likely candidates for resection in patients with ...

El objetivo general de este procedimiento consiste en realizar un análisis de la fuente cerebral mediante grabaciones EEG de alta resolución obtenidas de ratas con epilepsia focal. Esto se logra primero colocando un minicasco EEG en agua destilada con cloruro al 0,2% durante la noche y llenando cada electrodo al día siguiente con una pasta conductora mixta para mejorar la impedancia del electrodo. El segundo paso consiste en colocar el minicasco EEG sobre una rata sedada y grabar datos EEG de alta resolución.A continuación, las señales EEG registradas se preprocesan para obtener señales promedio de diferentes tipos de actividad epiléptica intercrítica mediante el método basado en umbrales y el método de descomposición en wavelets. El paso final consiste en generar el modelo del conductor volumétrico de la cabeza de la rata con las posiciones de los electrodos, basado en una resonancia magnética individual o probabilística. Finalmente, se calcula la solución inversa ES Loretta para mostrar las fuentes cerebrales estimadas que se espera estén relacionadas con las regiones cerebrales epileptogénicas.Los modelos preclínicos de RAM son muy útiles para estudiar la epigénesis mediante técnicas electrofisiológicas. Aunque en el pasado se han utilizado grabaciones electrofisiológicas invasivas para estudiar ratas epilépticas, no existe ninguna técnica disponible para realizar una imagen de fuente cerebral completa en esta rata sin anestesia con aguja. En este estudio, proponemos una metodología completa para lograrlo.En este video, les mostraré cómo preparar y configurar el EEG mini. Estaré a cargo de todos los procedimientos necesarios para la preparación de RU antes de la grabación. Durante una grabación G, operaré el equipo y el software de grabación G.Además, mostraré cómo realizar un análisis de la fuente cerebral a partir de los datos registrados. Para comenzar este procedimiento, mezcle pasta para electrodos de EEG con solución de NaCl al 0,9 %. Añada una gota de azul de metileno para ayudar a visualizar la pasta de los electrodos dentro de estos y sobre la piel.A continuación, coloque la pasta mezclada en una jeringa y asegúrese de que no haya burbujas de aire en ella. Luego, llene los 32 electrodos con la pasta desde la base, sin introducir burbujas de aire, como parte del procedimiento de preparación para la rata; después, recorte el cabello de la cabeza de la rata, reduzca la isoﬂurina al 2 %. A continuación, coloque la rata sobre la alfombrilla calefactora en el aparato estereotáxico. Fije los conductos auditivos con las barras otológicas y asegure el cono nasal para la administración del anestésico.A continuación, aplique pomada oftálmica a los ojos del animal. Luego afeite su cabeza y fróte la piel con alcohol isopropílico al 90 % para estimular los vasos sanguíneos y eliminar la grasa. A continuación, coloque una torunda con solución salina sobre el cuero cabelludo y cúbrala completamente para mantener una buena conductancia cutánea hasta que el minicasquete de EEG esté listo para colocarse.Conecte los sensores de temperatura respiratoria y del electrocardiograma de tres derivaciones al cuerpo de la rata para monitorear continuamente su fisiología durante el procedimiento de grabación. En este procedimiento, retire el hisopo con solución salina del cuero cabelludo de la rata y coloque la minicubierta EEG preparada sobre su piel. Fije la minicubierta con bandas de goma.Aplique una capa de pasta conductora de alta conductancia en ambos electrodos, el de tierra y el de referencia. Posteriormente, colóquelos en las orejas correspondientes. Luego conecte el casco EEG mini al amplificador.Observe una vista previa de las trazas de EEG y verifique el rendimiento de todos los electrodos. Luego administre Dexter a 0,25 miligramos por kilogramo a la rata por vía intraperitoneal e inmediatamente reduzca la tasa de isoflurano al 0%. Si la frecuencia respiratoria no se encuentra dentro del rango de 30 a 60 RPM, aumente suavemente la tasa de isoflurano hasta un máximo del 1%. Comience ahora la grabación de EEG y verifique la presencia de actividad paroxística en las trazas de EEG. Después de la grabación, marque las posiciones de los tres círculos salientes del minicasquete de EEG sobre la piel insertando un bolígrafo de color dentro de ellos.Antes de retirar el minicasco de EEG, tome una fotografía de la cabeza de la rata con los puntos de referencia. La detección y clasificación de descargas interictales (IED) se realiza utilizando códigos desarrollados internamente en matlab; las señales promedio de EEG para cada subtipo de IED se utilizan para el análisis de la fuente cerebral. En el siguiente procedimiento, se utilizará el software de código abierto brainstorm junto con el atlas de MRI para ratas de Worcester, ingresando la MRI y la superficie cerebral al software, y generando la superficie de la cabeza con la configuración predeterminada.Luego genere las superficies del cuero cabelludo y del cráneo externo e interno basándose en la IRM. Para el cálculo del campo guía, verifique la orientación y ubicación de cada superficie con respecto a la IRM, utilizando la opción de visualización y la imagen adquirida de la cabeza de rata para realizar la coregistración de las posiciones de los tres puntos de referencia en la IRM y los puntos de la cuadrícula de los puntos de referencia. Como referencias, genere las posiciones de los electrodos tal como están fijos en el andamio. Luego ingrese el archivo de canales generado al software Brainstorm para su visualización y confirme la ubicación de todos los electrodos para calcular la matriz del campo guía.Introduzca los valores de conductividad que satisfagan la relación entre la piel, el cráneo y el cerebro. Obtenga la matriz de campo de derivación basada en el modelo de conductor volumétrico y en las posiciones de los electrodos creadas. A continuación, introduzca las señales promedio de EEG para un subtipo de descarga epiléptica interictal seleccionando la opción del método de estimación de fuentes, como S Loretta.La solución inversa se obtendrá en función de la matriz de campo guía calculada y las señales de EEG de entrada al final del gráfico. Las fuentes estimadas que se muestran aquí corresponden a las series temporales de las ubicaciones cerebrales de las descargas epilépticas interictales (IED) con respecto a diferentes agrupaciones en picos y ondas agudas. La evaluación se realizó en un momento específico marcado con una línea vertical roja.Aquí se muestran las topografías del EEG y aquí las fuentes corticales de corriente. Esta figura muestra las fuentes cerebrales estimadas durante la crisis, cuyos instantes de tiempo están marcados con líneas verticales rojas. Tras ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo preparar el casco fácil mini para registrar EEG de alta resolución y cómo realizar un análisis de fuentes cerebrales en la rata.La metodología que presentamos aquí se aplicó a un modelo clínico para comprender los mecanismos subyacentes en la epigénesis.

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Research

Investigación

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Medicina

Hemos desarrollado un método de traducción simultánea de imágenes de resonancia magnética funcional y de registro electrofisiológico en el cerebro de roedores, proporcionando una plataforma para la investigación de la relación entre la actividad neuronal y el nivel de oxigenación de la sangre depende de (BOLD) señal de resonancia magnética.

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Implantación de un sistema de electrodos en la cabeza en un modelo de rata para la detección de convulsiones en tiempo real

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