Name: La completa y actualizada rotífero policultivo Método para la educación de primer pez cebra Alimentación (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 52 s
Description: Aprenda el método de policultivo con rotíferos para optimizar la alimentación de larvas de pez cebra Danio rerio. Esta técnica reduce recursos y mejora tasas de crecimiento y supervivencia en investigación.

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El cuidado y la utilización de peces generados para obtener resultados representativos descritos en este protocolo se realizó en plena conformidad con las directrices establecidas por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional del Hospital Infantil de Boston, el protocolo # 14-05-2673R.

1. rotífero Cultura <ol><li> Componentes básicos de un sistema de cultivo utilizando un recipiente de 100 L de Cultura <ol><li> Reúna todos los componentes para la configuración de cultivo de rotíferos. La configuración de cultivo de rotíferos consiste en un recipiente de cultivo (CV) para crecer los rotíferos; un recipiente similar a mantener rotíferos feedout (recipiente de cultivo feedout, FCV); un frasco de fondo redondo de eclosión (RSS Embalse, FR) para el almacenamiento de la mezcla de alimentación algas (AFM); un suministro de aire (AS) para airear el CV, FCV y el FR; una bomba peristáltica con un temporizador de medición (PMT) para controlar el suministro de alimento de algas en el CV y ​​FCV; y un filtro de partículas hilo (FPF) que se encuentra dentro de la CV. NOTA: Una lista completa de suministros y componentes se proporciona en la Lista de materiales. </li></ol></li><li> Configuración <ol><li> Eleve la CV y ​​FCV en un soporte o mesa para que las culturas pueden ser fácilmente recolectados a través de un accesorio de drenaje en un cont colecciónAiner (Figura 1). Use tubería de suministro de aire flexible para conectar los AS a una longitud de tubería rígida en cada recipiente de cultivo. Asegúrese de que el tubo es lo suficientemente largo para suministrar aire a la parte inferior de la CV o FCV. </li><li> Utilice una línea de aire de pequeña capacidad para conectar los AS a una longitud de tubo rígido que se extiende a la parte inferior de la FR que contiene el AFM. Instale una válvula en cada línea de aire para regular el flujo de aire. Conectar el FR a la PMT con un tubo de entrega de alimentación, y ejecutar el tubo de la PMT en un agujero perforado en el lado de la CV / FCV, cerca de la parte superior. Figura 1. </li></ol></li><li> Puesta en marcha <ol><li> Llenar el recipiente de cultivo a 90% del volumen disponible con agua de ósmosis inversa (RO). Si RO no está disponible, utilice agua limpia, sin cloro municipal; Sin embargo, una evaluación de riesgos de bioseguridad se debe realizar para asegurar que no hay organismos potencialmente patógenos presentes en el agua de la fuente. NOTA: Este tipo de análisis se puede realizarpor cualquier laboratorio de análisis de agua calificado. </li><li> Dosificar el agua recipiente de cultivo con sal de acuario para alcanzar una salinidad de 15 g / L. Ajuste el flujo de aire en el recipiente de modo que mantiene un &quot;punto de ebullición&quot; y, a continuación añadir lentamente la cantidad medida de sal al recipiente de cultivo hasta que esté completamente disuelta por la aireación. Continuar airear el agua durante&gt; 1 hora para asegurarse de que está totalmente oxigenada. </li><li> Hacer la mezcla de alimentación algas. Para 3 L de limpio, sin cloro (0 ppm) de agua dulce 100 g de NaHCO3 y 100 g de neutralizador de amoniaco (hydroxymethylsulfonate de sodio). Este último reactivo ofrece el beneficio adicional de neutralizar el cloro residual a partir de residuos de agua del grifo o de blanqueo de desinfección de los equipos de la cultura. Es fundamental asegurarse de que estos compuestos se disuelven completamente. A continuación, añadir 1 litro de concentrado de algas (biomasa en peso seco ~ 15%). Añadir la mezcla de alimentación a la FR y almacenar a 4 ° C. </li><li> Añadir un cultivo iniciador de 5 a 10.000.000 <em&gt; rotíferos Brachionus plicatilis al CV que contienen el aireado 15 g / L de agua de salinidad. Si los rotíferos se han enfriado durante el envío o almacenamiento, deben ser gradualmente (durante 30 min o más) aclimatado a la temperatura del agua en el recipiente de cultivo (25 - 27 ° C). </li><li> Encienda el PMT y comenzar a bombear el alimento de algas en el recipiente de cultivo de rotíferos. Mediante la función de temporizador de la PMT, ajuste la velocidad de suministro de mezcla de alimentación algas para que ~ 1,6 ml de mezcla de alimentación algas se entrega por millón de rotíferos en la cultura, por día. Distribuir las comidas en porciones pequeñas a intervalos regulares en el transcurso de un período de 24 h; las más frecuentes las comidas, mejor. </li><li> Calibre el caudal de la bomba girando manualmente en el PMT durante un período determinado (por ejemplo, 1 min) y recoger las algas que bombea durante este intervalo en un cilindro o vaso graduado. Por ejemplo, si las dosis PMT 5 ml de algas en 1 min, a continuación, la tasa de dosis sería5 ml algas / min. </li><li> Calcular la tasa de alimentación diaria requerida de multiplicar el número de rotíferos presentes, en millones, en 1,6 ml. Por ejemplo, un cultivo de rotíferos con un tamaño de la población de 100 millones de rotíferos requeriría ~ 160 ml de alimento por día (100 x 1,6 ml). </li><li> Establezca la PMT para dosificar el requisito de alimentación total diaria a intervalos regulares durante un período de 24 horas. Por ejemplo, la entrega de una cantidad de alimentación total diaria de 160 ml se podría entregar en porciones una vez cada 3 horas durante un período de 24 horas utilizando un conjunto PMT con una tasa de bomba de dosificación de 5 ml / min durante 4 min, 8 veces al día (5 ml / min x 4 min = 20 ml x 8 comidas = 160 ml). </li><li> Deje que la cultura crezca hasta que se genera la población requerida, por lo general de 48 a 72 horas, antes de la cosecha. A las 24 h después de la puesta en marcha, agregue los filtros de partículas de seda en el recipiente de la cultura y comenzar el mantenimiento normal. </li></ol></li><li> Mantenimiento NOTA: La cultura opera sobre una base continua y requiere routinmantenimiento e que, idealmente, debe realizarse al mismo tiempo cada día, en la siguiente secuencia. <ol><li> Llenar el FCV a 90% del volumen disponible con limpio, sin cloro agua dulce, dosificado con 10 g sales de acuario / L. Asegúrese de que el agua se mezcla bien, y que toda la sal se haya disuelto completamente. Ajuste el flujo de aire en el recipiente de modo que mantiene un &quot;punto de ebullición&quot;. Mida la salinidad con un refractómetro y asegúrese de que la salinidad es de 10 g / L. Es fundamental para cumplir con este objetivo y que no exceda de la misma. </li><li> Muestra los rotíferos en la CV: Asegúrese de que la cultura es bien mezclada, entonces recoger 3 muestras de un 2-3 ml cada uno usando una pipeta de transferencia o autopipettor, de diferentes partes de la cultura. Combinar estas muestras en un tubo o vial de tamaño conveniente (por ejemplo, 10 ml). </li><li> Transferencia de 1 - 2 ml de la muestra combinada en una placa de Petri de modo que pueda ser visualizado bajo un microscopio de disección. Compruebe la calidad de la cultura (natación comportamiento delrotíferos, la presencia de huevos separados, protozoos contaminante). </li><li> Inmovilizar el rotíferos en la muestra restante combinado mediante la adición de 100 l de solución de yodo Lugols 50% a la muestra. En cuestión de segundos después de la adición de los Lugols, observar los rotíferos para detener la natación. Ahora, contar fácilmente los rotíferos. NOTA: Etanol, lejía diluida, o vinagre se pueden utilizar en lugar de Lugols. Vinagre (2 gotas / 10 ml) tiene la ventaja de ser no peligrosos, no perder fuerza en el almacenamiento como soluciones de cloro y yodo puede y no hacer el contrato de rotíferos, por lo que la corona de cilios y el &quot;pie&quot; siendo ampliado y la animales parezcan más naturales. </li><li> Asegúrese de que la muestra esté bien mezclada (rotíferos inmovilizados se asentarán rápidamente), a continuación, tomar rápidamente un ml submuestra ~ 2 en una pipeta de plástico y prescindir de 1 ml en una diapositiva de contar Sedgewick-Rafter (20 x 50 cuadrados de 1 mm) (Figura 2 ). Usando una disección o compuesto microscopio, contar los rotíferos intactas y la total número de huevos unidos a estos rotíferos (Figura 2). Cuentan tanto de la zona de deslizamiento según sea necesario para contar ~ 100 rotíferos. Calcular el número de rotíferos por ml, y registrar esto en una hoja de cálculo o libro de registro. </li><li> Cosecha ~ 30% del volumen de los rotíferos en la CV: Retire el suministro de aire y el filtro de hilo, abra lentamente la válvula en la parte inferior de su CV y ​​permitir que el agua fluya en un colector de plancton con una pantalla de malla de 53 micras. Recoger el agua que fluye fuera de la parte inferior del colector después de la filtración en un cubo o desagüe. Use un suave para flujo moderado para evitar daños en los rotíferos. No permita que los rotíferos se sequen en la pantalla. </li><li> Por razones de coherencia, es aconsejable establecer el FCV con un número estándar de rotíferos cada día. Por lo tanto, el volumen basa en la densidad de rotíferos CV y la cosecha conocida, ajustar el volumen total FCV para alcanzar una densidad final coherente (por ejemplo., 1.500 rotíferos / ml). Agregue el roti cosechadofers al FCV: transferir suavemente los rotíferos de la pantalla de la colección utilizando una botella de lavado llena con agua salada limpia (10-15 g / L). Invertir la pantalla sobre la FCV y lavar los rotíferos en el FCV con un chorro suave de agua salada. Inicie el PMT para entregar alimentación (~ 1,57 ml por millón de rotíferos por día) a la FCV. </li><li> Frote todo el interior de su CV con un cepillo de nylon suave y limpio o estropajo. </li><li> Hacer una nueva mezcla de 15 g de agua / L por adición de la cantidad apropiada de sal a una cantidad medida de agua RO limpia en un cubo de 5 galones para reemplazar el volumen de agua perdido de la cosecha. Agregue la sal al agua en el cubo y agitar vigorosamente hasta que se disuelva por completo, y luego añadir a la CV. </li><li> El uso de un aerosol de alta presión en un fregadero, enjuague el filtro de hilo hasta que esté libre de escombros, y luego devolverlo a la CV. </li><li> Ajuste velocidades de alimentación de algas entregado a la CV cambiando la duración de cada evento de dosificación, de acuerdo con el recuento diario de rotíferos / ml.Utilice los cálculos previstos en el paso 1.3.8, anteriormente para determinar la cantidad apropiada de alimentación que se entregarán. </li><li> Aproximadamente 24 horas después, repetir el proceso. Comience por la cosecha de los rotíferos que quedan en la FCV (que no se necesita para el día anterior) de la misma manera como se describió anteriormente (pasos 1.4.2 - 1.4.10). Concéntrese en 2 litros de agua sin cloro fresca y limpia (5 g de sal / L). Estos pueden ser almacenados a 4 ° C como una alimentación de reserva, o se utiliza para alimentar a etapas posteriores de peces, más allá de lo que se describe en este protocolo. NOTA: Este protocolo permite hasta 2 - 3 días de mantenimiento de cultivo reducida (con alimentación automática normal), debido a que los rotíferos en la CV pueden tolerar omisión de cosechas sin consecuencias graves. </li></ol></li></ol> 2. El policultivo <ol><li> Preparar <ol><li> Recoger embriones de pez cebra de un evento de desove mediante el vertido de embriones generados a través de un colador de té y luego enjuagar suavemente con fis estérilesh de agua (o cualquier otra fuente no contaminada de la solución apropiadamente acondicionado; por ejemplo, medio de embrión, E3, etc.) a partir de una botella de lavado en placas de Petri. </li><li> Incubar los embriones a 25 - 28 ° C en placas de Petri a una densidad de 40 - 50 embriones por placa durante 5 días. </li><li> Comienza la fase de policultivo en el día 5 después de la fertilización, o cuando más del 90% de las larvas eclosionadas están nadando activamente en la columna de agua. </li></ol></li><li> Inoculación <ol><li> Añadir 500 ml de cultivo de rotíferos directamente desde el FCV a un tanque de vivero 3,5 L; inclusión del agua de cultivo de rotíferos proporciona alimento de algas que mantiene el contenido nutricional de los rotíferos durante policultivo. </li><li> Vierta suavemente las larvas de una placa de Petri en el tanque de vivero. Asegúrese de que no larvas permanecen en el plato. </li><li> Añadir 500 ml de agua peces acondicionado limpia de un sistema de recirculación o fuente de agua dedicado al tanque para llegar a un volumen final de 1 L y una s final dealinity de 5 g / L. NOTA: Esta salinidad es crítico porque el pez cebra supervivencia larvas se verá afectada negativamente si la salinidad es&gt; 7 g / L y la supervivencia de rotíferos se verán afectados negativamente si la salinidad &lt;2 g / l. </li></ol></li><li> Fase de policultivo NOTA: La fase de policultivo debe durar hasta 4 días después de la inoculación (un total de 5 días, que corresponde al día 5-9 después de la fertilización). <ol><li> Observe el depósito de policultivo al menos una vez por día durante este período para garantizar que los rotíferos y los peces están presentes y en crecimiento. Asegúrese de que los rotíferos son visibles a lo largo de la columna de agua. Asegúrese de que los los Fishs también son visibles dentro de la columna de agua, nadando entre los rotíferos. </li><li> Iniciar el flujo de agua normal a través del tanque. Coloque una pantalla o deflector sobre el puerto de drenaje para garantizar que las larvas no son expulsadas del tanque. NOTA: Al final de esta fase, los peces serán lo suficientemente grande como para consumir presas más grandes como Artemiaartículos de un feed nauplios o procesados ​​en el rango de tamaño de 75 a 125 micras. NOTA: La dinámica de población de rotíferos dentro de un tanque de policultivo representante se midieron mediante muestreo / rotíferos contando desde el tanque de la misma manera como se describe en los pasos 1.4.2 - 1.4.5. Esto se hizo una vez por día desde el comienzo de la fase de policultivo hasta que se completó. </li></ol></li></ol>

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</ol>

CE Henry es empleado por Reed Maricultura, Inc., una empresa que ofrece rotíferos, concentrados de algas, y otros suministros a los mercados de aficionados de la acuicultura y de peces.

La implementación exitosa del método de policultivo de rotíferos para la alimentación temprana larvas de pez cebra requiere protocolos efectivos para dos tareas: la creación y mantenimiento de un sistema de cultivo de rotíferos continua para alimentar a los peces y el cultivo de primera alimentación de larvas de pez cebra junto con rotíferos en el mismo tanque. La configuración de un sistema de producción de rotíferos agua salada continua para los laboratorios de pez cebra primero descritos ...

El pez cebra (Danio rerio) es un animal de laboratorio por excelencia utilizado en un número cada vez mayor de las disciplinas científicas, incluyendo pero no limitado a la genética del desarrollo, la toxicología, la conducta, la acuicultura, biología regenerativa, y el modelado de muchos trastornos humanos 1 - 5. Aunque la especie es relativamente fácil de mantener en el laboratorio, hay una serie de retos de gestión asociados con su cultura 6. El más destacado de ellos es la cría de larvas, particularmente cuando primero los peces comienzan a alimentarse con posterioridad a la inflación de la vejiga de gas 7. En condiciones normales, controlados, este evento evolutivo ocurre en ~ 5 días después de la fertilización (dpf), con los siguientes 3 ​​- 5 días de crecimiento es particularmente crítica 7. La dificultad técnica central durante esta etapa es satisfacer adecuadamente las demandas nutricionales de las primeras larvas de alimentación - artículos de alimentación deben ser de tamaño adecuado, Digestible, atractivo, y está disponible de forma casi continua, sin crear residuos excesivos en los tanques de cultivo. Históricamente esto se ha logrado típicamente mediante la entrega de numerosas pequeñas cantidades de alimento a los peces en los tanques, junto con la rutina de cambio de agua de 8,9. Si bien estos métodos son en cierto grado de éxito, son ineficientes, requieren insumos de trabajo elevadas, y vuelven única variable y tarifas limitadas de crecimiento y supervivencia 10. En la naturaleza, las larvas de pez cebra, presumiblemente, se alimentan de abundantes pequeño zooplancton presente en la columna de agua 11. Por esta razón, los protocolos de larvicultura que incorporan transmisiones en vivo tales como Paramecium, rotíferos, Artemia y son típicamente más eficiente 7. En 2010, Best y co-autores demostraron que era posible cultivar larvas de pez cebra en agua salobre estática junto con rotíferos de agua salada para los primeros 5 días de alimentación exógena 12. Este enfoque, que aprovechares la alta productividad natural de los cultivos de rotíferos para proporcionar amplia, presa de alto valor nutritivo sin contaminar el agua, produce altas tasas de crecimiento de las larvas y la supervivencia con la entrada de baja laboral 12,13. En los últimos años, un número creciente de laboratorios de todo el mundo han adoptado variaciones de este protocolo, y muchos ahora están cultivando rotíferos de forma continua para apoyar los sistemas de vivero 14. En los últimos años, los métodos para ambos rotíferos / policultivo pez cebra y la producción de rotíferos se han refinado y mejorado para ser más estandarizada y fácilmente escalable. Este artículo ofrece paso a paso las instrucciones para 1) la producción de rotíferos continuo y robusto y 2) el establecimiento del sistema de policultivo de rotíferos / pez cebra utilizado para apoyar un crecimiento robusto de los peces durante los primeros 5 días de alimentación exógena.

<table><tbody><tr><td>Rotifer Culture Infrastructure</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>100 L Recipiente</td> de cultivo de <td>Aquaneering</td><td>Recipiente</td> de <td>cultivo de policarbonato personalizado, de fondo cónico, con válvula de drenaje</td></tr><tr><td>Kit de cubo de cultivo de 5 galones Maricultura</td> de <td>caña</td><td>Kit de inicio CCS Recipiente de</td><td>cultivo de pequeño volumen para instalaciones pequeñas</td></tr><tr><td>Tubo transparente rígido de 1/2" de diámetro exterior, 36"</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>16025</td><td>Tubo rígido transparente para el suministro de aire</td></tr><tr><td>Tubo de malla</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>RT444X</td><td>Soporte de tubo de malla para filtro de hilo dental</td></tr><tr><td>Rotifer Floss</td><td>Reed Mariculture</td><td>Rotifer hilo dental 12" x 42"</td><td>Trampa de residuos de partículas</td></tr><tr><td>Bomba temporizadora dosificadora peristáltica, 5 GPD</td><td>Grainger</td><td>38M003&nbsp;</td><td>Bomba dosificadora con temporizador para dosificar el alimento a los rotíferos</td></tr><tr><td>Bomba dosificadora peristáltica, 1-100 mL/h (para cultivo a menor escala)</td><td>Coral Vue</td><td>SKU: IC-LQD-DSR</td><td>Bomba dosificadora con temporizador para dosificar alimento a rotíferos</td></tr><tr><td>Tubo de silicona&nbsp;</td><td>Tubo Cole Parmer</td><td></td><td>para la entrega de algas al recipiente rotífero</td></tr><tr><td>Tubo transparente rígido "O.D.", 36"</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>16025</td><td>Tubo transparente rígido para el suministro de aire a la pasta de algas</td></tr><tr><td>Tubo transparente rígido D.O., 36"</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>16025</td><td>Tubo rígido transparente para la entrega de algas</td></tr><tr><td>Rotifers</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Live Rotifers Brachionus plicatilis Tipo L</td><td>Maricultura de caña</td><td>Tipo L 5 millones</td><td>de Rotifer Crop para la puesta en marcha</td></tr> <tr><td>del sistemaRotifer Feed</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hidroximetilsulfonato de sodio</td><td>Maricultura de caña</td><td>ClorAm-X&reg; tarrina de 1 libra</td><td>Reductor de amoníaco para mezcla de alimento para algas</td></tr><tr><td>Bicarbonato de sodio</td><td>Fisher Scientific</td><td>S25533B</td><td>tampón de pH para mezcla de alimento para algas</td></tr><tr><td>Concentrado de microalgas</td><td>Reed Mariculture</td><td>Rotigrow Plus&reg; bolsa de 1 litro</td><td>Alimento para rotíferos nutricionalmente optimizado</td></tr><tr><td>RG</td><td>Complete Reed Mariculture</td><td>RG Complete Botella de 6 oz</td><td>Alimento todo en uno a base de microalgas para cultivos a pequeña escala</td></tr><tr><td>Water Preparación</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Cristales de arrecife Sal de arrecife</td><td>que colocan los peces</td><td>198210</td><td>Sal para hacer agua de cultivo (NOTA: este artículo es solo un ejemplo; se puede usar cualquier formulación de sal libre de contaminantes).</td></tr><tr><td>Refractómetro</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>SR6</td><td>que mide la salinidad</td></tr><tr><td>Rotifer Culture Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plancton Colectores de 12" de diámetro, 53 micras</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>BBPC20</td><td>Criba de malla para la recogida de rotíferos</td></tr><tr><td>Almohadillas de fregado</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>SCR-58</td><td>Almohadilla para fregar para limpiar el interior de los recipientes de cultivo</td></tr><tr><td>Cepillo</td><td></td><td></td><td></td>para fregar</tr><tr><td>Cubo</td><td>Grainger Supply&nbsp;</td><td>43Y530</td><td>Cubo graduado para mezclar agua</td></tr><tr><td>de cultivo Jarra de incubación</td><td>Pentair Aquatic Ecosystems</td><td>J30</td><td>Almacenamiento de mezcla de alimento para algas</td></tr><tr><td>Lugol' s Solución, Diluido</td><td>Fisher Scientific</td><td>S99481</td><td>Agente utilizado para inmovilizar rotíferos vivos para el conteo</td></tr><tr><td>de plancton Sedgewick-Rafter portaobjetos de conteo con rejilla&nbsp;</td><td>Pentair Aquatic Eco-Systems</td><td>M415</td><td>Recuento de rotíferos</td></tr><tr><td><fuerte>Misceláneo</fuerte></td>Tea Colador Kitchenworks <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>971972</td><td></td><td>Se utiliza para recolectar embriones de pez cebra después del desove</td></tr></tbody></table>

la completa y actualizada &quot;rotífero policultivo método&quot; para la educación de primer pez cebra alimentación

The Complete and Updated "Rotifer Polyculture Method" for Rearing First Feeding Zebrafish

El pez cebra (Danio rerio) es un organismo modelo de creciente importancia en muchos campos de la ciencia. Uno de los aspectos técnicos más exigentes del cultivo de esta especie en el laboratorio es la cría de larvas de primera alimentación hasta la etapa juvenil con altas tasas de crecimiento y supervivencia. El desafío central de la gestión de este período de desarrollo gira en torno a la entrega de alimentos altamente nutritivos a los peces de manera casi continua sin comprometer la calidad del agua. Debido a que las larvas de pez cebra están bien adaptadas para alimentarse de pequeño zooplancton en la columna de agua, las presas vivas como los rotíferos braquiónidos, Artemia y Paramecium son ampliamente reconocidas como los alimentos de elección, al menos hasta que los peces alcanzan la etapa juvenil y pueden alimentarse de manera eficiente con dietas procesadas. Este protocolo describe un método mediante el cual las larvas de pez cebra recién eclosionadas se cultivan junto con rotíferos vivos de agua salada (Brachionus plicatilis) en el mismo sistema. Este enfoque de policultivo proporciona a los peces una fuente de alimento vivo rico en nutrientes "a demanda" sin producir desechos químicos a niveles que de otro modo limitarían el rendimiento. Es importante destacar que, debido a que el sistema aprovecha tanto la alta productividad natural de los rotíferos como las preferencias de comportamiento de los peces, la mano de obra involucrada con el mantenimiento es baja. El siguiente protocolo detalla un procedimiento actualizado, paso a paso, que incorpora la producción de rotíferos (escalable a cualquier nivel deseado) para su uso en un policultivo de larvas de pez cebra y rotíferos que promueve el rendimiento máximo durante los primeros 5 días de alimentación exógena.

El sistema de cultivo de rotíferos continuo descrito aquí es dinámica, y es normal que los números de rotíferos que fluctúan en una pequeña parte con el tiempo si hay variaciones en las tasas de alimentación y cosecha diarias. La población de los rotíferos en uno de los cultivos activos en las instalaciones de acuicultura en el Hospital de Niños de Boston, mantiene en la forma descrita anteriormente, fue monitoreado por 30 días (Figura 3). La densidad de cultivo media du...

Las larvas de pez cebra están adaptadas para alimentarse de zooplancton. Es posible capitalizar esta característica natural en el laboratorio cultivando peces que se alimentan primero juntos en el mismo sistema con rotíferos vivos de agua salada. Esta estrategia de "policultivo" promueve un alto crecimiento y supervivencia con un mínimo de trabajo y perturbación para las larvas.

La completa y actualizada &quot;rotífero policultivo Método&quot; para la educación de primer pez cebra Alimentación

The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science.  One of the most demanding technical aspects of ...

El objetivo general del Método de Policultivo de Rotíferos es aprovechar la productividad natural y las características biológicas de los rotíferos de agua salada para crear un entorno que promueva un crecimiento rápido y la máxima supervivencia de las larvas de pez cebra que se alimentan por primera vez. La principal ventaja de esta técnica es que disminuye drásticamente la cantidad de tiempo y espacio necesarios para criar con éxito un gran número de larvas de pez cebra para su uso en experimentos de investigación. Comience el mantenimiento del cultivo de rotíferos llenando el recipiente de cultivo de alimentación, o FCV, hasta el 90 por ciento de su capacidad con agua dulce limpia y declorada dosificada con 10 gramos por litro de sales de acuario.Asegúrate de que el agua esté bien mezclada y de que toda la sal se haya disuelto por completo. Luego, configure el flujo de aire en el recipiente para que mantenga un hervor continuo. Mida la salinidad del líquido con un refractómetro.A continuación, tome muestras de los rotíferos en el recipiente de cultivo, o CV. Asegúrese de que el cultivo esté bien mezclado. A continuación, recoja tres muestras de dos a tres mililitros con una pipeta de transferencia de diferentes partes del cultivo y combine las muestras en un tubo. Transfiera uno o dos mililitros de la muestra combinada a una placa de Petri.Visualice la muestra bajo un microscopio de disección y verifique la calidad del cultivo. Agregue 100 microlitros de solución de yodo de Lugol al 50 por ciento a la muestra para inmovilizar a los rotíferos y contarlos. Tome inmediatamente una submuestra de dos mililitros con una pipeta de plástico y dispense un mililitro en un portaobjetos de recuento de vigas Sedgewick.Usando el microscopio de disección, cuente la mayor cantidad de área del portaobjetos que sea necesaria para contar hasta 100 rotíferos intactos y el número total de huevos adheridos a los rotíferos. Luego, calcule el número de rotíferos por mililitro para su uso posterior. Inicie la cosecha quitando el suministro de aire y el filtro de hilo dental.Abra lentamente la válvula en la parte inferior del CV y permita que el agua fluya suavemente hacia un colector de plancton con una pantalla de malla de 53 micras. Recoja el agua que fluye por la parte inferior del colector después de filtrarla en un balde o drenarla. A continuación, llene una botella con 10 a 15 gramos por litro de agua salada limpia.Invierta la pantalla sobre el FCV y lave los rotíferos en el FCV con un suave chorro de agua salada. Inicie el temporizador de medición programable o PMT para entregar alimento al FCV. A continuación, frota todo el interior del CV con una almohadilla limpia.Cree una nueva mezcla de 15 gramos por litro en un balde de cinco galones para reemplazar el volumen de agua perdido durante la cosecha. Revuelva la solución vigorosamente hasta que la mezcla se disuelva por completo. A continuación, añada la solución al CV.A continuación, enjuague el filtro de hilo dental con un spray de alta presión.Cuando el filtro de hilo dental esté libre de residuos, devuélvalo al CV. Ajuste las tasas de alimentación de las algas entregadas al CV cambiando la duración de cada evento de dosificación. Pasadas las 24 horas, repetir el proceso, iniciando la recolección de los rotíferos que quedan en el FCV. Concentrar los rotíferos en dos litros de agua dulce, limpia y declorada con cinco gramos por litro de sal.Estos pueden almacenarse a cuatro grados centígrados como suministro de reserva, o utilizarse para alimentar a los peces en etapas posteriores más allá de lo descrito en este protocolo. Recoja embriones de pez cebra de un evento de desove vertiendo los embriones desovados a través de un colador de té. Y luego, enjuague suavemente con agua de pescado estéril de una botella de lavado en placas de Petri.Una vez recogidos todos los embriones, incubarlos. Comienza la fase de policultivo cuando más del 90 por ciento de las larvas eclosionadas nadan activamente en la columna de agua. Agregue 500 mililitros del cultivo de rotíferos directamente desde el FCV a un tanque de vivero de 3,5 litros.A continuación, vierta suavemente las larvas de una placa de Petri en el tanque del vivero. Asegúrese de que no queden larvas en el plato. Agregue 500 mililitros de agua de pescado limpia y acondicionada de una fuente de agua dedicada al tanque hasta un volumen final de un litro y 5 gramos por litro de salinidad final.Observe el tanque de policultivo al menos una vez al día para asegurarse de que los rotíferos y los peces estén presentes y creciendo. Compruebe que los rotíferos sean visibles en toda la columna de agua. Asegúrese de que los peces también sean visibles dentro de la columna de agua y que estén nadando entre los rotíferos.Es fundamental evaluar el estado de cada tanque a diario para asegurarse de que estén vivos y nadando con rotíferos disponibles para todas las larvas de peces. Una vez asegurado que los rotíferos y los peces están creciendo, inicie el flujo normal de agua a través del tanque. Finalmente, coloque una pantalla sobre el puerto de drenaje para asegurarse de que las larvas no salgan del tanque.El rendimiento típico de un cultivo de rotíferos se monitoreó durante un período de 30 días y arrojó una densidad media de cultivo de 932 rotíferos por mililitro. Y un máximo de 1.330 rotíferos por mililitro. La población de rotíferos en un tanque de policultivo con pez cebra tiene una densidad media de rotíferos de 589,4 rotíferos por mililitro.El valor mínimo de 481 rotíferos por mililitro es 10 veces mejor que el trabajo publicado anteriormente. El pez cebra mostró un crecimiento constante cada día durante el período de cinco días, desde una longitud total media de 3,9 milímetros hasta 5,4 milímetros. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo cultivar rotíferos para su uso en un sistema de policultivo diseñado para satisfacer las demandas nutricionales del pez cebra que se alimenta por primera vez.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Developmental Biology

Biología del Desarrollo

Este protocolo describe un mantenimiento regular y el cuidado para mantener las condiciones óptimas para la cría de peces cebra. El vídeo muestra el protocolo para el mantenimiento del sistema, la vivienda, la alimentación, la reproducción, y la crianza de larvas de pez cebra.

Cuidado y mantenimiento regulares de un pez cebra (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Laboratorio: Introducción

Una instalación de pez cebra adecuada para la cría y la investigación in vivo se construye de manera fácil y asequible. El mantenimiento es mínimo. Esta instalación es ideal para la participación de los estudiantes y la investigación independiente.

Construcción de un Build-Fácil-Fondo de pez cebra asequible y

La fibrosis sostenida con depósito excesivo de proteínas de la matriz extracelular conduce a la cirrosis. El abuso del alcohol es una de las principales causas de enfermedad hepática grave. Establecimos un modelo de hígado fibrótico de pez cebra inducido por etanol para estudiar los mecanismos y estrategias de promoción de la regeneración de hepatocitos tras la lesión inducida por el alcohol.

Desarrollo de un Modelo de hígado fibrótico inducida por etanol en el pez cebra para el Estudio de células progenitoras mediada por la regeneración de hepatocitos

Pez cebra han utilizado recientemente como un sistema de modelo en vivo para el estudio de tiempo de replicación del ADN durante el desarrollo. Aquí está detallada de los protocolos para el uso de embriones de pez cebra para sincronización de replicación de perfil. Este protocolo puede ser fácilmente adaptado para el estudio de la sincronización de replicación en mutantes, tipos de células individuales, modelos de la enfermedad y otras especies.

Perfiles de sincronización de replicación de ADN utilizando el pez cebra como un sistema de modelo en Vivo

Presentamos un protocolo eficiente y fácil de usar para la preparación de cultivos celulares primarios de células de embriones de pez cebra para transfección celular directo imágenes así como un protocolo para preparar células primarias del cerebro del pez cebra adulto.

Cultura y transfección de células primarias de pez cebra

El objetivo de este protocolo es medir el tiempo de tránsito de fluorescencia etiquetada alimentos a través del intestino del pez cebra larval en forma de alto rendimiento.

Medida de alto rendimiento de tiempo de tránsito intestinal utilizando larvas peces cebra

Este trabajo describe un protocolo para el sistema modular de transgénesis Tol2, un método de clonación basado en pasarela para crear e inyectar construcciones transgénicas en embriones de pez cebra.

El sistema Zebrafish Tol2: un enfoque de transgénesis modular y flexible basado en pasarelas

Este protocolo describe los pasos principales para obtener embriones de peces libres de gérmenes (GF) y mantenerlos desde las larvas hasta la etapa juvenil, incluido el muestreo y la detección de su estado estéril. El uso de modelos de GF con infección es importante para comprender el papel de los microbios en la salud del huésped.

Generación, mantenimiento e identificación de modelos de pez cebra libres de gérmenes desde las larvas hasta las etapas juveniles

Aquí presentamos un protocolo novedoso, fácil de construir y de bajo coste para la recirculación de alojamientos de peces cebra.

Un sistema de alojamiento recirculante personalizado para peces cebra

El estudio de los primeros eventos de la progresión de células preneoplásicas y la interacción célula inmune innata es fundamental para entender y tratar el cáncer. Aquí se describe un método para inducir condicionalmente transformaciones de células epiteliales y la formación de imágenes en directo posterior de la interacción de células inmune innato con HRAS G12V expresando células de la piel en las larvas de pez cebra.

Imágenes en vivo de inmune innata y preneoplásicas Interacciones de celda que utilizan un sistema de expresión / UAS Inducible Gal4 en larvas de pez cebra de la piel

Aprenda el método de policultivo con rotíferos para optimizar la alimentación de larvas de pez cebra Danio rerio. Esta técnica reduce recursos y mejora tasas de crecimiento y supervivencia en investigación.

La completa y actualizada "rotífero policultivo Método" para la educación de primer pez cebra Alimentación

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