Name: Medición de la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón con cable miografía (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-20T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 42 s
Description: Aprende a medir la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón mediante miografía de cable. Este método permite evaluar el músculo liso vascular y screening de nuevos fármacos para hipertensión.

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Agradecemos al Dr. Wei Qi He (Universidad de Suzhou, Suzhou, China) y el Dr. Yan Ning Qiao (Universidad Normal de Shaanxi, Xi ' an, China) para la asistencia técnica. Este trabajo fue financiado por la Fundación Nacional de Ciencias naturales de China (Grant 31272311, 81373295 y 81473420) y el proyecto financiado por la prioridad académica programa de desarrollo de Jiangsu instituciones de educación superior (Grant no. ysxk-2016).

Animal manipulaciones fueron aprobadas por el cuidado de Animal institucional y Comité uso (IACUC) de la Universidad Modelo Animal Research centro de Nankín.
1. preparación de la solución
<ol><li>Prepare solución de Tyrode HEPES (H-T) con 137,0 mM NaCl, KCl de 2,7 mM, 1,8 mM CaCl2, 1 mM MgCl2∙6H2O, 5,6 mM D-glucosa y 10 mM HEPES, pH 7.3-7.4.</li>
	<li>Preparar la solución de Tyrode HEPES sin calcio (Ca2 +-libre H-T) utilizando 140,6 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 1 mM MgCl2∙6H2O, 5,6 mM D-glucosa y 10 mM HEPES, pH 7.3-7.4.</li>
	<li>Prepare solución de Tyrode HEPES con 124 mM KCl (alto K+) usando 15,7 mM NaCl, KCl, de 124,0 mM 1,8 mM CaCl2, 1 mM MgCl2∙6H2O 5,6 mM D-glucosa y 10 mM HEPES, pH 7.3-7.4.</li>
</ol>2. preparación del experimento
<ol><li>PRECALIENTA el High-K+ soluciones usando un baño de agua de 37 ° C y H-T.</li>
	<li>Encienda el sistema miógrafo, hardware de adquisición de datos y la computadora.</li>
	<li>Cuidadosamente llene todas las cámaras de laringe con 5 mL de solución de H-T cada uno.</li>
	<li>Llenar dos placas de Petri con 20 mL de 4 ° C H-T y Ca2 +-gratis soluciones H-T, respectivamente y almacenar en hielo.</li>
	<li>Llenar un plato de Petri cubierto de 10 cm con 20 mL de solución de H-T y mantener a temperatura ambiente.</li>
</ol>3. ratón disección de la arteria mesentérica
<ol><li>Eutanasia a un ratón de C57BL/6J 8-12 semanas de edad hombre o mujer por dislocación cervical. Prender el ratón hacia abajo con el abdomen hacia arriba.</li>
	<li>Humedezca el abdomen con etanol al 70%. A continuación, cortar la piel con tijeras a lo largo de la línea media ventral desde la ingle y hacer incisiones desde el inicio de la primera incisión hacia abajo a las piernas a ambos lados. Tire de la piel en ambos lados; hacer incisiones similares para abrir el peritoneo.</li>
	<li>Con unas tijeras, cortar el esófago, el colon y otros tejidos conectivos para aislar completamente el tracto gastrointestinal con la alimentación de vasculatura del cuerpo.</li>
	<li>Con pinzas, mover el segmento aislado en el recipiente que contiene el frío H-T preparado en el paso 2.4 y enjuagar suavemente el tejido en solución H-T varias veces para lavar la sangre.</li>
	<li>Transferir el segmento aislado en la caja Petri cubierto preparado en el paso 2.5 y realizar la disección de la arteria mesentérica a temperatura ambiente.</li>
	<li>Alisar el estómago, yeyuno, íleon y ciego en sentido horario, y fijar el estómago y el intestino ciego en el lado izquierdo y derecho, respectivamente.</li>
	<li>Estirar la cama de la vasculatura mesentérica y fijar el intestino con pernos para exponer las arterias mesentéricas disecadas. Nota: En estas condiciones, las arterias están encima de las venas.</li>
	<li>Encienda la fuente de transmisión de luz de un microscopio estereoscópico y disecar las arterias bajo el microscopio. Asegúrese de que el tejido entero se sumerge en la solución.</li>
	<li>Sujetar los tejidos adiposo alrededor de las arterias con pinzas y aislar las arterias por todos los tejidos conectivos de corte con tijeras de disección. Evitar lesionar las arterias.</li>
</ol>4. arterial de montaje
<ol><li>Transferencia y sumerja el árbol de la arteria mesentérica en el frío Ca2 +-libre H-T solución (preparada en el paso 2.4) por las arterias exceso de sujeción con pinzas.</li>
	<li>Cortar una porción de 1,4 mm de la arteria proximal a la pared intestinal de un arcade mesentérico y utilizar dos pinzas para abrir ambos lados de este segmento de la arteria con cuidado.</li>
	<li>Prepare dos segmentos de alambre de acero inoxidable 2,5 cm de longitud y colocarlos en el mismo plato.</li>
	<li>Suavemente Sujete un extremo de la arteria con unas pinzas y cuidadosamente Inserte dos cables en el lumen de la arteria uno por uno con ayuda de pinzas para otros. Asegúrese que los cables se mantengan rectos y no tocan el endotelio.</li>
	<li>Utilizando dos pinzas, sujete los dos cables de acero fuera de la nave roscada simultáneamente y transferir cuidadosamente el vaso de la placa de Petri a una cámara de laringe previamente llenada con solución de H-T (paso 2.3).</li>
	<li>Atornille las mordazas aparte para hacer espacio para el montaje. Sujete ambos lados de uno de los dos cables insertados utilizando dos pinzas y colocar el vaso en el hueco de la mandíbula (figura 1A).</li>
	<li>Envolver ambos lados del alambre afianzado con abrazadera alrededor de los tornillos de la mordaza conectado al micrómetro (figura 1B).</li>
	<li>Fijar el tornillo izquierdo girando hacia la derecha. Enderezar el alambre con unas pinzas de la derechas, y luego fijar el tornillo de la derecho girando hacia la derecha (figura 1). Asegúrese de que el buque está siempre dentro de la brecha de la mandíbula, pero no toque la mandíbula para evitar daños.</li>
	<li>Cerca de las dos mordazas utilizando el micrómetro (figura 1). Asegúrese de que las dos mandíbulas están lo suficientemente cercanas pero que no toquen entre sí y que el cable no fijado en la parte superior el alambre fijo.</li>
	<li>Utilizando la pinza derecha, cuidadosamente doblar el alambre desatornillarse en la esquina de la mandíbula conectada a transductor de la fuerza y enróllela en sentido horario alrededor del tornillo del lado derecho (Figura 1E). A continuación, fijar el tornillo. Repita este paso en el lado izquierdo del hilo y fijar el tornillo del lado izquierdo (Figura 1F).</li>
	<li>Mueva las mordazas ligeramente separadas girando con cuidado el micrómetro (figura 1). Evitar estiramiento del buque. Utilice pinzas para mover el cable en el lado del micrómetro al plano horizontal del alambre en el lado del transductor. Gire con cuidado el micrómetro para que la brecha entre las dos mordazas sólo puede acomodar los dos cables.</li>
	<li>Repita los pasos 4.2 – 4.11 para montar las arterias en las otras cámaras. Conectar todas las cámaras a la cubierta de las cámaras, conecte el suministro de oxígeno al 100% y una sonda de temperatura y comienza a calentar a 37 ° C. Abra el software de gráficos y pulse el botón iniciar en la ventana de la Vista de tabla para empezar a grabar.</li>
	<li>Equilibre durante unos 20 minutos.</li>
</ol>5. normalización
Nota: Con el fin de estandarizar las condiciones experimentales y obtener confiable respuesta fisiológica de los vasos, un procedimiento de normalización es necesario15. Según la relación entre la fuerza activa y la circunferencia interna de la nave, el sistema de laringe de alambre tiene un programa de normalización estándar para evaluar la circunferencia interna (IC) del recipiente montado5,8, 9. Brevemente, calcular IC (μm), leer el micrómetro y el valor de entrada como el valor de X y el transductor de fuerza de salida, es decir, descansar de la tensión de la pared (mN/m), como el valor Y. El programa volver una curva integral de (X, Y) y calcular el CI correspondiente a una presión transmural de 100 mmHg (IC100). El buque se ajusta a la circunferencia interna normalizada (IC1) cuando es máxima la capacidad de respuesta activa.
<ol><li>Fuerzas a cero para todos los canales en el dispositivo y equilibre durante otro 1-2 min.</li>
	<li>Seleccione configuración de la normalización de la "carta DMTy configurar los parámetros como sigue: Calibración del ocular (mm/div): 0,36; Objetivo de presión (kPa): 13,3; IC1IC100: 0,9; En línea con un promedio de tiempo (segundos): 2; Retardo de tiempo (segundos): 60. Haga clic en el botón OK para cerrar la ventana de Configuración de la normalización de DMT .</li>
	<li>Seleccione el canal de interés en el menú DMT para abrir una ventana de normalización de DMT para el canal correspondiente. Entrar los valores constantes en la ventana siguiente: tejidos terminales a1: 0,1; Tejido puntos extremos a2: 4; Diámetro de alambre (μm): 40. La ventana muestra la longitud calculada del vaso como 1,40 m.</li>
	<li>Leer el micrómetro de la cámara de tejido apropiado. Introduzca el valor en el cuadro de lectura del micrómetro y haz clic en el botón Añadir punto . Este valor es el valor inicial de X (X0). Después de un tiempo de retraso 60 s, la ventana muestra la fuerza y la presión efectiva (ERTP) correspondiente a este valor de micrómetro. Al mismo tiempo, el cuadro de lectura del micrómetro se convierte en activo.</li>
	<li>Estirar el vaso se normalizó al girar el micrómetro en agujas. Introduzca el valor del micrómetro en el cuadro de lectura del micrómetro y haz clic en el botón Añadir punto . Esperar un retraso de 60 s otra vez.</li>
	<li>Repita el paso 5.5, continuar estirar el vaso y agregar valores de micrómetro hasta que la ventana muestra el valor de "X micrómetro1", que es el ajuste del micrómetro calculado requerido para estirar el vaso a su IC1.</li>
	<li>Ajustar el micrómetro x valor de1 . Nota: La tensión normalizada es generalmente 1-2 mN.</li>
</ol>6. arteria contracción grabación
Nota: Todas las soluciones, incluyendo H-T y High-K+ solución utilizada en esta sección, se prepararon en el paso 2.1.
<ol><li>Después de la normalización, equilibrar el buque en la cámara durante 15-20 min. Nota: Estos es necesario cambiar la solución en este paso.</li>
	<li>Desafío dos veces el recipiente con la solución High-K+ .<ol>
<li>Para desafiar a la nave, reemplazar la solución H-T con 5 mL de solución de alto-K+ para inducir la contracción durante 10 min, seguido de lavado con 5 mL de solución de H-T 3 - 4 veces. Nota: Contracción típica tiene una fuerza máxima durante 3 minutos y una fuerza sostenida constante alrededor de 2,5 mN12. Si el primer desafío genera una fuerza máxima por debajo de 2,5 mN o la fuerza sostenida disminuye con el tiempo, el segundo desafío genera una fuerza mucho más baja que la dosis de la primera vez, la nave se descarta y no se utilizará para la posterior investigación.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Desafiar la nave con 5 mL de solución de alto-K+ para inducir la contracción. Después de 5 min, Añadir 0,5 μl de la solución madre (10 mM en DMSO) neoliensinine del14 en la sala para descansar la embarcación a una concentración final de 1 μm neoliensinine.</li>
	<li>Cuando la fuerza es estable (generalmente esto tarda varios minutos), añadir otro 0,5 μl de la solución madre neoliensinine en la cámara para aumentar la concentración a 2 μm. Añadir 1 μl de la solución cada vez para aumentar la concentración de a 4, 6, 8 y 10 μm para generar t curva de dosis-respuesta. Nota: Los valores y concentraciones de trabajo varían entre medicamentos.</li>
</ol>

<ol><li>Bevan, J. A., Osher, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+direct+method+for+recording+tension+changes+in+the+wall+of+small+blood+vessels+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Agents+and+Actions%22%5BJournal%5D)">A direct method for recording tension changes in the wall of small blood vessels in vitro.</a> Agents and Actions. 2 (5), 257-260 (1972).</li>
<li>Mulvany, M. J., Halpern, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+properties+of+vascular+smooth+muscle+cells+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Mechanical properties of vascular smooth muscle cells in situ.</a> Nature. 260 (5552), 617-619 (1976).</li>
<li>Mulvany, M. J., Halpern, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contractile+Properties+of+Small+Arterial+Resistance+Vessels+in+Spontaneously+Hypertensive+and+Normotensive+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Contractile Properties of Small Arterial Resistance Vessels in Spontaneously Hypertensive and Normotensive Rats.</a> Circulation Research. 41 (1), 19-26 (1977).</li>
<li>Mulvany, M. J., Nyborg, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+increased+calcium+sensitivity+of+mesenteric+resistance+vessels+in+young+and+adult+spontaneously+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">An increased calcium sensitivity of mesenteric resistance vessels in young and adult spontaneously hypertensive rats.</a> British Journal of Pharmacology. 71 (2), 585-596 (1980).</li>
<li>Mulvany, M. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMulvany%2C+MJ+%22Procedures+for+investigation+of+small+vessels+using+small+vessel+myograph%22">Procedures for investigation of small vessels using small vessel myograph</a>. , Danish Myo Technology. Denmark. (2004).</li>
<li>Halpern, W., Mulvany, M. J., Warshaw, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+properties+of+smooth+muscle+cells+in+the+walls+of+arterial+resistance+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Mechanical properties of smooth muscle cells in the walls of arterial resistance vessels.</a> The Journal of Physiology. 275, 88-101 (1978).</li>
<li>Michael, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+blood+pressure+arising+from+a+defect+in+vascular+function%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">High blood pressure arising from a defect in vascular function.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (18), 6702-6707 (2008).</li>
<li>Bridges, L. E., Williams, C. L., Pointer, M. A., Awumey, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenteric+artery+contraction+and+relaxation+studies+using+automated+wire+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Mesenteric artery contraction and relaxation studies using automated wire myography.</a> Journal of Visualized Experiments. (55), (2011).</li>
<li>del Campo, L., Ferrer, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3adel+Campo%2C+L+%22Wire+Myography+to+Study+Vascular+Tone+and+Vascular+Structure+of+Isolated+Mouse+Arteries%22">Wire Myography to Study Vascular Tone and Vascular Structure of Isolated Mouse Arteries</a>. , Springer. New York. (2015).</li>
<li>Fisher, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+smooth+muscle+phenotypic+diversity+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Genomics%22%5BJournal%5D)">Vascular smooth muscle phenotypic diversity and function.</a> Physiological Genomics. 42 (3), 169-187 (2010).</li>
<li>Crowley, S. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+roles+for+the+kidney+and+systemic+tissues+in+blood+pressure+regulation+by+the+renin-angiotensin+system%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Distinct roles for the kidney and systemic tissues in blood pressure regulation by the renin-angiotensin system.</a> The Journal of Clinical Investigation. 115 (4), 1092-1099 (2005).</li>
<li>Qiao, Y. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myosin+phosphatase+target+subunit+1+%28MYPT1%29+regulates+the+contraction+and+relaxation+of+vascular+smooth+muscle+and+maintains+blood+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Myosin phosphatase target subunit 1 (MYPT1) regulates the contraction and relaxation of vascular smooth muscle and maintains blood pressure.</a> The Journal of Biological Chemistry. 289 (32), 22512-22523 (2014).</li>
<li>He, W. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+myosin+light+chain+kinase+in+regulation+of+basal+blood+pressure+and+maintenance+of+salt-induced+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Role of myosin light chain kinase in regulation of basal blood pressure and maintenance of salt-induced hypertension.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), H584-H591 (2011).</li>
<li>Yang, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+identification+of+a+tribenzylisoquinoline+alkaloid+from+Nelumbo+nucifera+Gaertn%2C+a+novel+potential+smooth+muscle+relaxant%5BTitle%5D)+AND+%22Fitoterapia%22%5BJournal%5D)">Isolation and identification of a tribenzylisoquinoline alkaloid from Nelumbo nucifera Gaertn, a novel potential smooth muscle relaxant.</a> Fitoterapia. 124, 58-65 (2018).</li>
<li>Slezák, P., Waczulíková, I., Bališ, P., Púzserová, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accurate+Normalization+Factor+for+Wire+Myography+of+Rat+Femoral+Artery%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Research%22%5BJournal%5D)">Accurate Normalization Factor for Wire Myography of Rat Femoral Artery.</a> Physiological Research. 59 (6), 1033-1036 (2010).</li>
<li>Kearney, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+burden+of+hypertension%3A+analysis+of+worldwide+data%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Global burden of hypertension: analysis of worldwide data.</a> The Lancet. 365 (9455), 217-223 (2005).</li>
<li>Good, N. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogen+Ion+Buffers+for+Biological+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Hydrogen Ion Buffers for Biological Research.</a> Biochemistry. 5 (2), 467-477 (1966).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La hipertensión es un reto de salud pública generalizado debido a sus graves complicaciones, incluyendo la cardiovascular y renal enfermedades16. Comprensión de la patogenesia de la hipertensión arterial y explorar más los medicamentos antihipertensivos se ha convertido en una tarea urgente en este campo. La presión arterial es generada y mantenida por la resistencia periférica de la circulación. Conforme a la ley de Poiseuille, las relativamente pequeñas arterias generan una gran proporción de la...

El sistema de vasos miógrafo utilizado aquí fue para medir la contracción isométrica de los vasos de resistencia pequeña con diámetros interiores que van desde 100 hasta 400 μm. aislados los vasos pequeños (de unos 2 mm) se inserta por dos cables de 40 μm de diámetro y estaban entonces montado en las mordazas del micrómetro y transductor secuencialmente. Esta técnica de laringe fue primero sugerida en 19721 y entonces desarrollada principalmente por Mulvany y sus colegas2,3,4,5,6. Es una técnica madura con equipamiento, fácil funcionamiento y un procedimiento de normalización estándar7,8,9. Utilizamos este método con algunas modificaciones para la medición en la arteria mesentérica de ratón.
Músculo liso vascular recubre las paredes de casi todos los vasos sanguíneos. Su función fundamental es generar fuerzas a través de la contracción en respuesta a diversos estímulos. La contractilidad normal del músculo liso vascular es esencial para la regulación de la presión arterial y nutrición suplemento10. Regulación anormal de la presión arterial resulta en una variedad de enfermedades, como hipertensión, insuficiencia cardíaca y la isquemia. Varios estudios han sugerido que la presión de sangre anormal siempre es asociada con el músculo liso vascular disfuncional contractilidad7,11,12,13. El método de laringe permite investigación de contractilidad isométrica de los vasos del ratón inducida por varios estímulos, incluyendo drogas, inhibidores y vasoconstrictores. Medidas exitosas de contracción nos ayudará a comprender los mecanismos de mantenimiento de la hipertensión y la patogenesia de enfermedades asociadas de músculo liso vasculares y explorar nuevos enfoques terapéuticos.
Muchas hierbas chinas se han utilizado ampliamente para el tratamiento clínico de enfermedades vasculares; sin embargo, sus ingredientes eficaces generalmente siguen siendo desconocidos. Así, el aislamiento y la identificación de los componentes eficaces es muy importante para el desarrollo de nuevos fármacos. Tecnología multifilar miógrafo ofrece un enfoque simple para la detección de componentes activos en hierbas. Hemos divulgado varios estudios utilizando el sistema de laringe vasos para investigar la contracción de la arteria mesentérica de ratón e identificar compuestos naturales con actividad anti-hipertensión12,13,14. Aquí, describimos los detalles del protocolo para el método de la laringe y evaluar el efecto relajante de neoliensinine aislado de embriones de semilla de loto (Nelumbo nucifera Gaertn.) 14.

<table><tbody><tr><td>Sistema de micógrafo multihilo</td><td>DMT</td><td>610-M</td><td></td></tr><tr><td>Alambre de acero inoxidable</td><td>DMT</td><td>400447</td><td></td></tr><tr><td>Geuder tijera de disección</td><td>DMT 400431</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzas Dumont</td><td>DMT</td><td>300413</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab/8SP</td><td>ADInstruments</td><td>ML785</td><td></td></tr><tr><td>Software</td><td>ADInstruments</td><td>LabChart 5</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>SigmaAldrich</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>SigmaAldrich</td><td>P5405</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>SigmaAldrich</td><td>C4901</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2&middot; 6H2O</td><td>SigmaAldrich</td><td>M2393</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucosa</td><td>SigmaAldrich</td><td>G6152</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sangon Biotech</td><td>A100511-0250</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>SigmaAldrich</td><td>S8045</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>SigmaAldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr></tbody></table>

medición de la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón con cable miografía

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

La técnica de laringe de alambre se utiliza para evaluar la contractilidad de los músculos lisos vasculares en respuesta a la despolarización, agonistas/inhibidores de GPCR y drogas. Es ampliamente utilizado en muchos estudios sobre las funciones fisiológicas del músculo liso vascular, la patogenesia de enfermedades vasculares como la hipertensión y el desarrollo de drogas relajantes del músculo liso. El ratón es un animal modelo ampliamente utilizado con un gran número de modelos de la enfermedad y las cepas genéticamente modificadas. Se introdujo este método para medir la contracción isométrica de arteria mesentérica ratón en detalle. Un segmento de 1,4 mm de ratón resistencia mesentérica arteria fue aislado y montado en una cámara de laringe por pasar dos cables de acero a través de su luz. Después de conseguir el equilibrio y normalización de pasos, el segmento de buques era potenciado por una solución high-K+ dos veces antes del ensayo de contracción. Como ejemplo de la aplicación de este método en el desarrollo de fármacos, medimos el efecto relajante de una nueva sustancia natural, neoliensinine, aislado de una hierba China, embriones de la semilla de loto (Nelumbo nucifera Gaertn.) en el ratón mesentérico arterias. Los segmentos de buque montados en la cámara de la laringe fueron estimulados con una solución de alto-K+ . Cuando la tensión de fuerza alcanza una fase sostenida estable, dosis acumulativas de neoliensinine fueron agregados a la cámara. Se encontró que neoliensinine tenía un efecto relajante del dependiente de la dosis en la contracción del músculo liso, así sugiriendo que tiene actividad potencial contra la hipertensión. Además, que el segmento vascular puede sobrevivir al menos 4 horas después del montaje y mantener la contractilidad inducida por la solución high-K+ para muchas veces, nos sugieren que el sistema del miógrafo de alambre puede utilizarse para el proceso desperdiciador de tiempo de la detección de drogas.

Medimos la contractilidad isométrica de arteria mesentérica de ratón utilizando un sistema de alambres múltiples miógrafo y evaluó el efecto relajante de neoliensinine purificada a partir de embriones de semilla de loto (Nelumbo nucifera Gaertn.) 14. la arteria mesentérica resistencia de ratón fue aislada, limpiar de tejidos conectivos y cortar en segmentos 1,4 mm. El segmento de la arteria fue insertado por dos alambres de acero en Ca2 +-sin so...

La técnica del miógrafo de alambre se utiliza para investigar las funciones del músculo liso vascular y nuevos fármacos de la pantalla. Se presenta un protocolo detallado para medir la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón y para la detección de nuevos relajantes del músculo liso vascular.

Medición de la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón con cable miografía

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Nuestro laboratorio ha estado utilizando el método del micógrafo de alambre para medir la contractilidad del músculo liso vascular durante muchos años. Utilizamos esta técnica para estudiar el mecanismo de contracción del músculo liso. Utilizamos este método para explorar nuevos fármacos para el tratamiento de la hipertensión.La principal ventaja de esta técnica es que el segmento del vaso sobrevive al menos cuatro horas después del montaje y mantiene la contractilidad inducida por el potasio alto durante muchas veces. El sistema multicanal ofrece la oportunidad de realizar un cribado terapéutico intensivo de nuevos fármacos. Sujete el cuerpo del ratón sacrificado con el abdomen hacia arriba y humedezca el abdomen con etanol al 70%.Luego, después de usar unas tijeras para cortar la piel a lo largo de la línea media ventral desde la ingle, haga incisiones en cada pierna desde el comienzo de la primera incisión. Tire de la piel hacia atrás en ambos lados, luego haga incisiones similares para abrir el peritoneo. A continuación, use tijeras para cortar el esófago, el colon y otros tejidos conectivos para aislar completamente el tracto gastrointestinal con vasculatura de alimentación del cuerpo.Después de enjuagar la sangre del tracto gastrointestinal con HEPES-Tyrode, o solución H-T, transfiera el segmento aislado a una placa de Petri recubierta para la disección de la arteria mesentérica a temperatura ambiente. Alise el estómago, el yeyuno, el íleon y el ciego en el sentido de las agujas del reloj y fije el estómago y el ciego en el lado izquierdo y derecho respectivamente. Encienda la fuente de luz de transmisión de un microscopio estereoscópico y fije el intestino con alfileres para exponer las arterias mesentéricas disecadas.A continuación, pinza los tejidos adiposos alrededor de las arterias con pinzas y aísla cuidadosamente las arterias cortando todos los tejidos conectivos con unas tijeras de disección. Agarre una arteria sobrante con fórceps y transfiera y sumerja el árbol de la arteria mesentérica en una solución H-T fría sin iones de calcio. Corte una porción de 1,4 milímetros de la arteria proximal a la pared intestinal de una arcada mesentérica y use dos pinzas para abrir ambos lados de este segmento de arteria con cuidado.Prepara dos segmentos de alambre de acero inoxidable de 2,5 centímetros de longitud y colócalos en el mismo plato. Use fórceps para sujetar suavemente un extremo de la arteria. Luego, use otra pinza para insertar cuidadosamente dos cables en la luz de la arteria, uno por uno.Asegúrese de que los cables se mantengan rectos y no toquen el endotelio. Con dos pinzas, sujete ambos cables fuera del recipiente roscado simultáneamente y transfiera con cuidado el recipiente de la placa de Petri a una cámara de micógrafo llena de solución H-T. Atornille las mordazas de la cámara para hacer espacio para el montaje, luego sujete ambos lados de uno de los dos cables insertados con dos pinzas y coloque el recipiente en el espacio de la mordaza.Envuelva ambos lados del cable sujetado alrededor de los tornillos de la mordaza conectada al micrómetro. Fije el tornillo del lado izquierdo girándolo en el sentido de las agujas del reloj. Luego, use fórceps para enderezar el alambre.A continuación, fije el tornillo del lado derecho girándolo en el sentido de las agujas del reloj. Asegúrese de que el vaso esté siempre dentro del espacio de la mandíbula, pero no toque la mandíbula para evitar daños. Cierre las dos mordazas con el micrómetro.Asegúrese de que las dos mordazas estén lo suficientemente cerca pero que no se toquen entre sí, y que el cable no fijado esté encima del cable fijo. Con las pinzas derechas, doble con cuidado el cable desatornillado en la esquina de la mordaza conectada al transductor de fuerza y envuélvalo en el sentido de las agujas del reloj alrededor del tornillo del lado derecho. A continuación, fije el tornillo.Repita el despliegue y envoltura del lado izquierdo del cable y fije el tornillo del lado izquierdo. A continuación, separe las mordazas ligeramente sin estirar el recipiente girando cuidadosamente el micrómetro para que el espacio entre las dos mordazas pueda acomodar los dos cables. A continuación, utilice pinzas para mover el cable en el lado del micrómetro al plano horizontal del cable en el lado del transductor.Después de montar las arterias en las otras cámaras, conecte todas las cámaras al equipo y cubra las cámaras. Conecte el suministro de oxígeno al 100% y una sonda de temperatura y comience a calentar a 37 grados centígrados. Abra el software de gráficos.Presione el botón Inicio' para comenzar a grabar. Seleccione el canal de interés en el menú DMT para abrir la ventana de normalización de DMT para el canal correspondiente. Introduzca los siguientes valores constantes en la ventana:Puntos finales de tejido a1, 0,1; Puntos finales de tejido a2, 4; Diámetro del alambre, 40.A continuación, la ventana muestra la longitud del recipiente calculada como 1,40 milímetros. Lea el micrómetro de la cámara de tejido apropiada. Ingrese el valor en el cuadro de lectura del micrómetro y haga clic en el botón Agregar punto.Este valor es el valor inicial de X. Después de un retraso de 60 segundos, la ventana muestra la fuerza y la presión efectiva correspondientes a este valor micrométrico. Al mismo tiempo, se activa la caja de lectura del micrómetro. Estire el recipiente que se está normalizando girando el micrómetro en sentido contrario a las agujas del reloj.Introduzca el valor del micrómetro en el cuadro de lectura del micrómetro y haga clic en el botón Añadir punto. Vuelva a esperar un tiempo de retardo de 60 segundos. Continúe estirando el recipiente y agregue valores de micrómetro hasta que la ventana muestre el valor del micrómetro X-one, que es la configuración de micrómetro calculada necesaria para estirar el recipiente a su IC-one.Ajuste el micrómetro al valor X-uno. Después de la normalización, equilibre el recipiente en la cámara durante 15 a 20 minutos. Una vez equilibrado, desafíe el recipiente con una solución con alto contenido de potasio reemplazando la solución H-T con 5 mililitros de solución con alto contenido de potasio para inducir la contracción durante 10 minutos.Después de repetir la incubación de 10 minutos en una solución fresca con alto contenido de potasio, lávese con cinco mililitros de solución H-T tres o cuatro veces. Nuevamente, desafíe el recipiente con cinco mililitros de solución de potasio con alto contenido de potasio para inducir la contracción. Después de cinco minutos, agregue 0,5 microlitros de la solución madre de Neoliensinina en la cámara para relajar el recipiente a una concentración final de un micromolar de Neoliensinina.Cuando la fuerza sea estable después de varios minutos, agregue otros 0,5 microlitros de solución madre de Neoliensinina para aumentar la concentración a dos micromolares. Agregue un microlitro de la solución madre cada vez para aumentar la concentración a cuatro, seis, ocho y 10 micromolares para generar la curva de respuesta a la dosis. Durante el procedimiento de normalización, el recipiente se estiró varias veces hasta alcanzar el valor de IC-100 y cada ciclo de estiramiento incluyó una contracción robusta, una relajación rápida y un mantenimiento de la fuerza en 60 segundos.La contracción del músculo liso vascular inducida por una solución de potasio con alto contenido suele mostrar dos fases, una fase robusta y una fase sostenida. Describimos un método para medir la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón utilizando un sistema de miógrafo multihilo. Este método se puede utilizar para evaluar las funciones del músculo liso vascular y para detectar relajantes del músculo liso.La principal diferencia entre este método y otros está en los pasos de montaje. Este paso utilizado aquí es fácil de realizar y no daña el tejido ni el dispositivo. Siguiendo este procedimiento, también se pueden utilizar otros estimuladores como el EP y la Angiotensina II para estimular la contracción del músculo liso con el fin de encontrar algunos fármacos novedosos que sean sensibles a este agonista.

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Research

Investigación

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Medicine

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