Name: Registro electrofisiológico de la actividad del sistema nervioso Central de tercer estadio de Drosophila Melanogaster (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-21T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 45 s
Description: Aprende a registrar la actividad electrofisiológica del sistema nervioso central de Drosophila melanogaster en tercer estadio larvario. Este método permite evaluar agentes farmacológicos y mutaciones genéticas en proteínas neuronales.

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Nos gustaría agradecer a la Sra. Rui Chen por la disección y las imágenes de la Drosophila del CNS se muestra en las figuras.

1. equipos y materiales
<ol><li>Preparar los componentes necesarios (listados en la Tabla de materiales) de la plataforma de electrofisiología para realizar grabaciones de electrodo de succión de la Drosophila del CNS. Nota: Antes de la experimentación, es necesario construir cámaras para la disección de la Drosophila CNS y ser utilizado para bañarse los ganglios en solución salina durante las grabaciones. Un esquema paso a paso de construcción de la cámara se proporciona a continuación.</li>
	<li>Prepare la cámara larval.<ol>
<li>Derretir la cera negra usando una placa caliente.</li>
		<li>Vierta 2 mL de cera derretida en una cámara que tiene un volumen máximo de 2-2.5 mL.</li>
		<li>Deje que la cera se enfríe y endurezca por aproximadamente 2 h.</li>
		<li>Use una navaja para tallar un agujero en la cera endurecida que tendrá un volumen de 500 μl, que tiene una superficie de aproximadamente 0,5 cm2 y una profundidad de aproximadamente 0,25 cm.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. equipo y configuración de Software
Nota: La configuración de la grabación extracelular se describe brevemente a continuación.
<ol><li>Preparar equipo para disección y grabación.<ol>
<li>Colocar la preparación de tejidos, microscopio, electrodo de succión, micromanipuladores, fuente de luz dentro de la jaula de Faraday para reducir el ruido y eliminar campos eléctricos extraños (figura 2).</li>
		<li>Conectar (preferentemente soldadura) tierra y alambres positivos sobre blindado clipes que conectará al titular de la bañera y el microelectrodo, respectivamente. Nota: Los cables soldados y expuestos pueden ser cubiertos con papel de aluminio para reducir el ruido.</li>
		<li>Conecte los cables positivo a la entrada 1 del amplificador diferencial AC/DC. y tierra
</li>
		<li>Conectar el sistema de adquisición de datos del amplificador diferencial AC/DC al conectar un cable de Neill-Concelman de bayoneta (BNC) de entrada 1 del sistema de adquisición de datos a la salida del canal 1 del amplificador. Nota: Se recomienda incorporar un eliminador de ruido de 50/60 Hz entre el software de adquisición de datos y el amplificador. Es necesario el uso de un conector T BNC.</li>
		<li>Si lo desea, incluir a un monitor de audio en la configuración mediante la conexión de entrada 1 del monitor audio a la entrada 1 del software de adquisición de datos.</li>
		<li>Llene la jeringa de 10 mL con solución salina y conéctelo al puerto de presión de la pinza portaelectrodos. Nota: Asegúrese de que no existen burbujas de aire entre la jeringa, el precipitado de Ag/AgCl y la abertura de electrodo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparar el software para grabación y disección. Nota: El esquema de métodos para la instalación del software se basa en el software de adquisición y análisis mencionado en la Tabla de materiales que digitalizar la salida eléctrica y convertir los datos para la frecuencia del punto. Sin embargo, se puede utilizar otro software y múltiples conversiones de grabación pueden ser utilizadas.<ol>
<li>Abra el software de adquisición y análisis.</li>
		<li>Haga clic en "configuración" de la barra de herramientas principal y seleccione "configuración del canal," que se abrirá un cuadro de diálogo.</li>
		<li>Reducir el número de canales total a tres.</li>
		<li>Para el canal 1, seleccione un rango de 100 mV.</li>
		<li>Canal 2, haga clic en la pestaña "cálculo" que se abrirá un menú desplegable. Seleccione "mediciones cíclicas", que se abrirán otro cuadro de diálogo.</li>
		<li>Seleccione el canal 1 y la fuente. En la medida del menú desplegable, seleccione punto de unidad en eventos. Finalmente, en el área de configuración de la detección, en el menú desplegable seleccione simple umbral.</li>
		<li>Para convertir la actividad eléctrica en una parcela de frecuencia expresada en hertz, el canal 3rd debe configurarse en modo aritmético: en la ventana de entrada, escriba en "1000*smoothsec(ch2,2)". Luego seleccione como las unidades desplegable hertz de menú. Nota: Grabaciones exitosas se pueden realizar con múltiples configuraciones de grabación diferentes, pero "Punto de unidad en eventos y umbral simple" es probablemente el más fácil, ya que permite para el ajuste del umbral por encima de la actividad de fondo para cada individuo grabación. Grabaciones bajo el ajuste de "Custom-Source Input" aumentan la reproducibilidad de los datos, asumiendo que la actividad de fondo no es diferente entre grabaciones.</li>
		<li>Cierre los cuadros de diálogo para volver a la pantalla principal. El eje y debe expresarse en Hz y el eje x en el tiempo.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. disecar y preparan las larvas Drosophila CNS
Nota: Métodos para la disección del CNS larval se ilustran claramente en Hafer y Schedl27, pero estos métodos previamente publicados reducen la longitud de las neuronas descendentes que son importantes para medir la frecuencia del pico. Aquí, se describe un método adicional para suprimir el SNC larvas que mantiene durante mucho tiempo, las neuronas descendentes intactas.
<ol><li>Preparación de solución salina.<ol>
<li>Preparar la disección y la solución salina de grabación a los siguientes en mM28: 157 NaCl, 3 KCI, 2 CaCl2, 4 ácido 2-[4-(2-hydroxyethyl)piperazin-1-yl]ethanesulfonic (HEPES); valorar el pH 7.25.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Diseccionar las larvas Drosophila CNS.<ol>
<li>Identificar y extraer una errante de tercer estadio Drosophila melanogaster el frasco de cultivo y el lugar en 200 μL de solución salina (Figura 3A).</li>
		<li>Sujete los ganchos de la boca con un par de Pinzas finas y agarre el abdomen de la manzana de la discordia con un segundo par de pinzas (figura 3B). Nota: No aplique demasiada presión en el abdomen ya que puede producir desgarro de la delgada capa cuticular de la manzana de la discordia.</li>
		<li>Tire suavemente de los ganchos de la boca y abdomen en diferentes direcciones para separar el extremo caudal de la manzana de la discordia de la región de cabeza y exponer las vísceras de la manzana de la discordia (figura 3). Nota: El SNC se va entrelazado con la tráquea y el tubo digestivo. No corte el SNC de cualquier tejido para evitar el corte de los nervios periféricos descendentes.</li>
		<li>Tease del CNS en el tracto digestivo y de la tráquea con el fórceps (figura 3D).</li>
		<li>Si es necesario, interrumpir la barrera hematoencefálica por manualmente transecting el SNC posterior a los lóbulos cerebrales con las tijeras de Vannas primavera. Nota: Esto debe hacerse en base a las propiedades fisicoquímicas de la sustancia que se utiliza. La línea roja en la Figura 4A es el punto de corte transversal sugerida y el CNS seccionado con intactos descendentes troncos de nervio periférico que se muestra en la Figura 4B. El CNS seccionado está listo para experimentar después de la terminación del paso 3.2.5.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. extracelular grabación de Drosophila del SNC.
<ol><li>Preparar el SNC para la grabación.<ol>
<li>Tire de un electrodo de pipeta de vidrio de Capillares de vidrio de borosilicato a una resistencia de 5-15 mΩ.</li>
		<li>Inserte el SNC seccionado en la cámara de cera que contiene 200 μL de solución salina. Sujete un perno insectos sin recubrimiento con la pinza de soldar al cable de tierra e Inserte el pasador en la solución salina para completar el circuito.</li>
		<li>Con los micromanipuladores, orientar el electrodo en el extremo caudal del SNC seccionado. Eliminar registro de ruido de fondo mediante el ajuste del umbral en el software de adquisición y análisis antes de ponerse en contacto con los troncos del nervio periférico.</li>
		<li>Dibujar cualquier convenientes nervios periféricos en el electrodo de succión aplicando ligera presión negativa en la jeringa. Nota: La referencia de frecuencia de la leña está correlacionada con el número de neuronas dibujado en el electrodo donde las neuronas más a menudo dan como resultado aumento de la resistencia del electrodo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Comenzar a grabar extracelular del sistema nervioso central descendente de actividad del nervio.<ol>
<li>Iniciar la grabación en el software de adquisición de datos y seguimiento de la referencia de frecuencia de la leña. Permitir que la tasa de disparo equilibre durante 5 minutos antes de recoger leña tarifa de datos de línea de base.</li>
		<li>Desechar la preparación y grabación si el patrón de disparo de tratamiento de control no es un patrón de rotura similar al mostrado en la figura 5A. Nota: Patrón alterado de leña sugiere actividad anormal o inestable del generador central del patrón, que puede alterar la función neural.</li>
		<li>Después de 5 min, añadir 200 μL de solución salina + vehículo para llevar el volumen total de la cámara a 400 μL para iniciar control de grabación de las tarifas de leña.</li>
		<li>Después de línea de base ha sido establecida (3-5 minutos), retirar 200 μL de solución salina y añada 200 μL del agente experimental solubilizado en una solución salina. Nota: Dimetilsulfóxido (DMSO) es el solvente recomendado para compuestos lipofílicos y no debe exceder 0,1% v/v.</li>
		<li>Aplicar concentraciones de la droga de manera serial (baja a altas concentraciones) y grabar cada concentración para un selecto periodo de tiempo (determinado por el investigador basado en las propiedades químicas de la droga29). Este punto del tiempo de uso de la droga en el software de adquisición y análisis de la etiqueta mediante la inclusión de un comentario que incluye el fármaco y la concentración final. Nota: Actividad del CNS de la leña se reducirá en aproximadamente un 10-20% después de 30-50 min después de la disección y por lo tanto, deben realizarse controles sin tratamiento adecuados y tratamientos farmacológicos no deben exceder este período de tiempo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Analizar los datos. Nota: Se pueden realizar múltiples análisis en los datos recogidos, como cambios en el potencial de acción ráfagas29, espiga onda amplitud y curso temporal y determinación de frecuencias de media espiga Después de drogas tratamiento26,30 , 31 , 32. el más común es determinar la influencia de una droga tiene que las frecuencias de espiga media durante un período especificado de tiempo, que se describe a continuación.<ol>
<li>Tabular las frecuencias media espiga seleccionando toda la región de interés (es decir, el tratamiento farmacológico de período de tiempo) y determinar frecuencias de media espiga automáticamente a través del "registro" situado en la barra de herramientas principal de la adquisición y análisis software.</li>
		<li>Determinar la frecuencia de medio punto del SNC después de tratamiento farmacológico a la frecuencia media punto de control del vehículo (línea de base). Calcular el cambio porcentual de la tasa de disparo después de tratamiento farmacológico por la fórmula: (tratamiento frecuencia de frecuencia/referencia) x 100.</li>
		<li>Utilizar la leña de frecuencias o por ciento de media espiga de control para cada concentración para construir una curva de respuesta de concentración con estándar graphing software.</li>
		<li>Realizar análisis estadístico (por ejemplo, desapareado t-test) para determinar significación entre puntos de tiempo, concentraciones o tratamientos farmacológicos. Nota: Hay dos métodos principales para la generación y análisis de curvas de concentración-respuesta. El primer método es una concentración por preparación. Aquí, se normaliza la tasa pico de la concentración única a tasa de punto inicial para cada preparación. Los beneficios se reducen funcionamiento abajo de la preparación debido a acorta el tiempo de grabación, mientras que las trampas están aumentadas disección tiempo porque este método consistirá en 5-7 preparaciones individuales de CNS por concentración, y barras de error más grande en los datos promedio conjunto. El segundo método es múltiples concentraciones por preparación. Aquí, la tasa de alza para cada una de las concentraciones de 3-5 se normalizan a la misma tasa de punto de referencia. Las ventajas son menos tiempo de disección y menos variabilidad entre réplicas de concentraciones de la droga, mientras que las trampas son el requisito de un impacto de drogas y desconocido de acción rápida de tratamientos anteriores de concentración de droga en tratamientos químicos posteriores.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Sparks, T. C., Nauen, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IRAC%3A+Mode+of+action+classification+and+insecticide+resistance+management%5BTitle%5D)+AND+%22Pesticide+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">IRAC: Mode of action classification and insecticide resistance management.</a> Pesticide Biochemistry and Physiology. 121, 122-128 (2015).</li>
<li>Swale, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+insecticide+resistance-breaking+mosquitocide+targeting+inward+rectifier+potassium+channels+in+vectors+of+Zika+virus+and+malaria%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">An insecticide resistance-breaking mosquitocide targeting inward rectifier potassium channels in vectors of Zika virus and malaria.</a> Scientific Reports. 6, 36954(2016).</li>
<li>Troczka, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable+expression+and+functional+characterisation+of+the+diamondback+moth+ryanodine+receptor+G4946E+variant+conferring+resistance+to+diamide+insecticides%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Stable expression and functional characterisation of the diamondback moth ryanodine receptor G4946E variant conferring resistance to diamide insecticides.</a> Scientific Reports. 5, 14680(2015).</li>
<li>Bloomquist, J. R., et al. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/bk-2014-1172.ch006">Voltage-sensitive potassium KV2 channels as new targets for insecticides.</a> Biopesticides: State of the Art and Future Opportunities. 1172, Washington, DC. 71-81 (2014).</li>
<li>Jenson, L. J., Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+serum+and+ion+channel+block+on+growth+and+hormonally-induced+differentiation+of+Spodoptera+frugiperda+%28Sf21%29+insect+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Insect+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Role of serum and ion channel block on growth and hormonally-induced differentiation of Spodoptera frugiperda (Sf21) insect cells.</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 90 (3), 131-139 (2015).</li>
<li>Jenson, L. J., Sun, B., Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Voltage-sensitive+potassium+channels+expressed+after+20-Hydroxyecdysone+treatment+of+a+mosquito+cell+line%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochemistry+and+Molecular+Biolology%22%5BJournal%5D)">Voltage-sensitive potassium channels expressed after 20-Hydroxyecdysone treatment of a mosquito cell line.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biolology. 87, 75-80 (2017).</li>
<li>Chintapalli, V. R., Wang, J., Dow, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+FlyAtlas+to+identify+better+Drosophila+melanogaster+models+of+human+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Genetics%22%5BJournal%5D)">Using FlyAtlas to identify better Drosophila melanogaster models of human disease.</a> Nature Genetics. 39 (6), 715-720 (2007).</li>
<li>Duffy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GAL4+system+in+Drosophila%3A+a+fly+geneticist%27s+Swiss+army+knife%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife.</a> Genesis. 34 (1-2), 1-15 (2002).</li>
<li>St Johnston, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+art+and+design+of+genetic+screens%3A+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Genetics%22%5BJournal%5D)">The art and design of genetic screens: Drosophila melanogaster.</a> Nature Reviews Genetics. 3 (3), 176-188 (2002).</li>
<li>Luan, Z., Li, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inwardly+rectifying+potassium+channels+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Sheng+Li+Xue+Bao%22%5BJournal%5D)">Inwardly rectifying potassium channels in Drosophila.</a> Sheng Li Xue Bao. 64 (5), 515-519 (2012).</li>
<li>Muenzing, S. E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Larvalign%3A+Aligning+gene+expression+patterns+from+the+larval+brain+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroinformatics%22%5BJournal%5D)">Larvalign: Aligning gene expression patterns from the larval brain of Drosophila melanogaster.</a> Neuroinformatics. 16 (1), 65-80 (2017).</li>
<li>Sprecher, S. G., Reichert, H., Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+patterns+in+primary+neuronal+clusters+of+the+Drosophila+embryonic+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Expression+Patterns%22%5BJournal%5D)">Gene expression patterns in primary neuronal clusters of the Drosophila embryonic brain.</a> Gene Expression Patterns. 7 (5), 584-595 (2007).</li>
<li>Zhou, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+model+for+toxicogenomics%3A+Genetic+variation+in+susceptibility+to+heavy+metal+exposure%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genetics%22%5BJournal%5D)">A Drosophila model for toxicogenomics: Genetic variation in susceptibility to heavy metal exposure.</a> PLoS Genetics. 13 (7), e1006907(2017).</li>
<li>Manev, H., Dimitrijevic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+model+for+in+vivo+pharmacological+analgesia+research%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Drosophila model for in vivo pharmacological analgesia research.</a> European Journal of Pharmacology. 491 (2-3), 207-208 (2004).</li>
<li>Pandey, U. B., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+disease+models+in+Drosophila+melanogaster+and+the+role+of+the+fly+in+therapeutic+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery.</a> Pharmacological Reviews. 63 (2), 411-436 (2011).</li>
<li>Hekmat-Scafe, D. S., Lundy, M. Y., Ranga, R., Tanouye, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutations+in+the+K%2B%2FCl-+cotransporter+gene+kazachoc+%28kcc%29+increase+seizure+susceptibility+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Mutations in the K+/Cl- cotransporter gene kazachoc (kcc) increase seizure susceptibility in Drosophila.</a> Journal of Neuroscience. 26 (35), 8943-8954 (2006).</li>
<li>Whitworth, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+glutathione+S-transferase+activity+rescues+dopaminergic+neuron+loss+in+a+Drosophila+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Increased glutathione S-transferase activity rescues dopaminergic neuron loss in a Drosophila model of Parkinson's disease.</a> Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 102 (22), 8024-8029 (2005).</li>
<li>Watson, M. R., Lagow, R. D., Xu, K., Zhang, B., Bonini, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+model+for+amyotrophic+lateral+sclerosis+reveals+motor+neuron+damage+by+human+SOD1%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">A Drosophila model for amyotrophic lateral sclerosis reveals motor neuron damage by human SOD1.</a> Journal of Biological Chemistry. 283 (36), 24972-24981 (2008).</li>
<li>Rajendra, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Drosophila+melanogaster+model+of+spinal+muscular+atrophy+reveals+a+function+for+SMN+in+striated+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">A Drosophila melanogaster model of spinal muscular atrophy reveals a function for SMN in striated muscle.</a> Journal of Cell Biology. 176 (6), 831-841 (2007).</li>
<li>Chan, H. Y., Bonini, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+models+of+human+neurodegenerative+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Death+and+Differentiation%22%5BJournal%5D)">Drosophila models of human neurodegenerative disease.</a> Cell Death and Differentiation. 7 (11), 1075-1080 (2000).</li>
<li>Limmer, S., Weiler, A., Volkenhoff, A., Babatz, F., Klambt, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+blood-brain+barrier%3A+development+and+function+of+a+glial+endothelium%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The Drosophila blood-brain barrier: development and function of a glial endothelium.</a> Frontiers in Neuroscience. 8, 365(2014).</li>
<li>Rickert, C., Kunz, T., Harris, K. L., Whitington, P. M., Technau, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+characterization+of+the+entire+interneuron+population+reveals+principles+of+neuromere+organization+in+the+ventral+nerve+cord+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Morphological characterization of the entire interneuron population reveals principles of neuromere organization in the ventral nerve cord of Drosophila.</a> Journal of Neuroscience. 31 (44), 15870-15883 (2011).</li>
<li>Schwabe, T., Li, X., Gaul, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+analysis+of+the+mesenchymal-epithelial+transition+of+blood-brain+barrier+forming+glia+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+Open%22%5BJournal%5D)">Dynamic analysis of the mesenchymal-epithelial transition of blood-brain barrier forming glia in Drosophila.</a> Biology Open. 6 (2), 232-243 (2017).</li>
<li>Abbott, N. J., Ronnback, L., Hansson, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Astrocyte-endothelial+interactions+at+the+blood-brain+barrier%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier.</a> Nature Reviews Neuroscience. 7 (1), 41-53 (2006).</li>
<li>Abbott, N. J., Dolman, D. E., Patabendige, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assays+to+predict+drug+permeation+across+the+blood-brain+barrier%2C+and+distribution+to+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Drug+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Assays to predict drug permeation across the blood-brain barrier, and distribution to brain.</a> Current Drug Metabolism. 9 (9), 901-910 (2008).</li>
<li>Swale, D. R., Sun, B., Tong, F., Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotoxicity+and+mode+of+action+of+N%2C+N-diethyl-meta-toluamide+%28DEET%29%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Neurotoxicity and mode of action of N, N-diethyl-meta-toluamide (DEET).</a> PLoS One. 9 (8), e103713(2014).</li>
<li>Hafer, N., Schedl, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+larval+CNS+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Dissection of larval CNS in Drosophila melanogaster.</a> Journal of Visualized Experiments. (1), 85(2006).</li>
<li>Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mode+of+action+of+atracotoxin+at+central+and+peripheral+synapses+of+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Invertebrate+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Mode of action of atracotoxin at central and peripheral synapses of insects.</a> Invertebrate Neuroscience. 5 (1), 45-50 (2003).</li>
<li>Bloomquist, J. R., Roush, R. T., ffrench-Constant, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+neuronal+sensitivity+to+dieldrin+and+picrotoxinin+in+a+cyclodiene-resistant+strain+of+Drosophila+melanogaster+%28Meigen%29%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Insect+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Reduced neuronal sensitivity to dieldrin and picrotoxinin in a cyclodiene-resistant strain of Drosophila melanogaster (Meigen).</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 19 (1), 17-25 (1992).</li>
<li>Mutunga, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotoxicology+of+bis%28n%29-tacrines+on+Blattella+germanica+and+Drosophila+melanogaster+acetylcholinesterase%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Insect+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Neurotoxicology of bis(n)-tacrines on Blattella germanica and Drosophila melanogaster acetylcholinesterase.</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 83 (4), 180-194 (2013).</li>
<li>Chen, R., Swale, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inwardly+rectifying+potassium+%28Kir%29+channels+represent+a+critical+ion+conductance+pathway+in+the+nervous+systems+of+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Inwardly rectifying potassium (Kir) channels represent a critical ion conductance pathway in the nervous systems of insects.</a> Scientific Reports. 8 (1), 1617(2018).</li>
<li>Francis, S. A., Taylor-Wells, J., Gross, A. D., Bloomquist, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxicity+and+physiological+actions+of+carbonic+anhydrase+inhibitors+to+Aedes+aegypti+and+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Insects%22%5BJournal%5D)">Toxicity and physiological actions of carbonic anhydrase inhibitors to Aedes aegypti and Drosophila melanogaster.</a> Insects. 8 (1), 2(2016).</li>
<li>Swale, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitor+profile+of+bis%28n%29-tacrines+and+N-methylcarbamates+on+acetylcholinesterase+from+Rhipicephalus+%28Boophilus%29+microplus+and+Phlebotomus+papatasi%5BTitle%5D)+AND+%22Pesticide+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Inhibitor profile of bis(n)-tacrines and N-methylcarbamates on acetylcholinesterase from Rhipicephalus (Boophilus) microplus and Phlebotomus papatasi.</a> Pesticide Biochemistry and Physiology. 106 (3), 85-92 (2013).</li>
<li>Corbel, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+for+inhibition+of+cholinesterases+in+insect+and+mammalian+nervous+systems+by+the+insect+repellent+deet%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biology%22%5BJournal%5D)">Evidence for inhibition of cholinesterases in insect and mammalian nervous systems by the insect repellent deet.</a> BMC Biology. 7, 47(2009).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Los datos facilitados en el vídeo asociado y texto han dado pasos para registrar la actividad y la espiga alta frecuencia de Drosophila CNS ex vivo. La eficacia de la disección es el aspecto más crítico del método ya corto o pocas neuronas descendentes reducirá la base disparando ritmo que dan lugar a grandes variaciones entre repeticiones. Sin embargo, una vez que domina la técnica de disección, los datos recogidos con este ensayo son altamente reproducibles y modificable para una amplia variedad de di...

El objetivo general de este enfoque es ayudar a los investigadores a medir rápidamente la electrogenesis del sistema nervioso central (SNC) en el insecto modelo, Drosophila melanogaster. Este método es confiable, rápida y costo-eficiente para llevar a cabo la experimentación fisiológica y toxicológica. El SNC es esencial para la vida y por lo tanto, los caminos fisiológicos críticos para funcionamiento neuronal han sido exploradas extensivamente en un esfuerzo por comprender o modificar la función neural. Caracterización de las vías de señalización dentro del CNS artrópodo ha permitido el descubrimiento de varias clases químicas de insecticidas que interrumpen la función neural invertebrada para inducir mortalidad limitando las consecuencias fuera del objetivo. Así, la capacidad de medir la actividad neuronal de los insectos es de gran interés para el campo de la fisiología y toxicología de insectos ya que el sistema nervioso es el tejido diana de la mayoría de insecticidas desplegados1. Sin embargo, continuó el crecimiento del conocimiento fundamental y aplicado sobre el sistema nervioso del insecto requiere técnicas neurofisiológicas avanzadas que están limitadas en su viabilidad, puesto que las técnicas actuales de mano de obra y requieren un gasto alto, insecto líneas celulares neuronales son limitadas, y hay acceso limitado a la sinapsis central de mayoría artrópodos. Caracterización de la mayoría de las proteínas neuronal insectos requiere actualmente, el objetivo de ser clonado y expresado heterologously para fármacos posteriores y las grabaciones electrofisiológicas, como fue descrito por canales de potasio rectificador hacia adentro insectos2 , receptor de rianodina insectos3, mosquito sensible a voltaje K+ canales4y otros. Para mitigar la necesidad de expresión heteróloga y el potencial de expresión funcional baja, Bloomquist y colegas para inducir un fenotipo neuronal en cultivan células de Spodoptera frugiperda (Sf21) como un método novedoso para insecticida descubrimiento5,6. Estos métodos proporcionan un enfoque válido para el desarrollo de la nueva química, sin embargo, a menudo crean un cuello de botella insalvable para la caracterización de los agentes farmacológicos, identificar mecanismos de resistencia a los insecticidas y caracterización de los principios fisiológicos fundamentales. Aquí, describimos un método ex vivo que permite la grabación de la actividad eléctrica de un insecto de modelo que tiene genética maleable7,8,9 y los patrones de la conocida expresión de nervios complejos10,11,12 para permitir la caracterización de mecanismos de resistencia a nivel del nervio, el modo de acción de fármacos recientemente desarrollados y otros estudios toxicológicos.
La mosca de la fruta D. melanogaster es un organismo modelo común para la definición de insecto sistemas neuronales o mecanismo insecticida de acción y se ha establecido como un organismo modelo muy adecuado para el estudio de la toxicología13, farmacológicas14 ,15, neurofisiológicos16y patofisiológicos17,18,19,20 procesos de vertebrados. D.melanogaster es un insectos holometábolos que realiza metamorfosis completa, incluyendo una etapa larvaria y de pupa antes de llegar a la etapa adulta reproductiva. Durante el proceso de desarrollo, el sistema nervioso sufre importantes remodelaciones en diferentes estadios, pero el larvas SNC será el tema central de esta metodología. El CNS larvas completamente desarrollado es anatómico simple con segmentos torácicos y abdominales que se fusionan y forman el ganglio ventral, que representa una matriz de neuromeric repetida y casi idénticas unidades21,22. Nervios motores descendentes se originan desde el extremo caudal de los ganglios subesophageal y descienden para inervar los músculos de la pared del cuerpo y órganos viscerales de la larva. La figura 1 describe la anatomía macroscópica de la larvas Drosophila CNS.
La barrera Drosophila blood - brain (BBB) se convierte en el final de la embriogénesis y está formada por células gliales (SPG) de subperineurial21. Las células SPG forman numerosos procesos como filopodios que extensión para establecer una hoja contigua, muy plana, como endoteliales que cubre el entero Drosophila CNS23. La Drosophila BBB tiene similitudes con el BBB vertebrado, que incluye preservar la homeostasis del microambiente neuronal controlando la entrada de nutrientes y xenobióticos en la CNS21. Esto es un prerrequisito para confiable transmisión neural y la función, sin embargo, la protección del SNC por el BBB restringe la penetración de drogas sintéticas, la mayoría de péptidos y otros xenobióticos24,25, que presenta potencial problemas cuando caracterizan potencias de moduladores de moléculas pequeñas. El método utiliza un simple corte transversal para interrumpir esta barrera y proporcionar acceso farmacológica a la sinapsis central. La mayor fortaleza de la metodología descrita es la simplicidad, la reproducibilidad y la relativamente alta-capacidad inherente a este sistema. El protocolo es relativamente fácil de dominar, el programa de instalación requiere poco espacio, y sólo una entrada financiera inicial es necesario que se reduce a reactivos y consumibles. Además, el método descrito es completamente modificable para registrar la actividad nerviosa descendente central de la mosca doméstica, Musca domestica26.

<table><tbody><tr><td>Drosophila melanogaster (cepa OR)</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>2376</td><td></td></tr><tr><td>Mesa de aislamiento de vibraciones</td><td>Kinetic Systems</td><td>9200 series</td><td></td></tr><tr><td>Faraday Cage</td><td>Kinetic Systems</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de disección en un brazo</td><td>Nikon</td><td></td><td>SMZ800N Se pueden utilizar varios visores; el soporte de la pluma es crítico</td></tr><tr><td>AC/ amplificador diferencial de CC</td><td>ADInstrumentos</td><td>AM3000H</td><td>El modelo 1700 se puede utilizar en lugar del modelo 3000</td></tr><tr><td>monitor de audio</td><td>ADInstruments</td><td>AM3300</td><td></td></tr><tr><td>Hum Bug Noise Eliminator</td><td>A-M Systems</td><td>726300</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de adquisición de datos (PowerLab)</td>Se <td>pueden utilizar varios modelos de PowerLab</td> <td>ADInstruments</td><td>PL3504</td></tr>.<tr><td>Lab Chart Pro Software</td><td>ADInstruments</td><td>N/A - Descarga</td><td></td>en línea</tr><tr><td>Luces de fibra óptica</td><td>Edmund Optics</td><td>89-740</td><td>Se pueden utilizar diferentes fuentes de luz, pero la fibra óptica es la más adaptable</td></tr><tr><td>Micromanipulador</td><td>World Precision Instruments</td><td>M325</td><td></td></tr><tr><td>Soporte de microelectrodo</td><td>World Precision Instruments</td><td>MEH715</td><td>Se aceptan diferentes modelos</td></tr><tr><td>Cables BNC</td><td>World Precision Instruments</td><td>múltiples según el tamaño</td><td></td></tr><tr><td>Capilares de vidrio</td> World <td>Precision Instruments</td><td>PG52151-4</td><td></td></tr><tr><td>Extractor de microelectrodos</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-1000</td><td>También puede usar Narashige PC-100</td></tr><tr><td>Cera Negra</td><td>Carolina Biological Supply</td><td>974228</td><td></td></tr><tr><td>Alfileres de insectos sin recubrimiento, tamaño #2</td><td>Bioquip</td><td>1208S2</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas Fince</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de resorte Vannas</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>15000-03</td><td></td></tr></tbody></table>

registro electrofisiológico de la actividad del sistema nervioso central de tercer estadio de drosophila melanogaster

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

La mayoría de los insecticidas disponibles actualmente atacar el sistema nervioso y mutaciones genéticas de las proteínas neuronales invertebradas a menudo producen consecuencias perjudiciales, sin embargo, los métodos actuales para el registro de actividad del sistema nervioso de un individuo animal es costoso y laborioso. Esta aspiración preparación del electrodo del sistema nervioso central de larvas tercer estadio de Drosophila melanogaster, es un sistema manejable para las pruebas de los efectos fisiológicos de los agentes neuroactivos, determinar el papel fisiológico de varios nervios caminos hacia la actividad del CNS, así como la influencia de las mutaciones genéticas a la función neuronal. Esta preparación ex vivo requiere sólo moderada disección electrofisiológico experiencia y habilidad generar grabaciones reproducibles de insecto actividad neuronal. Una amplia variedad de moduladores químicos, incluyendo péptidos, entonces puede aplicarse directamente al sistema nervioso en la solución con la solución fisiológica salina para medir la influencia en la actividad del CNS. Genéticas, otras tecnologías, como el sistema de GAL4/UAS, pueden aplicarse independientemente o conjuntamente con los agentes farmacológicos para determinar la función de canales iónicos específicos, transportadores o receptores a artrópodos función del CNS. En este contexto, los ensayos aquí descritos son de gran interés para toxicólogos insecticida insectos fisiólogos y biólogos del desarrollo para que D. melanogaster es un organismo modelo establecido. El objetivo de este protocolo es describir un método electrofisiológico para permitir la medición de la electrogenesis del sistema nervioso central en el insecto modelo, Drosophila melanogaster, que es útil para probar una diversidad de científicos hipótesis.

La actividad espontánea de los nervios periféricos descendentes del Drosophila del sistema nervioso central puede grabarse utilizando electrodos de succión extracelulares con reproducibilidad consistente. La actividad espontánea de la suprimida y seccionado Drosophila CNS produce un patrón cíclico de explosión con 1-2 s de disparo con aproximadamente 1 s de cerca la actividad de reposo. Por ejemplo, el SNC está quieto (1-2 Hz) de 0.5-1 s, seguido de una explosión (100-40...

Este protocolo describe un método para registrar la actividad eléctrica descendente de la sistema de nervioso central de Drosophila melanogaster para permitir pruebas de agentes farmacológicos, mutaciones genéticas de las proteínas neuronales, conveniente y rentable o el papel de los caminos fisiológicos inexplorados.

Registro electrofisiológico de la actividad del sistema nervioso Central de tercer estadio de Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...

Este método puede ayudar a responder preguntas clave en los campos de la toxicología de insectos y la fisiología de insectos midiendo la electrogénesis del sistema nervioso central Drosophila melanogaster. Esto permite probar una amplia gama de hipótesis científicas y ayudar en el descubrimiento de nuevos modos de acción insecticida. La principal ventaja de esta técnica es que proporciona un sistema simple, reproducible y relativamente alto rendimiento con un mínimo de insumo financiero para estudiar el sistema nervioso de Drosophila.Para empezar, abra el software de adquisición/análisis. Haga clic en Configurar en la barra de herramientas principal y seleccione Configuración de canal, que abrirá un cuadro de diálogo. Reduzca el número de canales totales a tres.El canal uno grabará la señal cruda del amplificador con un rango de 100 milivoltios. El canal dos se utilizará para contar el número de eventos del canal uno que están por encima de un umbral determinado. Para ello, haga clic en la pestaña Cálculo para abrir un menú desplegable para el canal dos.Seleccione Mediciones cíclicas, que abrirá un segundo cuadro de diálogo. Seleccione el canal uno como origen. A continuación, en la medida del menú desplegable, seleccione Pico de unidad en eventos.Por último, en el área de configuración de detección, en el menú desplegable, seleccione Umbral simple. El nivel de umbral se introduce en la ventana de ajuste de detección que se establecerá por encima del ruido de fondo. Para convertir la actividad eléctrica en una gráfica de velocidad expresada en hercios, seleccione Aritmética en el tercer canal.En la nueva ventana, introduzca 1000 veces smoothsec, paréntesis canal dos comas dos. A continuación, seleccione en el menú desplegable de unidades los hercios de la unidad de frecuencia. Cierre los cuadros de diálogo para volver a la pantalla principal.El eje Y del canal tres debe expresarse en hercios y en el eje X en el tiempo. Diseccionar la larva Drosophila CNS identificando y extrayendo primero un Drosophila melanogaster errante de tercera estrella del vial de cultivo y colocándolo en 200 microlitros de solución salina. Luego, agarra los ganchos de la boca con un par de fórceps finos, y agarra el abdomen del gusano con un segundo par de fórceps, con ligera presión, para evitar romper la fina capa cuticular.Tire suavemente de los ganchos de la boca y el abdomen en diferentes direcciones para separar el extremo caudal del gusano de la región de la cabeza y exponer las vísceras del gusano. El SNC se entrelazará con la tráquea y el tracto digestivo. Saca el SNC fuera del tracto digestivo y la tráquea con fórceps.La disección del sistema nervioso central De Drosophila del gusano es un paso crítico para el éxito. Los ganglios diseccionados deben estar intactos, sin ningún daño significativo a los nervios motores descendentes. Un mayor número de nervios motores unidos a los ganglios aumentará las frecuencias de disparo basales.Si es necesario, interrumpa la barrera hematoencefálica transectando manualmente el SNC posterior a los lóbulos cerebrales con tijeras de resorte Vannas. La transección debe realizarse sobre la base de las propiedades fisioquímicas del producto químico utilizado. La línea roja es el punto de transección sugerido y el SNC transectado con troncos nerviosos periféricos descendentes intactos que se muestran aquí.Para empezar, primero tire del electrodo de pipeta de vidrio de los capilares de vidrio borosilicato a una resistencia de cinco a 15 megamios. Inserte el SNC transectado en una cámara de cera que contenga 200 microlitros de solución salina. Sujete un pasador de insecto sin recubrimiento con un clip de cocodrilo soldado al cable de tierra e inserte el pasador en la solución salina para completar el circuito.Usando los micromanipuladores, oriente el electrodo hacia el extremo caudal del SNC transectado. Elimine el ruido de fondo ajustando el nivel de umbral en el software de adquisición/análisis antes de conectar los troncos nerviosos periféricos. Aplique una ligera presión negativa sobre la jeringa para atraer los nervios periféricos al electrodo de aspiración.Inicie la grabación en el software de adquisición de datos y la velocidad de disparo de línea base se equilibre durante cinco minutos antes de recopilar los datos de la velocidad de disparo de línea de base. Después de cinco minutos, agregue 200 microlitros de solución salina y vehículo para llevar el volumen total de la cámara a 400 microlitros para comenzar a registrar las tasas de disparo de control. Deseche la preparación y el registro si el patrón de disparo del tratamiento de control no es similar al ejemplo que se muestra aquí.Cuando se haya establecido la línea de base después de tres a cinco minutos de registro, retire 200 microlitros de solución salina y añada 200 microlitros del agente experimental solubilizados en solución salina. Etiquetar este punto de tiempo de aplicación de drogas en el software de adquisición / análisis mediante la inclusión de un comentario que incluye el medicamento y la concentración final. Aquí se muestra un rastro representativo de secreción nerviosa antes y después de la exposición a DMSO.La flecha indica la hora de aplicación. Se observa una respuesta limitada a DMSO. El aumento de las dosis de propoxur amplificó la frecuencia de descarga de picos del SNC Drosophila transectado de una manera dependiente de la concentración, mientras que el GABA neurodepresor redujo la frecuencia de descarga de picos de una manera dependiente de la concentración.Al intentar este procedimiento, es importante recordar que es un experimento ex vivo, y por lo tanto las condiciones de la solución salina, como el pH y la temperatura, es fundamental para la actividad prolongada de la preparación del sistema nervioso central. Del mismo modo, la falta de actividad eléctrica acarneada, una jaula faraday eficaz y una reducción del ruido de 60 hercios son fundamentales para el éxito de este ensayo. Los datos recopilados a través de este ensayo pueden ayudar a identificar el modo específico de acción de los insecticidas.Se puede realizar la validación posterior de estos datos a través de otros métodos, como la electrofisiología de la abrazadera de voltaje, los análisis bioquímicos y los ensayos farmacológicos adicionales.

electrophysiological-recording-central-nervous-system-activity-third

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

A continuación se describen los métodos electrofisiológicos para la medición de la transmisión sináptica en la unión neuromuscular de larvas de Drosophila. Liberación evocada se inicia artificialmente mediante la estimulación de los axones de la neurona motora, y la transmisión a través de la UNM se puede medir por la respuesta postsináptica evocado en el músculo.

Los métodos electrofisiológicos para la grabación de los potenciales sinápticos de la UNM de larvas de Drosophila

Registro electrofisiológico en el Drosophila Embrión

El sistema de fibra gigante es un circuito simple neuronal de los...

Registros electrofisiológicos de la ruta de fibra gigante de D. melanogaster</em

La grabación simultánea de señales de calcio en neuronas identificadas y comportamiento de alimentación de Drosophila melanogaster</em

Este video describe el protocolo para el registro electrofisiológico de la actividad de los fotorreceptores en el ojo de una Drosophila inmovilizada, lo que permite una medición precisa de los cambios de voltaje en respuesta a estímulos luminosos.

Registro electrofisiológico de las respuestas de voltaje de los fotorreceptores de la retina de Drosophila a los estímulos luminosos

El video muestra el registro extracelular de la actividad neuronal del sistema nervioso central (SNC) de las larvas de Drosophila. El SNC seccionado se coloca en una cámara de registro y se registra la actividad eléctrica de un nervio descendente para establecer la frecuencia de disparo de referencia. A continuación, se introduce un agente de prueba y se registra el cambio en la frecuencia de disparo para determinar el efecto excitador o inhibidor del agente.

Registro extracelular de la actividad eléctrica en el sistema nervioso central de Drosophila

Este protocolo describe registro extracelular de los potenciales de acción respuestas disparados por las neuronas gustativas labellar en Drosophila.

Electrofisiológico Grabación desde<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Taste Sensilla

Los microelectrodos afilados permiten una caracterización electrofisiológica precisa de la salida de fotorreceptores e interneuronas visuales en Drosophila viva. Aquí mostramos cómo usar este método para registrar respuestas de voltaje de alta calidad de células individuales a la estimulación de luz controlada. Este método es ideal para estudiar el procesamiento de la información neuronal en ojos compuestos de insectos.

Método electrofisiológico para registrar las respuestas de voltaje intracelular<em&gt; Drosophila</em&gt; Los fotorreceptores y interneuronas a la luz Estímulos<em&gt; En Vivo</em

Las grabaciones de células enteras de los fotorreceptores de Drosophila melanogaster permiten medir las colisiones oscuras espontáneas, los baches cuánticos, las respuestas macroscópicas a la luz y las relaciones tensión-corriente bajo diversas condiciones. En combinación con las herramientas de manipulación genética de D. melanogaster , este método permite el estudio de la vía omnipresente de señalización de los inositol-lípidos y su objetivo, el canal TRP.

Método electrofisiológico para grabaciones de abrazadera de voltaje de células enteras<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorreceptores

El objetivo general de este protocolo es demostrar cómo presentar olorosos de baja volatilidad para el registro de un solo sensor de Drosophila neuronas receptoras olfativas que responden a la cadena larga de feromonas cuticulares.

Registro electrofisiológico de<em&gt; Drosophila</em&gt; Tricoide Sensilla en Respuesta a Odorantes de Baja Volatilidad

Las corrientes sinápticas pueden grabarse focal de visualizadas botones sinápticos en la Drosophila tercer instar larvas Unión neuromuscular. Esta técnica permite la monitorización de la actividad de una sola bouton sináptico.

Grabaciones de Macropatch focal de corrientes sinápticas de la Unión Neuromuscular larvaria de Drosophila

Aprende a registrar la actividad electrofisiológica del sistema nervioso central de Drosophila melanogaster en tercer estadio larvario. Este método permite evaluar agentes farmacológicos y mutaciones genéticas en proteínas neuronales.

Registro electrofisiológico de la actividad del sistema nervioso Central de tercer estadio de Drosophila Melanogaster

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