Name: Inducción de lesión cerebral axonal difusa en ratas basada en aceleración rotacional (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 14 s
Description: Aprenda a inducir lesión cerebral axonal difusa en ratas mediante aceleración rotacional sin fracturas craneales. Este modelo reproducible permite estudiar la patofisiología del traumatismo craneoencefálico y evaluar daño axonal con marcadores proteicos.

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Los autores reconocen agradecidamente al Dr. Nathan Kleeorin (Departamento de Ingeniería Mecánica de la Universidad Ben-Gurion del Negev) por su ayuda con las mediciones biomecánicas. Además, agradecemos a la profesora Olena Severynovska, Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko y Evgenia Goncharyk del Departamento de Fisiología, Facultad de Biología, Ecología y Medicina, Universidad Oles Honchar Dnipro, Dnipro, Ucrania por su apoyo y contribuciones útiles a nuestras discusiones.

Los experimentos se realizaron siguiendo las recomendaciones de las Declaraciones de Helsinki y Tokio y de las Directrices para el Uso de Animales Experimentales de la Comunidad Europea. Los experimentos fueron aprobados por el Comité de Cuidado Animal de la Universidad Ben-Gurion del Negev.
1. Preparación de ratas para el procedimiento experimental
NOTA: Seleccione ratas macho adultas Sprague-Dawley que pesen 300-350 g.
<ol><li>Obtener la aprobación para la realización de estos experimentos del Comité Institucional de Cuidado y Uso animal.</li>
	<li>Mantener las ratas a una temperatura ambiente de 22 oC, con ciclos de luz de 12 horas y 12 horas de oscuridad. Proporcione comida para ratas y agua ad libitum.</li>
	<li>Realice todos los experimentos entre las 6:00 a.m. y las 12:00 p.m.</li>
	<li>Utilice un sistema de administración continua de isoflurano para inducir anestesia. Asegúrese de que el sistema de vaporizador esté lleno de isoflurano.<ol>
<li>Anestesiar a las ratas con 2% de isoflurano.</li>
		<li>Confirme que la rata está completamente anestesiada observando una falta de movimiento o reflejo del pedal en respuesta a un estímulo externo.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Inducción de lesiones axonales difusas
NOTA: El dispositivo consta de los siguientes componentes: 1) cilindro de plástico transparente, 2) peso de hierro (1308 g), 3) mecanismo de rotación que consta de un tubo cilíndrico, dos rodamientos sobre los cuales gira el eje y una fijación de la cabeza (para pasadores de oído); 4) plataforma horizontal en la que se fijan dos rodamientos.
<ol><li>Coloque el dispositivo en una mesa de laboratorio pesada y estable.</li>
	<li>Fije el peso a una cuerda que esté elevada a una altura de 120 cm.</li>
	<li>Permita que el peso que cae libremente golpee el perno, activando el mecanismo de rotación. Usando el dispositivo de rotación lateral de la cabeza, la cabeza del roedor se gira rápidamente de 0 a 90o.</li>
	<li>Después de la inducción de una lesión cerebral axonal difusa, transfiera la rata a una sala de recuperación.</li>
</ol>3. Medición de la cinemática rotacional/parámetros biomecánicos.
<ol><li>Mida la cinemática rotacional/los parámetros biomecánicos de la siguiente manera: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/61198/61198eq1.jpg"> <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61198/61198eq2.jpg"> <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/61198/61198eq3.jpg"> donde Fo - fuerza aplicada a la cabeza de animal (kg); M – momento de fuerza; K – energía cinética; m – masa de la caída de peso; g - aceleración gravitacional; h – altura (cm); D – distancia entre los pasadores auditivos (cm). NOTA: Para calcular la fuerza aplicada a la cabeza del animal (Fo), es necesario conocer la masa del peso que cae, la altura a la que cae el peso y la distancia entre los pasadores auditivos. Los demás parámetros permanecen sin cambios.</li>
</ol>4. Evaluación de la puntuación de gravedad neurológica después de 48 horas
NOTA: Los déficits neurológicos se evaluaron y calificaron utilizando una puntuación de gravedad neurológica, como se describió anteriormente17,18,19. Las alteraciones en la función motora y el comportamiento se evalúan mediante un sistema puntual de tal manera que una puntuación máxima de 24 representa una disfunción neurológica grave. Una puntuación de 0 indica el estado neurológico intacto. Se evalúan las siguientes funciones de comportamiento.
<ol><li>Evalúe la incapacidad de la rata para salir de un círculo (50 cm de diámetro) cuando se deja en su centro. Realice esto para tres sesiones individuales que duran 30 min, 60 min y más de 60 min.</li>
	<li>Pruebe la rata para una pérdida de reflejo de corrección en tres sesiones que duran 20 min, 40 min y más de 60 min.</li>
	<li>Realizar la prueba de hemiplejía, la incapacidad de la rata para resistir los cambios forzados en la posición.</li>
	<li>Levante la rata por su cola para probar la flexión de la extremidad posterior.</li>
	<li>Coloque la rata en el suelo para probar su capacidad para caminar recto.</li>
	<li>Prueba de tres reflejos separados: el reflejo pinna, el reflejo corneal y el reflejo de sobresalto.</li>
	<li>Califique a la rata con un grado clínico basado en la pérdida de comportamiento de búsqueda y la postración.</li>
	<li>Pruebe los reflejos de las extremidades para la colocación. Realice la prueba en las extremidades delanteras izquierda y derecha, y luego en las extremidades posteriores izquierda y derecha.</li>
	<li>Realice una prueba funcional a través de la tarea de equilibrio de haz. La viga debe medir 1,5 cm de ancho. Ejecute la prueba para sesiones de 20 s, 40 s y más de 60 s.</li>
	<li>Realizar prueba de caminar de haz en la rata con vigas de tres anchuras diferentes: 8,5 cm de ancho, 5 cm de ancho y 2,5 cm de ancho.</li>
</ol>5. Recolección de cerebros para el examen histológico después de 48 horas
<ol><li>A las 48 horas después de la lesión, eutanasia a las ratas reemplazando su mezcla de gas inspirada por 20% O2/80% CO2. Asegúrese de que elCO2 se entregue a una tarifa predeterminada de acuerdo con las directrices del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales.<ol>
<li>Asegurar la confirmación de la muerte de acuerdo con las directrices del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Perfumar transcardiacamente la rata con solución salina heparinizada al 0,9% a temperatura de 4 oC, seguida de 500 ml de paraformaldehído al 4% en solución salina tampón de fosfato de 0,1 M (pH 7,4).</li>
	<li>Después de la perfusión, realizar la decapitación con una guillotina.</li>
	<li>Realizar la recolección del cerebro mediante la eliminación de las calvarias con fórceps de corte óseo para evitar dañar el tejido cerebral.</li>
	<li>Retire el cerebro inmediatamente y retírelo en una solución de formaldehído tampón del 4% durante 48 h a 4 oC.</li>
	<li>Bloquear cerebros en secciones coronales de 5 mm desde la cara de la bombilla olfativa hasta la corteza visual y cerebelos y tallos cerebrales bisectas.</li>
	<li>Después de la incrustación de parafina, corte las secciones coronales y sagitales (5 m) lejos del tálamo mediante la sección de microtomos.</li>
</ol>6. Tinción y examen inmunoquímicos
<ol><li>Coloque suavemente las rodajas en los portaobjetos de vidrio con un cepillo suave, 1 rebanada por diapositiva.</li>
	<li>Producir tinción inmunoquímica de la APP.<ol>
<li>Desparaffinizar rodajas con xileno (3 veces para 5 min cada una) y rehidratar con concentraciones de etanol gradualmente reducidas a temperatura ambiente: 3 min en 100% etanol dos veces, 3 min en 95% etanol dos veces, 3 min en 90% etanol, 3 min en 70% etanol, y 3 min en DDW.</li>
		<li>Tratar las secciones cerebrales desparafinas y rehidratadas con 3% H2O2 durante 15 min a temperatura ambiente para bloquear la actividad endógena de peroxidasa.</li>
		<li>Incubar secciones con citrato sódico de 0,01 M (pH 6,0) a 98 oC durante 5 min para la recuperación de antígenos.</li>
		<li>Mantenga las diapositivas en el búfer durante 20 minutos a temperatura ambiente para enfriar.</li>
		<li>Lave las secciones con solución salina con fosfato (PBS) dos veces durante 5 min.</li>
		<li>Bloquear las secciones con un 2,5% de suero de caballo normal durante 1 h a temperatura ambiente e incubar durante la noche a 4oC en el conejo primario anti-APP (1:4000) diluido en el suero de bloqueo.</li>
		<li>Después de la incubación en anticuerpos primarios, lave las secciones en PBS a temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubar secciones en anticuerpos secundarios biotinylados adecuadamente diluidos durante 15 minutos y lavar con PBS durante 3 minutos dos veces a temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubar en estreptavidina-peroxidasa durante 15 minutos y lavar de nuevo en PBS durante 3 minutos dos veces a temperatura ambiente.</li>
		<li>Incubar secciones con solución de sustrato tamponado (pH 7.5) que contenga peróxido de hidrógeno y solución cromática de 3,3-diaminobenzidina y proteger de la luz hasta que se desarrolle el color.</li>
		<li>Incubar los portaobjetos con DDW a temperatura ambiente durante 5 min para detener la reacción.</li>
		<li>Secciones de contramancha con hematoxilina durante 3 minutos a temperatura ambiente y lavar durante 5 minutos con agua del grifo que fluye.</li>
		<li>Deshidratar los portaobjetos con concentraciones graduales de etanol a temperatura ambiente: 2 min en DDW, 2 min en 70% etanol, 2 min en 90% etanol, 2 min en etanol 95%, 2 min en 100% etanol, y 3 min en xileno tres veces.</li>
		<li>Secar y montar con medio de montaje.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Examine las rodajas bajo aumento del microscopio de 200x con una lente objetivo de 20 mm utilizando un microscopio.</li>
</ol>

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<li>Palmer, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+brain+injury-induced+excitotoxicity+assessed+in+a+controlled+cortical+impact+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model.</a> Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).</li>
<li>Hamm, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cognitive+deficits+following+traumatic+brain+injury+produced+by+controlled+cortical+impact%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact.</a> Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).</li>
<li>Nyanzu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+on+Laboratory+Traumatic+Brain+Injury+Models+to+Achieve+Better+Results%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Medical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results.</a> International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).</li>
<li>Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Animal models of traumatic brain injury.</a> Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).</li>
<li>Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Experimental models of brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).</li>
<li>Meaney, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modification+of+the+cortical+impact+model+to+produce+axonal+injury+in+the+rat+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex.</a> Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este protocolo describe un modelo de roedor de DAI. En DAI, la aceleración rotacional en el cerebro causa un efecto de cizallamiento que desencadena cambios axonales y bioquímicos que conducen a la pérdida de la función axonal en un proceso progresivo. Los cambios axonales secundarios son producidos por una lesión rápida del estiramiento axonal y son variables en su extensión y gravedad4,,5,,10. En cuestión de horas a días despu...

La lesión cerebral traumática (TBI, por sus) es una de las principales causas de muerte y discapacidad en los Estados Unidos. Los TMI contribuyen a aproximadamente el 30% de todas las muertes relacionadas con lesiones1,2. Las principales causas de TBI difieren entre grupos de edad e incluyen caídas, colisiones de alta velocidad durante los deportes, autolesiones intencionales, accidentes automovilísticos y asaltos1,2,3.
La lesión axonal difusa cerebral (DAI) es un tipo específico de TBI inducida por la aceleración rotacional, temblores o lesiones por explosión del cerebro resultantes del movimiento sin restricciones de la cabeza en el instante después de la lesión4,5,6,7,8. DAI implica un daño axonal generalizado que conduce a un deterioro neurológico duradero que se asocia con un mal resultado, costos de atención de la salud gravosos, y una tasa de mortalidad del 33-64%1,2,4,5,9,10,11. A pesar de importantes investigaciones recientes sobre la patogénesis de DAI, no ha habido un consenso sobre las mejores opciones de tratamiento11,12,13,14.
En las últimas décadas, numerosos modelos experimentales han intentado replicar con precisión diferentes aspectos de DAI11,,12,15,16. Sin embargo, estos modelos tienen limitaciones dada la presentación única de DAI en comparación con otras lesiones focales. Estos modelos anteriores no sólo causan lesiones axonales en regiones de materia blanca, sino que también resultan en lesiones cerebrales focales. Clínicamente, DAI va acompañado de micro hemorragias, que pueden constituir una causa importante de daño a la materia blanca.
Sólo se ha demostrado que dos modelos animales replican las características clínicas clave de DAI. Gennarelli y sus colegas produjeron el primer dispositivo de rotación de cabeza lateral en 1982, utilizando la aceleración rotacional de la cabeza sin impacto para inducir coma con DAI en un primate no humano modelo15. Este modelo de primate empleó una sola rotación controlada para la aceleración y desaceleración para desplazar la cabeza a través de 60o dentro de 10-20 ms. Esta técnica fue capaz de emular la conciencia deteriorada y el daño axonal generalizado que se asemejaba a los efectos de la TBI grave observada en el cerebro humano. Sin embargo, los modelos de primates son muy caros4,11,16. Basado en parte en el modelo anterior, un modelo porcino de lesión cerebral de aceleración rotacional fue diseñado en 1994 (Ross et al.) con resultados similares14.
Estos dos modelos animales, aunque produjeron diferentes presentaciones de patología típica, han añadido en gran medida a los conceptos de patogénesis DAI. La rotación rápida de la cabeza es generalmente aceptada como el mejor método para inducir DAI, y los roedores proporcionan un modelo menos costoso para los estudios de rotación rápida de la cabeza11,16. Aquí, validamos un modelo de roedor simple, reproducible y confiable de DAI que causa daños generalizados en la materia blanca sin fracturas de cráneo o contusiones. Este modelo actual permitirá una mejor comprensión de la fisiopatología de la DAI y el desarrollo de tratamientos más eficaces.

<table><tbody><tr><td>Citrato de sodio 0,01 M</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2,5% suero normal de caballo</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>H0146</td><td>Solución</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td>líquida<td>de formaldehído tamponado al 4 %</td></tr> Proteína precursora <tr><td>antiamiloide, C - anticuerpo terminal producido en conejo</td><td>SIGMA - Lote ALDRICH</td><td>056M4867V</td><td></td></tr><tr><td>anticuerpo secundario biotinilado</td><td>Vector</td><td>BA-1000-1.5</td><td>10 mM de fosfato de sodio, pH 7.8, 0.15 M de NaCl, 0.08% azida de sodio, 3 mg/ml albúmina de suero bovino</td></tr><tr>pinza <td></td><td></td><td></td><td>de corte de huesos</td></tr><tr><td>DAB Peroxidasa (HRP) Kit de sustrato (con níquel), vector de 3,3'-diaminobenzidina</td><td></td> casetes <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>de laboratorio de incrustación etanol</td></tr><tr><td>99.9 %</td><td>ROMICAL</td><td></td><td>Líquido inflamable</td></tr><tr><td>guillotina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hematoxilina</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>H3136-25G</td><td></td></tr><tr><td>Solución de peróxido de hidrógeno</td><td>Millipore</td><td>88597-100ML-F</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran, USP 100%</td><td>Piramamal Critical Care, Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopio Olympus BX 40</td><td>Paraffine</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Paraplast Plus Leica Biosystem</td><td></td><td>Tejido que incorpora solución</td></tr><tr><td>salina tamponada con fosfato (PBS)</td><td>SIGMA - ALDRICH</td><td>P5368-10PAK</td><td>El contenido de una bolsa, cuando se disuelve en un litro de agua destilada o desionizada, producirá 0,01 M de solución salina tamponada con fosfato (NaCl 0,138 M; KCl - 0,0027 M); pH 7,4, a 25 °C.</td></tr><tr><td>Estreptavidina HRP</td><td>ABCAM</td><td>ab64269</td><td>Estreptavidina-HRP para uso con anticuerpos secundarios biotinilados durante la IHQ / inmunohistoquímica.</td></tr><tr><td>xileno</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

inducción de lesión cerebral axonal difusa en ratas basada en aceleración rotacional

Induction of Diffuse Axonal Brain Injury in Rats Based on Rotational Acceleration

La lesión cerebral traumática (TBI) es una de las principales causas de muerte y discapacidad. La lesión axonal difusa (DAI) es el mecanismo predominante de lesión en un gran porcentaje de pacientes con TBI que requieren hospitalización. DAI implica daño axonal generalizado por sacudida, rotación o lesiones por explosión, lo que conduce a lesiones de estiramiento axonal rápido y cambios axonales secundarios que se asocian con un impacto duradero en la recuperación funcional. Históricamente, los modelos experimentales de DAI sin lesiones focales han sido difíciles de diseñar. Aquí validamos un modelo de roedor simple, reproducible y confiable de DAI que causa daños generalizados en la materia blanca sin fracturas de cráneo o contusiones.

La Tabla 1 ilustra la línea de tiempo del protocolo. La tasa de mortalidad en este modelo de DAI fue del 0%. Una prueba de Mann-Whitney indicó que el déficit neurológico era significativamente mayor para las 15 ratas DAI en comparación con las 15 ratas falsas a las 48 horas siguientes a la intervención (Mdn 1 frente a 0), U a 22,5, p &lt; 0,001, r a 0,78 (véase el Cuadro 2). Los datos se miden en recuentos y se presentan como mediana y rango de percentiles de 25 a 75.
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Este protocolo valida un modelo de roedor fiable, fácil de realizar y reproducible de lesión axonal difusa cerebral (DAI) que induce daño generalizado a la materia blanca sin fracturas o contusiones de cráneo.

Inducción de lesión cerebral axonal difusa en ratas basada en aceleración rotacional

Traumatic brain injury (TBI) is a major cause of death and disability. Diffuse axonal injury (DAI) is the predominant mechanism of injury in a large ...

La lesión cerebral traumática es una de las principales causas de muerte y discapacidad. La lesión cerebral axonal difusa es un daño axonal generalizado que se desarrolla después de la TBI. En esta investigación, me gustaría presentar nuestro modelo sobre la inducción difusa lesión cerebral axonal basada en el resultado del mecanismo de aceleración rotacional TBI.Seleccione ratas Sprague-Dawley machos adultos que pesen de 300 a 350 gramos. Proporcione comida de rata y agua ad libitum. Realice todos los experimentos entre las 6:00 AM y las 12:00 PM. El dispositivo se colocó en una mesa de laboratorio pesada y estable.El dispositivo consta de los siguientes componentes: un cilindro, un peso de hierro, un mecanismo de rotación que consta de un tubo cilíndrico y pasadores de fijación de la cabeza. El peso se une a una cuerda y se eleva a la altura de 120 centímetros. El peso que cae libremente golpea el perno activando el mecanismo de rotación.El dispositivo de rotación del cabezal lateral de rata se utilizó para girar la cabeza rápidamente de cero a 90 grados. Después de la inducción, lesión cerebral axonal difusa, la rata fue trasladada a la sala de recuperación. F es la fuerza aplicada a la cabeza del animal en kilogramos.Capital M es el momento de la fuerza, K para la energía cinética. Little m es la masa del peso de caída, g para la aceleración gravitacional, h para la altura en centímetros, y D es la distancia entre los pasadores de oído en centímetros. Para la evaluación del déficit neurológico y los déficits del modelo de grado, utilizamos la Puntuación de Gravedad Neurológica en ratas.Evaluamos la movilidad, la hemiplejía, la tarea de caminar de haz, el fracaso en la tarea de caminar. Fallo de la tarea de equilibrio de haz de ancho 1,5 centímetros. Estabilidad y equilibrio de haz, esfuerzo en el equilibrio de haz de 1,5 centímetros de ancho y reflejos.48 horas después de la lesión, todas las ratas, lesiones y grupos de control, fueron profundamente anestesiadas y transcardiacalmente perfundidas con 0,9% de solución salina heparinizada seguida de 500 mililitros de 4% de formaldehído en 0,1 M de solución salina de fosfato. Después de la perfusión, se produjo la decapitación y los cerebros se extirparon inmediatamente, luego se fijaron en una solución de 4%formaldehído durante 48 horas. Los cerebros fueron entonces bloqueados en secciones coronales de cinco milímetros desde la cara del bulbo olfativo hasta la corteza visual, mientras que el cerebelo y los tallos cerebrales fueron diseccionados.Después de la incrustación de parafina, se hicieron secciones coronales y sagitales a partir del tálamo. Producir la tinción inmunoquímica de la proteína precursora beta-amiloide. Los diversos grupos de ratas en diferentes momentos se muestran en el esquema.Lesión cerebral axonal difusa al comienzo del experimento. En el momento 48 horas, se examinó la Puntuación de Gravedad Neurológica. En el momento de 48 horas, la tinción inmunoquímica de beta-APP se realizó en los dos grupos.Déficit neurológico ilustrado 48 horas después de una lesión cerebral axonal difusa para dos grupos de estudio. Una prueba de Mann-Whitney indicó que el déficit neurológico fue significativamente mayor para 15 ratas con lesión cerebral axonal difusa en comparación con 15 ratas ingenuas a las 48 horas después de la intervención. Fotomicrografías representativas que revelan inmunorreactivos axonales y neuronales tras una lesión cerebral axonal difusa aislada en ratas 48 horas después de la lesión.Las cadenas celulares más pequeñas se detectan con proteína precursora beta-amiloide. En el grupo falso, no se detectó. En nuestro trabajo, desarrollamos un nuevo modelo simple, reproducible y confiable para la lesión cerebral axonal difusa basada en el mecanismo de aceleración rotacional.Este modelo permitirá una mejor comprensión de la fisiopatología de la lesión cerebral axonal difusa y el desarrollo de tratamientos más eficaces. Muchas gracias por su atención.

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Investigación

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Neurociencia

Lateral fluido percusión (LFP), un modelo establecido de lesión traumática del cerebro en ratones, se demostró. LFP cumple tres criterios principales para los modelos animales: relevancia validez, fiabilidad y clínicos. El procedimiento, que consiste en una craneotomía quirúrgica, la fijación del cubo seguida por la inducción de la lesión, lo que resulta en lesiones focales y difusas, que se describe es.

Percusión fluido lateral: Modelo de Lesión Cerebral Traumática en ratones

Este video muestra la inducción de una lesión cerebral traumática (TBI) en una rata utilizando un dispositivo de lesión por percusión de fluido lateral (FPI). El procedimiento consiste en crear un agujero en el cráneo de una rata anestesiada para exponer la duramadre, a la que se conecta una cánula. Luego, la rata se conecta al dispositivo, que genera una onda de presión que llega al cerebro, imitando el traumatismo craneoencefálico al causar la muerte de las células neuronales y el daño...

Inducción de una lesión cerebral traumática en un modelo de rata utilizando un dispositivo de percusión de fluido lateral

Fuente: Macheda, T., et. al. Modelo de cabeza cerrada controlado electromagnéticamente de lesión cerebral traumática leve en ratones. J. Vis. Exp. (2022)Este video muestra el procedimiento para inducir una lesión de cabeza cerrada en un modelo de ratón utilizando un marco estereotáxico. El impacto controlado replica una lesión cerebral traumática leve, lo que permite a los investigadores estudiar los efectos neurológicos y la recuperación mediante la medición de los reflejos y el comportamiento...

Inducción de una lesión cerebral traumática leve en un modelo de ratón

La técnica modificada de caída de peso es un procedimiento fácil y rentable utilizado para la inducción de lesiones cerebrales traumáticas leves en ratas jóvenes. Esta novedosa técnica produce una sintomatología clínicamente relevante que avanzará en el estudio de la lesión cerebral traumática leve (mTBI) y la conmoción cerebral.

Un nuevo modelo de leve lesión cerebral traumática para ratas jóvenes

La alteración del neurotransmisor es un mecanismo de disfunción neuronal que se produce después de la conmoción cerebral y contribuye a las consecuencias a largo plazo a veces catastróficas. Este modelo de rata combina microdiálisis, permitiendo la cuantificación del neurotransmisor in vivo, con una técnica de caída de peso que ejerce una rápida aceleración y desaceleración de la cabeza y el torso, un factor importante del trauma craneocerebral humano.

Un modelo de rata novedoso y traslacional de la conmoción cerebral que combina la fuerza y la rotación con la microdiálisis cerebral In Vivo

El objetivo general de este procedimiento es obtener información cuantitativa de la microestructural del hipocampo en una rata con lesión cerebral traumática leve. Esto se realiza utilizando un protocolo avanzado de resonancia magnética ponderado por difusión y un análisis basado en la región de interés de los mapas de difusión paramétricos.

Imágenes de difusión avanzada en el hipocampo de ratas con lesión cerebral traumática leve

Aquí describimos un protocolo para la inducción de una lesión cerebral traumática murina a través de un impacto cortical controlado a cabeza abierta.

Modelo Murino de Impacto Cortical Controlado para la Inducción de Lesiones Cerebrales Traumáticas

Aquí, se demuestra cómo se puede usar un modelo de lesión de cabeza cerrada despierta para examinar los efectos de la lesión cerebral traumática leve repetida (r-mTBI) en la plasticidad sináptica en el hipocampo. El modelo replica características importantes de r-mTBI en pacientes y se utiliza junto con la electrofisiología in vitro .

Evaluación de los cambios en la plasticidad sináptica utilizando un modelo de lesión cerebral traumática leve con vigilia

Este protocolo presenta un modelo murino modificado de lesión cerebral traumática leve repetitiva (rmTBI) inducida a través de un método de lesión craneal cerrada (CHI). El enfoque presenta una ventana de cráneo adelgazada y percusión de fluidos para reducir la inflamación comúnmente causada por la exposición a las meninges, junto con una mejor reproducibilidad y precisión en el modelado de rmTBI en roedores.

Modelo de ratón modificado de lesión cerebral traumática leve repetitiva que incorpora ventana de cráneo adelgazada y percusión de fluidos

Aquí, presentamos un protocolo para establecer un modelo animal de lesión craneal cerrada que replica el resultado de la neuroimagen de una lesión cerebral traumática leve sin complicaciones con la estructura cerebral preservada en la fase aguda y la atrofia cerebral a largo plazo. La resonancia magnética longitudinal es el método principal utilizado para la obtención de pruebas.

Desarrollo de un modelo de traumatismo craneoencefálico leve sin complicaciones, modificado por el método de pérdida de peso y evidenciado por resonancia magnética

Aprenda a inducir lesión cerebral axonal difusa en ratas mediante aceleración rotacional sin fracturas craneales. Este modelo reproducible permite estudiar la patofisiología del traumatismo craneoencefálico y evaluar daño axonal con marcadores proteicos.

Inducción de lesión cerebral axonal difusa en ratas basada en aceleración rotacional

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