Name: Un modelo simplificado para el trasplante heterotópico de válvulas cardíacas en roedores (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-21T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 33 s
Description: Aprende un método simplificado para trasplantar válvulas cardíacas bajo la cápsula renal en ratas. Esta técnica permite estudiar la alorreactividad y la inmunobiología de trasplantes valvulares de forma práctica.

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La Figura 1 se creó con biorender.com. Este trabajo fue apoyado en parte por el Programa de Investigadores Quirúrgicos de la Fundación AATS a TKR, el Fondo de Excelencia Infantil sostenido por el Departamento de Pediatría de la Universidad Médica de Carolina del Sur a TKR, una subvención de la Fundación Emerson Rose Heart a TKR, Filantropía por el Senador Paul Campbell a TKR, NIH-NHLBI Institutional Postdoctoral Training Grants (T32 HL-007260) a JHK y BG, y el Fondo de Investigación FLEX de la Facultad de Medicina de la Facultad de Medicina de la Universidad de Carolina del Sur a MAH.

El estudio fue aprobado por el Comité de Investigación Animal siguiendo la Guía de los Institutos Nacionales de Salud para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio.
1. Información sobre el modelo animal (Ratas)
<ol><li>Use un microscopio quirúrgico (consulte la Tabla de materiales) con un aumento de hasta 20x para todos los procedimientos quirúrgicos.</li>
	<li>Use cepas singénicas (como Lewis-Lewis) o alogénicas (como Lewis-Brown Norway) para los trasplantes según sea necesario para el experimento.</li>
	<li>Use ratas de edad entre 5-7 semanas y peso corporal de 100-200 g que sean apropiadas para la pregunta experimental.</li>
</ol>2. Eliminación del pelaje, preparación de la piel y anestesia
<ol><li>Realizar todas las operaciones en condiciones estériles. NOTA: El paso se realiza en un espacio quirúrgico dedicado y en condiciones estériles.</li>
	<li>Coloque las ratas en una cámara de inducción anestésica e induzca la anestesia con 5% de isoflurano en oxígeno. Mantener la anestesia con isoflurano al 3,5% en oxígeno durante todo el procedimiento.</li>
	<li>Para la operación del donante, retire el pelaje de la rata del ombligo a la muesca esternal usando cortadores de piel. Para la operación de receptor, recorte el cabello sobre el campo quirúrgico en la línea axilar posterior desde las costillas hasta la pelvis. A continuación, prepare la piel con un desinfectante quirúrgico.</li>
	<li>Obtenga un plano quirúrgico de anestesia antes de comenzar el procedimiento. Confirme la profundidad adecuada de la anestesia comprimiendo firmemente los dedos de los pies de la rata con fórceps. Si la rata se retira al dolor, titule el anestésico según sea necesario.</li>
	<li>Controlar clínicamente la frecuencia respiratoria y la profundidad de la anestesia durante todo el procedimiento; el nivel de isoflurano se ajusta según sea necesario para mantener una frecuencia respiratoria de 55-65 respiraciones/min.</li>
</ol>3. Operación del donante
<ol><li>Prepare y anestesia a la rata como se indica en el paso 2. Incise la piel desde el xifoide hasta la muesca esternal usando tijeras de disección. Realice una esternectomía cortando las costillas de cada lado lateral al esternón hasta lograr un acceso óptimo al corazón.</li>
	<li>Heparinizar la rata con una inyección de 100 U/100 g en la aurícula izquierda.</li>
	<li>Sacrificar al donante a través de la exsanguinación.</li>
	<li>Extirpa el timo para mejorar la visualización de los grandes vasos. Luego, retire el corazón en bloque con la aorta ascendente hasta el nivel de la arteria innominada.</li>
</ol>4. Preparación de valvas de la válvula aórtica
<ol><li>Coloque el corazón del donante en una placa de Petri estéril inmediatamente después de la cardiectomía. Diseccionar el corazón del donante en un tampón de almacenamiento frío helado (ver Tabla de Materiales).</li>
	<li>Usando fórceps y tijeras de resorte Vannas, diseccionar el corazón del donante hasta que solo quede la raíz aórtica con un manguito ventricular de 1 mm proximal a la válvula aórtica.</li>
	<li>Abra la válvula aórtica haciendo un corte longitudinal para abrir el seno de Valsalva entre los senos izquierdo y no coronario para visualizar las tres valvas. NOTA: El corte debe ser de toda la longitud del Seno de Valsalva. Las dimensiones reales dependen del tamaño de la rata.</li>
	<li>Extirpar cada valva de la válvula aórtica individualmente. Específicamente, use fórceps contundentes para agarrar el borde del folleto y use tijeras de resorte Vannas para extirpar el folleto cortando desde una comisura hasta el anillo, y luego hacia la siguiente comisura. NOTA: Tenga especial cuidado de agarrar solo el borde de la valva para minimizar la interrupción de las células endoteliales valvulares.</li>
	<li>Almacene las muestras después de la escisión del prospecto en una solución tampón de almacenamiento en frío hasta que estén listas para ser implantadas en la rata receptora. Implante todos los prospectos dentro de las 4 h posteriores al almacenamiento en frío.</li>
</ol>5. Operación del destinatario
<ol><li>Prepare y anestesia a la rata como se indica en el paso 2. Use una almohadilla térmica mantenida a 36-38 ° C para realizar la cirugía.</li>
	<li>Administrar buprenorfina (0,03 mg/kg por vía subcutánea) a todas las ratas receptoras antes de la cirugía y cada 6-12 h después de la operación según sea necesario para aliviar el dolor.</li>
	<li>Coloque la rata en una posición recostada lateral derecha para acceder al riñón izquierdo. NOTA: Se prefiere el riñón izquierdo debido a su posición más caudal en relación con el riñón derecho.</li>
	<li>Incise la piel sobre el flanco longitudinalmente sobre 1 pulgada usando tijeras. NOTA: La incisión debe permanecer más pequeña que el tamaño del riñón para proporcionar suficiente tensión para evitar que el riñón se retraiga de nuevo en la cavidad abdominal durante el procedimiento.</li>
	<li>Del mismo modo, incise la pared abdominal subyacente.</li>
	<li>Externalizar el riñón<ol>
<li>Usando el pulgar y el índice, aplique una ligera presión dorsal y ventral mientras usa fórceps curvos para levantar el polo caudal del riñón a través de la incisión abdominal y cutánea. Exteriorice el extremo craneal del riñón de manera similar.</li>
		<li>Alternativamente, el riñón puede exteriorizarse agarrando la grasa perirrenal y tirando hacia arriba con ligera tensión. NOTA: Tenga cuidado de no agarrar el riñón o los vasos renales directamente.</li>
		<li>Una vez que el riñón está externalizado, manténgalo húmedo con solución salina tibia goteada sobre el riñón.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Cree un bolsillo subcapsular.<ol>
<li>Aplique ligeramente presión a la cápsula renal usando un juego de fórceps contundentes para que la cápsula renal pueda distinguirse claramente del parénquima subyacente. Simultáneamente usando otro juego de pinzas romas, agarre cuidadosamente la cápsula y tire suavemente hacia arriba para crear un agujero en la cápsula. NOTA: Debido a la naturaleza delicada de la cápsula, se requiere una fuerza mínima para establecer esta incisión.</li>
		<li>Continúe usando pinzas romas para extender la incisión hasta que se haya creado un espacio de ~ 2 mm para acomodar la valva de la válvula aórtica.</li>
		<li>Desarrolle una bolsa subcapsular poco profunda que sea ligeramente más grande que la valva de la válvula mientras levanta el borde de la incisión con un juego de fórceps y avanza una sonda roma debajo de la cápsula renal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Trasplante la válvula aórtica en la bolsa subcapsular.<ol>
<li>Recupere la valva aórtica del almacenamiento en frío y colóquela en el campo quirúrgico.</li>
		<li>Mientras levanta la cápsula fibrosa de borde, avance la valva aórtica hacia el bolsillo subcapsular con fórceps contundentes. NOTA: Asegúrese de que el tejido esté lo suficientemente lejos de la incisión para que esté firmemente asegurado debajo de la cápsula. Se debe tener cuidado para evitar daños en el parénquima subyacente o un mayor desgarro de la cápsula fibrosa.</li>
		<li>La incisión en la cápsula renal se puede dejar abierta.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Empuje el riñón suavemente hacia atrás a su posición anatómica utilizando la contratracción aplicada a los bordes de la incisión.</li>
	<li>Cierre la incisión abdominal con una sutura quirúrgica estéril en ejecución. Cierre la piel con grapas.</li>
	<li>Cuidados postoperatorios<ol>
<li>Después de la operación, coloque a la rata en una jaula limpia en una almohadilla térmica con acceso a alimentos y agua.</li>
		<li>Monitoree al animal diariamente para evaluar la cicatrización rutinaria de heridas y los signos de dolor o angustia. Retire las grapas después de 7-10 días.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. Recolección de tejido para análisis
<ol><li>En los puntos finales seleccionados después del trasplante, eutanasiar al animal por exsanguinación. En concreto, realizar una laparotomía mediana y transectar la aorta abdominal por debajo del 5% de isoflurano en oxígeno.</li>
	<li>Movilice el riñón y apóselo cortando la arteria renal, la vena y el uréter con tijeras. NOTA: Tenga cuidado de no agarrar el área que contiene el prospecto trasplantado.</li>
	<li>Coloque el riñón en formalina durante la noche, intégrelo en parafina y seccionarlo para la tinción deseada. Oriente la muestra con la cápsula renal mirando hacia atrás y el parénquima renal hacia atrás.</li>
</ol>

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<li>Tector, A. J., Boyd, W. C., Korns, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aortic+valve+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Aortic valve allograft rejection.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 62 (4), 592-601 (1971).</li>
<li>Sugimura, Y., Schmidt, A. K., Lichtenberg, A., Akhyari, P., Assmann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+for+the+in+vivo+assessment+of+biological+and+tissue-engineered+valvular+and+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Methods+%28Part+C%29%22%5BJournal%5D)">A rat model for the in vivo assessment of biological and tissue-engineered valvular and vascular grafts.</a> Tissue Engineering Methods (Part C). 23 (12), 982-994 (2017).</li>
</ol>

Los autores declaran que la investigación se llevó a cabo en ausencia de relaciones comerciales o financieras que pudieran interpretarse como un posible conflicto de intereses.

Importancia y aplicaciones potenciales Si bien las válvulas cardíacas mecánicas y bioprotésicas se usan rutinariamente en pacientes adultos que requieren reemplazo de válvulas, estas válvulas carecen del potencial de crecimiento y, por lo tanto, no son óptimas para los pacientes pediátricos. El trasplante de válvula cardíaca es una operación experimental diseñada para administrar reemplazos de válvulas cardíacas en crecimiento para neonatos y bebés con enfermedad cardíaca congénita. Sin embargo, a dif...

Los defectos cardíacos congénitos son la discapacidad congénita más común en los seres humanos, que afecta a 7 de cada 1.000 niños nacidos vivos cada año1. A diferencia de los pacientes adultos en los que se implantan rutinariamente varias válvulas mecánicas y bioprotésicas, los pacientes pediátricos actualmente no tienen buenas opciones para el reemplazo de válvulas. Estos implantes convencionales no tienen el potencial de crecer en los niños receptores. Como resultado, se requieren reoperaciones mórbidas para intercambiar los implantes de válvulas cardíacas por versiones sucesivamente más grandes a medida que los niños crecen, y los niños afectados a menudo requieren hasta cinco o más cirugías a corazón abierto en su vida 2,3. Los estudios han demostrado que la ausencia de intervención o muerte es significativamente pobre para los bebés que para los niños mayores, con el 60% de los bebés con válvulas cardíacas protésicas que enfrentan una nueva operación o la muerte dentro de los 3 años posteriores a su operación inicial4. Por lo tanto, existe una necesidad urgente de administrar una válvula cardíaca que pueda crecer y mantener la función en pacientes pediátricos.
Durante décadas, los intentos de ofrecer reemplazos de válvulas cardíacas en crecimiento se han centrado en la ingeniería de tejidos y las células madre. Sin embargo, los intentos de trasladar estas válvulas a la clínica han sido infructuosos hasta ahora 5,6,7,8. Para abordar esto, un trasplante de válvula cardíaca se propone como una operación más creativa para administrar reemplazos de válvulas cardíacas en crecimiento que tienen la capacidad de autorrepararse y evitar la trombogénesis. En lugar de trasplantar todo el corazón, solo se trasplanta la válvula cardíaca y luego crecerá con el niño receptor, similar a los trasplantes de corazón convencionales o un autógrafo pulmonar de Ross 9,10,11. Después de la operación, los niños receptores recibirán inmunosupresión hasta que la válvula trasplantada pueda cambiarse por una prótesis mecánica de tamaño adulto cuando ya no se requiera el crecimiento de la válvula. Sin embargo, la biología del trasplante de los injertos de trasplante de válvula cardíaca permanece inexplorada. Por lo tanto, se necesitan modelos animales para estudiar este nuevo tipo de trasplante.
Se han descrito previamente varios modelos de ratas para el trasplante heterotópico de la válvula aórtica en laaorta abdominal 12,13,14,15,16,17,18. Sin embargo, estos modelos son prohibitivamente complicados, a menudo requieren cirujanos capacitados para operar con éxito. Además, son costosos y requieren mucho tiempo19. Se desarrolló un nuevo modelo de rata para crear un modelo animal más simple para estudiar la inmunobiología de los trasplantes de válvulas cardíacas. Las valvas de la válvula aórtica única se extirpan y se insertan en el espacio subcapsular renal. El riñón es especialmente adecuado para estudiar el rechazo del trasplante, ya que está altamente vascularizado con acceso a células inmunes circulantes20,21. Mientras que varios otros han utilizado un modelo subcapsular renal para estudiar la biología del trasplante de otros trasplantes de aloinjertos como páncreas, hígado, riñón y córnea 22,23,24,25,26,27, esta es la primera descripción del trasplante de tejido cardíaco en esta posición. Aquí, se describe la técnica de trasplante, que proporciona un importante paso adelante en el estudio de la inmunología del trasplante de válvula cardíaca.

<table><tbody><tr><td>Cloruro de sodio al 0,9%, USP</td><td>Baxter</td><td>NDC 0338-0048-04</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Polyglactin 910</td><td>Ethicon</td><td>J415H</td><td></td></tr><tr><td>7,5% Povidona-Yodo</td><td>CareFusion</td><td>29904-004</td><td></td></tr><tr><td>70% ETOH</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP82031GAL</td><td></td></tr><tr><td>Cámara de inducción de anestesia</td><td>Harvard Apparatus</td><td>75-2030</td><td>Cámara de inducción hermética para Máquina de</td></tr><tr><td>anestesia</td> para ratas <td>Harvard Apparatus</td><td>75-0238</td><td>Sistema de anestesia móvil con máscara de anestesia de barrido pasivo</td></tr><tr><td></td><td>Harvard Apparatus</td><td>59-8255 Máscara de</td><td>anestesia para ratas</td></tr><tr><td>Ratas marrones noruegas (BN/Crl)</td><td>Charles River</td><td>Código de cepa 091</td><td>Hombre, 5-7 semanas, 100-200 g</td></tr><tr><td>Clorhidrato de buprenorfina, 0,3 mg/mL</td><td>PAR Farmacéutico</td><td>NDC 42023-179-05</td><td>0,03 mg/kg, administrado por vía subcutánea</td></tr><tr><td>Cortapelos eléctricos</td><td>WAHL</td><td>79434</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla térmica eléctrica</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-0492</td><td>Mantenido a 36-38 &deg; C</td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Sagent Pharmaceuticals</td><td>NDC 25021-400-10</td><td>100U/100g inyección en la aurícula izquierda</td></tr><tr><td>Jeringa de insulina, 1 mL</td><td>Pinza de iris Fisher Scientific</td><td>14-841-33</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de iris curvada</td><td>World Precision Instruments</td><td>15917</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de iris recta</td><td>World Precision Instruments</td><td>15916</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano, USP</td><td>Piramal Cuidados intensivos</td><td>NDC 66794-017-25</td><td>Inducida con una isofluancia al 5% en oxígeno y mantenida con isoflurano al 3,5% en oxígeno</td></tr><tr><td>Ratas Lewis (LEW/ Crl)</td>Código de cepa del <td>río Charles</td><td>004</td><td>Macho, 5-7 semanas, 100-200 g</td></tr><tr><td>Micro pinzas</td><td>World Precision Instruments</td><td>500233</td><td>Dumont #5</td></tr><tr><td>Microtijeras</td> World <td>Precision Instruments</td><td>501930</td><td>Tijeras Vannas con resorte</td></tr><tr><td>Needle Driver</td><td>World Precision Instruments</td><td>500226</td><td>Ryder Needle Driver</td></tr><tr><td>Microscopio de operación</td><td>AmScope</td><td>SM-3BZ-80S</td><td>Microscopio estereoscópico 3.5x - 90x</td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875714</td><td></td></tr><tr><td>Pomada oftálmica de vaselina</td><td>Dechra</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Grapas cutáneas</td><td>Ethicon</td><td>PXR35</td><td>Proximate 35</td></tr><tr><td>Bastoncillos de algodón estériles</td><td>Puritan</td><td>25-806 1WC</td><td></td></tr><tr><td>Esponjas de gasa estériles</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-037-902</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas</td><td>World Precision Instruments</td><td>1962C</td><td>Tijeras Metzenbaum</td></tr><tr><td>University of Wisconsin Buffer (Servator B)</td><td>S.A.L.F S.p.A.</td><td>6484A1</td><td>Almacenado a 4 &°; C</td></tr></tbody></table>

un modelo simplificado para el trasplante heterotópico de válvulas cardíacas en roedores

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

Existe una necesidad clínica urgente de reemplazos de válvulas cardíacas que puedan crecer en los niños. El trasplante de válvula cardíaca se propone como un nuevo tipo de trasplante con el potencial de entregar válvulas cardíacas duraderas capaces de crecimiento somático sin necesidad de anticoagulación. Sin embargo, la inmunobiología de los trasplantes de válvulas cardíacas sigue sin explorarse, lo que pone de relieve la necesidad de modelos animales para estudiar este nuevo tipo de trasplante. Se han descrito modelos previos de ratas para el trasplante heterotópico de válvula aórtica en la aorta abdominal, aunque son técnicamente desafiantes y costosos. Para abordar este desafío, se desarrolló un modelo de trasplante subcapsular renal en roedores como un método práctico y más sencillo para estudiar la inmunobiología del trasplante de válvula cardíaca. En este modelo, se cosecha una sola valva de la válvula aórtica y se inserta en el espacio subcapsular renal. El riñón es de fácil acceso, y el tejido trasplantado está contenido de forma segura en un espacio subcapsular que está bien vascularizado y puede acomodar una variedad de tamaños de tejido. Además, debido a que una sola rata puede proporcionar tres valvas aórticas de donantes y un solo riñón puede proporcionar múltiples sitios para el tejido trasplantado, se requieren menos ratas para un estudio determinado. Aquí, se describe la técnica de trasplante, que proporciona un importante paso adelante en el estudio de la inmunología del trasplante de válvula cardíaca.

Se proporciona una representación gráfica del diseño experimental para el modelo de rata (Figura 1). Además, en la Figura 2 también se muestra una raíz aórtica diseccionada del corazón del donante y una valva de válvula aórtica individual preparada para la implantación. A continuación, se muestra una imagen representativa de la posición de la valva de la válvula aórtica debajo de la cápsula renal para la implantación en la Figura 3A...

Este protocolo describe un método simple y eficiente para el trasplante de valvas de la válvula aórtica debajo de la cápsula renal para permitir el estudio de la alorreactividad de las válvulas cardíacas.

Un modelo simplificado para el trasplante heterotópico de válvulas cardíacas en roedores

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

El trasplante de válvula cardíaca se propone como un nuevo tipo de trasplante con el potencial de administrar válvulas cardíacas duraderas, capaces de crecimiento somático sin necesidad de anticoagulación. Esta técnica es práctica y más sencilla que los métodos anteriores para estudiar la inmunobiología del trasplante de válvula cardíaca. Después de anestesiar a la rata, use las tijeras de disección para incisar la piel desde la xifoidea hasta la muesca esternal.Y realizar una esternectomía cortando las costillas de cada lado, laterales al esternón hasta lograr un acceso óptimo al corazón. Inyecte heparina en la aurícula izquierda. Después del sacrificio, extirpa el timo para mejorar la visualización de las grandes vasijas.Luego retire el corazón en bloque con la aorta ascendente hasta el nivel de la arteria innominada. Después de colocar el corazón del donante en una placa de Petri estéril inmediatamente después de la cardiectomía, en un tampón de almacenamiento en frío helado, use las pinzas y las tijeras Vannas Spring para diseccionar el corazón hasta que solo quede la raíz aórtica con un manguito ventricular de un milímetro proximal a la válvula aórtica. Para abrir la válvula a

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Research

Investigación

JoVE Journal

Medicine

Medicina

El ratón heterotópico modelo de trasplante de corazón ha sido probado por muchos investigadores como un método importante para el estudio de los mecanismos de rechazo y de la respuesta inmune. Sin embargo, las técnicas empleadas siguen siendo un reto. Mediante la modificación de las técnicas convencionales que han tenido éxito con más de 1.000 trasplantes.

El trasplante cardíaco heterotópico en ratones

El modelo de trasplante de corazón murino de cuello uterino es muy adecuado para inmunológica así como estudios de la lesión de reperfusión de isquemia. Hemos modificado el procedimiento utilizando una técnica de manguito no sutura y realizado más de 1.000 trasplantes de éxito con este enfoque.  En esto, proporcionamos detalles adicionales de esta técnica para complementar el vídeo.

Murino Cervical Trasplante Cardiaco Modelo Usando una técnica de Cuff Modificado

Se demuestra una técnica para el procedimiento microquirúrgico para el trasplante heterotópico de corazones en ratones, incluyendo métodos simplificados para la recolección de donantes y la anastomosis de los vasos receptores.

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

Con el fin de comprender los mecanismos celulares y moleculares que subyacen a la formación de neotejido y el desarrollo de estenosis en las válvulas del corazón de la ingeniería tisular, se desarrolló un modelo murino de trasplante heterotópico de válvula cardiaca. Una válvula cardíaca pulmonar fue trasplantado al receptor mediante la técnica de trasplante cardíaco heterotópico.

El trasplante de la válvula pulmonar Utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco

La técnica del manguito acorta y facilita el modelo de trasplante de corazón cervical heterotópico en ratones al evitar anastomosis de sutura técnicamente desafiantes de vasos pequeños. Los detalles técnicos mostrados en este video artículo deberían permitir a los investigadores establecer este modelo en sus laboratorios.

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

Para estudiar el alotrasplante combinado de órganos sólidos y compuesto vascularizado, describimos un nuevo modelo heterotópico de trasplante de pared torácica, timo y corazón heterotópico en bloque en ratones utilizando una técnica de manguito cervical sin sutura.

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

Describimos un modelo de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas, lo que implica modificaciones de las estrategias actuales, que conducen a un enfoque quirúrgico simplificado. Además, describimos un nuevo modelo de rechazo mediante inyección en la oreja de células musculares cardíacas vitales, permitiendo análisis inmunológicos de trasplante adicionales en ratas.

Un modelo inmunológico para el trasplante heterotópico de células musculares cardíacas y cardíacas en ratas

Una técnica nueva para la reconstrucción del circuito de sangre en un modelo abdominal heterotopic del trasplante del corazón del ratón se demuestra.

Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal

En el presente protocolo, se utiliza un modelo de trasplante cardíaco de ratón para investigar el mecanismo del rechazo del aloinjerto cardíaco. En este modelo heterotópico de trasplante cardíaco, se mejora la eficiencia de la operación y la supervivencia de los injertos cardíacos se garantiza mediante una anastomosis cervical de extremo a extremo de la implantación cardíaca utilizando una técnica de manguito modificado.

Una técnica de manguito modificado para el modelo de trasplante cardíaco heterotópico cervical de ratón

Este estudio demuestra una técnica de trasplante de corazón abdominal heterotópica reproducible en ratas que los principiantes pueden aprender y realizar. Además, se genera un nuevo modelo de regurgitación aórtica en ratas mediante la realización de un trasplante de corazón abdominal heterotópico y el daño de la válvula aórtica del donante utilizando un alambre guía después de la recolección.

Trasplante de corazón abdominal heterotópico modificado y un nuevo modelo de regurgitación aórtica en ratas

Este protocolo presenta una técnica simplificada de anastosis de sutura extremo a lado para el trasplante de corazón cervical murino, proporcionando un modelo robusto y reproducible para estudiar la inmunología de trasplantes.

Trasplante cardíaco heterotópico de ratón cervical utilizando la técnica de anastomosis de extremo a lado para estudiar la inmunología del trasplante

Aprende un método simplificado para trasplantar válvulas cardíacas bajo la cápsula renal en ratas. Esta técnica permite estudiar la alorreactividad y la inmunobiología de trasplantes valvulares de forma práctica.

Un modelo simplificado para el trasplante heterotópico de válvulas cardíacas en roedores

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