Summary
La insuficiencia respiratoria es la principal causa de muerte a raíz de una lesión de la médula espinal cervical. Tener un modelo animal preclínico reproducible, cuantificable y confiable de la insuficiencia respiratoria inducida por una lesión cervical parcial le ayudará a comprender la neuroplasticidad respiratoria y no respiratoria posterior y permiten probar estrategias de reparación putativos.
Abstract
Una lesión de la médula espinal cervical induce parálisis permanente, y, a menudo conduce a la dificultad respiratoria. Hasta la fecha, no hay terapias eficaces se han desarrollado para mejorar / mejorar la insuficiencia respiratoria después de una lesión de la médula espinal cervical alta (SCI). Aquí se propone un modelo preclínico murino de alta SCI en la cervical 2 (C2) nivel metameric estudiar diversa neuroplasticidad respiratoria post-lesional. La técnica consiste en una lesión parcial quirúrgica en el nivel C2, que inducirá un hemiparalysis del diafragma debido a una desaferenciación de los frénico motoneuronas de los centros respiratorios situados en el tronco cerebral. El lado contralateral de la lesión permanece intacta y permite la recuperación de los animales. A diferencia de otros LIC que afectan la función locomotora (en la columna torácica y lumbar de nivel), la función respiratoria no requiere la motivación de los animales y la cuantificación del déficit / recuperación se puede realizar fácilmente (diafragma y la grabación del nervio frénicos, la ventilación de todo el cuerpo). Este modelo C2 SCI preclínica es un potente, útil y fiable modelo preclínico para estudiar diversos eventos de neuroplasticidad respiratorias y no respiratorias en diferentes niveles (molecular a la fisiología) y para probar diversas estrategias terapéuticas supuestos que podrían mejorar la respiración en pacientes con lesión medular.
Introduction
Traumatismo de la médula espinal es una lesión común que se observa en la población humana con incidencias dramáticas, como la parálisis permanente. Sin embargo, la gravedad de la lesión depende del nivel y la extensión de la trauma inicial. La insuficiencia respiratoria es la causa principal de mortalidad después de una lesión de la médula espinal cervical superior (SCI) 1. Actualmente, el único tratamiento terapéutico es para colocar el paciente bajo asistencia ventilatoria. Dado que algunos pacientes pueden ser destetados de la asistencia ventilatoria 2, debido a la recuperación espontánea que se produce con un retraso post-lesional, la necesidad de desarrollar nuevas terapias no invasivas innovadoras es urgente 3. Tener un buen modelo de pre-clínico estandarizado para investigar el efecto de un SCI cervical en insuficiencia respiratoria y por lo tanto, para estudiar la aplicación de estrategias terapéuticas putativas, es esencial.
En este artículo técnico, se describe un modelo murino pre-clínica o específicadeterioro respiratorio f inducida por una lesión medular cervical parcial en el nivel C2. Este modelo es utilizado actualmente por varios laboratorios de todo el mundo (para revisiones: 4-13). Sin embargo, ligeras diferencias en el procedimiento quirúrgico se pueden observar entre los diferentes investigadores para generar este modelo murino lesión cervical en particular. El efecto de un C2 SCI en la salida respiratoria fue descrita por primera vez en 1895 por Porter 14. Una hemisección de cuello uterino induce una desaferenciación de las motoneuronas frénicos de su unidad central (situado en el rVRG en el tronco cerebral, la figura 1A) en el lado ipsilateral de la lesión, que conduce a una actividad del nervio frénico en silencio y la parálisis posterior de diafragma. El lado contralateral se mantiene intacto y permite que el animal para sobrevivir. A diferencia de diferente SCI situado en un segmento inferior de la columna (por ejemplo una lesión contusa a nivel C4 15), se conserva la integridad del núcleo de las neuronas motoras frénico en ambos lados. Después de un CERVlesiones C2 ical, alguna actividad espontánea se puede observar en el lado ipsilateral (frénico y diafragma) debido a una activación de las vías sinápticas silenciosos contralateral que cruzan la línea media de la médula a nivel segmental C3-C6 (vías frénicos cruzados, CPP, Figura 1B) . La activación de la CPP, que es, por definición, una hemisección C2 combinado con un phrenicotomy contralateral que inducen una recuperación parcial del nervio frénico ipsilateral, puede ocurrir a partir de horas a semanas después de la lesión 16-18. El efecto beneficioso real de esta vía de CPP en la recuperación respiratoria se limita 19 y de la investigación y el tratamiento debe ser desarrollado para mejorar la magnitud de la restauración espontánea 3.
Este protocolo proporciona un tipo poderoso de modelo murino pre-clínicos para estudiar la plasticidad respiratoria post-lesional en los distintos niveles (fisiología respiratoria de las motoneuronas pre y frénicos, interneuronas, molecular y cellular, la locomoción de la extremidad delantera, por ejemplo), así como un modelo para probar estrategias terapéuticas invasivas y no invasivas destinadas a mejorar la recuperación del aparato locomotor y respiratorio después de una lesión espinal C2 parcial cervical espinal.
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Protocol
Este protocolo fue aprobado por el comité de ética de la silla RBUCE-UP de Excelencia (Universidad de Paris Sud, acuerdo de subvención n º 246556) y la Universidad de Versailles Saint-Quentin-en-Yvelines.
1. Preparación de instrumentos quirúrgicos esterilizados
- Limpiar los instrumentos quirúrgicos con detergente de laboratorio.
- Autoclave los instrumentos antes de la cirugía.
- En una sesión quirúrgica, esterilizar las herramientas mediante la colocación de las puntas en un esterilizador de cuentas caliente durante 10 min a 180 ° C entre 2 cirugías.
2. Preparación de Drogas
- Prepare 2 x 1 ml jeringas para drogas drogas preanestésica cóctel y después de la operación.
- De acuerdo con el peso de la rata, preparar una jeringa con drogas preanestésica: carprofeno (5 mg / kg), buprenorfina (50 mg / kg), Baytril (5 mg / kg) y dexmedetomidina (0,5 mg / kg). Completar el volumen a 1 ml con Ringer lactato.
- Preparar enotra jeringa la reversión de los medicamentos pre-anestésicos: atipamezol (500 mg / kg).
3. La anestesia de la rata
- Administrar por vía subcutánea en el animal la solución de drogas pre anestésicas que se describen en el paso 2.2. Luego, se coloca el animal de nuevo en la jaula y espere hasta que aparezca el efecto sedante.
- Coloque la rata en una cámara cerrada llena con 5% de isoflurano en el 100% de O 2, y esperar hasta que el ritmo respiratorio se ralentiza (alrededor de 30 segundos). A continuación, retire la rata de la cámara y colóquela en la mesa de la intubación.
4. Intubación orotraqueal
- Acuéstese al animal en la espalda, a continuación, fije la cabeza colocando una correa unida a los dientes delanteros a la mesa.
- Con una luz de fibra óptica, iluminar el espacio torácico. Luego, coloque un laringoscopio (o un encargo a uno, Jou et al. 20 para más detalles) en la boca del animal. Visualizar las cuerdas vocales.
- DeslizóE y colocar una guía orotraqueal en la tráquea (entre las cuerdas vocales). Deslice el tubo orotraqueal (16 g Tamaño del catéter) en la guía.
- Retire la guía y comprobar con un espejo laríngeo colocado en el extremo del tubo orotraqueal para la presencia de humedad, lo que confirma la posición apropiada del tubo en la tráquea y no en el esófago.
- Conectar el tubo a un ventilador de roedor (683 roedor ventilador, Harvard Apparatus) y ajustar la concentración de isoflurano al 2% (en 100% de O 2).
- Asegure el tubo orotraqueal con cinta quirúrgica.
5. Cirugía Espinal
- Colocar el animal en posición decúbito ventral sobre una placa quirúrgica climatizada, con la nariz apuntando al ángulo de 90 ° para el cirujano. Mantener la temperatura del cuerpo en torno a 37,5 ° C durante toda la cirugía.
- Afeitar el cabello con tijeras entre las escápulas y quitar el pelo con una gasa.
- Limpie la piel con betadine, y luego con 70% de alcohol. Repita este paso 3x.
- Un pellizco del dedo del pie se realiza antes de inicio de la cirugía para asegurar la profundidad anestésica adecuada. A continuación, realice una incisión en la piel rostro-caudal lateral con las tijeras entre los omóplatos.
- Cortar el músculo acromiotrapezius rostro-caudal siguiendo el tendón para evitar el sangrado. Entonces disociar el músculo romboide para acceder a los músculos espinales (que rodean la vértebra).
- Repliegue el músculo spinalis de C1 a C3 vértebra. La vértebra C2 es el uno con una apófisis prominente.
- Limpie el músculo alrededor de la parte dorsal de la vértebra utilizando hisopos de algodón estériles.
- Comience a retirar con cuidado la apófisis de C2 con una gubia. Luego, seguir meticulosamente hasta que se vea la parte dorsal de la médula espinal. Asegúrese de que la laminectomía es una laminectomía hemi dorsal. Preste especial atención a la duramadre que rodea la médula espinal, y las arterias en las proximidades de esta área.
- Con # 55 pinzas, diseccionar rostro-caudalmente a lo largo de la duración C2, junto continuar lateralmente a cada lado rostral y caudal.
- Esponja el líquido cefalorraquídeo.
- Hacer una sección lateral bajo la raíz dorsal número cervical 2 con los micro tijeras. Compruebe con un bisturí micro que la extensión de la lesión es lo suficientemente cerca para llegar a la línea media de la médula espinal (véase la figura 2A para una vista dorsal de la lesión). Si no, entonces otro corte podría hacerse para completar la lesión. En caso de sangrado, use hisopos de algodón estériles. Tenga cuidado de no ir al lado contralateral, de lo contrario, el animal no se recupere de la lesión y tendrá una insuficiencia respiratoria.
- La sutura de los músculos como una capa protectora y suturar de nuevo la piel. Limpie la herida con una gasa estéril Betadine saturado.
- Turn-off del vaporizador isoflurano e inyectar los fármacos de reversión (atipamezol [500 mg / kg, im]), verifique la temperatura del cuerpo.
- Cuando el animal comienza a respirar contra el ventilador,desconecte el tubo traqueal del ventilador y retire el tubo orotraqueal. Colocar el animal en una jaula climatizada para la recuperación.
6. El cuidado post-quirúrgico
Después de la cirugía, los animales son controlados continuamente para garantizar el mejor entorno posible para la recuperación. Los antibióticos (Baytril, 5 mg / kg), anti-inflamatorio (Carprofeno, 5 mg / kg) y la buprenorfina (50 mg / kg) medicamentos se administran cada 12 horas durante los primeros 2 días después de la cirugía para prevenir infecciones y reducir la ocurrencia del dolor post-operatorio. Las ratas tienen acceso ad libitum al alimento suave y agua (o agua gelificada para el 1 º día postoperatorio). Fluidos subcutáneos se pueden usar para prevenir la deshidratación en los primeros pocos días después de la operación. El peso corporal y la ingesta de alimentos son monitoreados diariamente. Su entorno se enriquece a través del experimento y el tiempo después de la lesión (doble carcasa, tubos en sus jaulas).
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Representative Results
Extensión de la lesión
El éxito y la reproducibilidad de este modelo experimental particular, dependen de la experiencia de cada manipulador / cirujano. La cantidad subsiguiente de recuperación de las vías respiratorias (la actividad del nervio frénico y la actividad de diafragma) después de una lesión C2 está correlacionada con la ventrolateral restante salvó la materia blanca 21. Dado que la lesión es "hecho a mano" y requiere un poco de práctica por parte del cirujano, la extensión de cada lesión tiene que ser comprobada por técnicas histológicas (fijación del tejido con paraformaldehído al 4%, el corte de tejido congelado, la tinción de violeta de cresilo) para determinar el tamaño exacto tejido dañado (Figura 2B).
Registros electrofisiológicos
Después de un C2 SCI, la actividad del nervio frénico ipsilateral se abolió (Figura 3A, ver Vinit et al. 17para la metodología). La actividad del nervio frénico contralateral no se ve afectada por la lesión y permite la supervivencia de los animales (Figura 3B). 7 días después de la lesión, una ligera actividad se puede grabar en el lado ipsilateral de algunos animales, debido principalmente a la CPP que cruzó la línea media desde el lado contralateral (Figura 3A y 3B). Resultados similares se pueden observar en la actividad del diafragma (Figura 3C y 3D), con una ligera actividad a los 7 días después de la lesión en el lado ipsilateral (Figura 3C). Esta actividad se fortalece con el tiempo después de la lesión y puede ser observado en todos los animales después de pocos meses (no se muestra).
Figura 1. Vista esquemática de la anatomía respiratoria de la rata.A) Vista lateral de la organización de inspiración principal, con los pre-frénico motoneuronas situadas en el rVRG (Tronco Cerebral) y los frénico motoneuronas situadas en el núcleo frénico (C3-C6), que proyectan sus axones al diafragma. B) dorsal Esquema la vista del efecto de una lesión parcial C2 en las vías descendentes respiratorias. Cabe destacar la presencia de las vías frénico cruzado desde el lado contralateral que cruzan la línea media a nivel segmental núcleo frénico. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
La Figura 2. Imágenes de la lesión parcial C2 en la rata. A) foto Dorsal del sitio de la cirugía. La flecha muestra el sitio de la injury. Nótese la ausencia de la vértebra C2 (parte dorsal). B) Reconstrucción de la extensión de la lesión C2 (imagen de la derecha, la extensión en la barra gris) de la sección transversal de la médula espinal (imagen de la izquierda). Barra de escala:. 1.000 m Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
Figura 3. Efectos fisiológicos de una lesión en C2 en la salida de las vías respiratorias. A) Una lesión parcial C2 suprime la actividad del nervio frénico en el lado ipsilateral. Nota una restauración parcial de la actividad del nervio frénico ipsilateral a los 7 días después de la lesión debido a la vía cruzado frénico (CPP). B) Una lesión C2 no afecta a la actividad del nervio frénico contralateral inmediatamentey a los 7 días después de la lesión. C) La lesión parcial C2 suprime la actividad del diafragma ipsilateral. Una ligera actividad aparece a los 7 días después de la lesión, debido principalmente a la actividad de CPP. La deflexión rítmica de la señal observada en el lado ipsilateral es debido a la grabación de artefactos del electrocardiograma. D) Después de una lesión en C2, la actividad diafragma contralateral sigue siendo el mismo que antes de la lesión, y permite que el animal para sobrevivir. Haga clic aquí para ver la imagen más grande.
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Discussion
Dificultades técnicas de hacer el modelo de lesión C2
El modelo murino lesión C2 es una interesante herramienta para estudiar la neuroplasticidad respiratoria post-lesional. Sin embargo, los pasos necesarios para producir un modelo reproducible y fiable son numerosos y cada uno podría tener un impacto en el resultado del estudio. Por ejemplo, durante el proceso de intubación, un cuidado extremo debe ser tomada desde el tubo oro-traqueal puede producir una inflamación de la tráquea, que puede conducir a diversas complicaciones tales como insuficiencia respiratoria obstructiva, además de la insuficiencia respiratoria inicial debido a la propia lesión . Por otra parte, el acceso a la médula espinal durante el procedimiento de cirugía podría ser crítico para la recuperación del animal. Todos los pasos (disección muscular / retracción, de laminectomía dorsal, durotomía, la lesión en sí) tienen que ser realizadas con extrema precaución debido a la presencia de diversas arterias alrededor del sitio de la cirugía y en la médulaespinal. Amplia sangrado se debe evitar ya que la recuperación post-quirúrgica podría verse obstaculizado por la pérdida de sangre, y la isquemia de la médula puede ocurrir además de la lesión.
Otra parte importante para tener en cuenta es la limpieza de los instrumentos y la sala donde se realiza la cirugía. A pesar del hecho de que los antibióticos se inyectan en el animal y sobre el cuidado extremo se utilizaron las condiciones de "pseudo-estéril" durante la cirugía, infección bacteriana podría ocurrir y el impacto de todo el estudio planeado para ser realizado en este modelo. Por ejemplo, la inflamación sistémica inducida por la inyección lipopolisacárido abolirá neuroplasticidad respiratoria 22, y podría tener un impacto y / o ocultar la neuroplasticidad espontánea posterior o el efecto de las estrategias de restauración putativos. El seguimiento de la temperatura del cuerpo durante todo este procedimiento también podría participar para el éxito de hacer este modelo experimental. De hecho, la hipotermia puede actuar como uneuroprotectant de lesión aguda de la médula espinal y puede inducir algunos efectos beneficiosos (ver Ahmad et al. 23 para su revisión).
La sección cervical 2 en un modelo murino es un modelo drástico en términos de discapacidad (locomoción). Es común observar una pérdida de peso una semana después de la lesión por el hecho de que el animal es hemipléjica y experimenta algunas dificultades para llegar a comida y agua. La ayuda apropiada se realiza por el operador después de la cirugía para asegurar que la pérdida de peso es aproximadamente 20% del peso inicial (alimentación manual). Por lo tanto, el punto final del modelo es una caída de peso de 30% del peso corporal inicial en una semana. Aproximadamente una semana después de la cirugía, los animales se recuperan lentamente una locomoción parcial permitiendo que la capacidad de alimentarse por sí mismos y recuperar el peso (ver Lovett-Bar et al. 24 para el estudio de recuperación del aparato locomotor).
Al final del estudio, ya que la lesión C2 es "handmade "por el cirujano, por el bien de la reproducibilidad y fiabilidad del modelo, la extensión de cada lesión tiene que ser reconstruido por técnicas histológicas. Especialmente, cuando se estudia la neuroplasticidad respiratoria, Fuller et al. 21 mostraron que la cantidad de la recuperación de las vías respiratorias después de una lesión C2 se correlacionó con la sustancia blanca ventral salvado restante.
Beneficios del uso de un modelo de rata de la Lesión C2 para el Estudio de la neuroplasticidad respiratoria post-lesional
El modelo murino C2 para estudiar la fisiología respiratoria post-lesional y / o estrategias de supuestos para mejorar / restaurar la insuficiencia respiratoria presenta muchas ventajas ya que: 1) las ratas son fácilmente disponibles de los mejoradores comerciales de todo el mundo; 2) debido a su pequeño tamaño y corta vida, las condiciones ambientales pueden ser controlados cuidadosamente y estrictamente controlados desde el nacimiento hasta la edad adulta; 3) las ratas se han convertido en el primer modelo of neurobiología respiratoria, reemplazando el modelo más tradicional, los gatos. En consecuencia, se dispone de muchos datos en la literatura sobre la neuroanatomía de la rata, la neuroquímica, neurofisiología y respuestas ventilatorias reflejos, proporcionando contexto en el que para realizar e interpretar los resultados experimentales; 4) la (relativamente) bajo la heterogeneidad genética entre cepas de ratas disponibles comercialmente permite la reducción en el número de animales necesarios para alcanzar el poder estadístico, y facilita la comparación de los resultados entre diferentes laboratorios; 5) ratas tienen una tasa de mortalidad muy baja después de una lesión de la médula espinal cervical, lo que reduce el número de animales necesarios para poder estadístico; 6) las ratas tienen una tasa de recuperación del motor muy rápida después de una lesión cervical de la médula espinal (por ejemplo, frente a gatos, perros o primates). En consecuencia, el uso de ratas reduce la longitud de tiempo que el animal requiere atención post-quirúrgica intensiva (por ejemplo, la expresión de la vejiga, la administración de fluidos, etc), y minimizes sujeto animal de socorro; 7) a diferencia de la función del aparato locomotor, la función respiratoria no requiere la motivación de los animales y es fácilmente cuantificable (EMG, ENG nervio frénico, el volumen corriente y la frecuencia del diafragma); 8) un aspecto clave es el "fenómeno frénico cruzado" (CPP). Este tema en particular cuenta con una extensa bibliografía publicada usando ratas como modelo (ver Goshgarian et al 5,16 para recibir comentarios.); 9) Las ratas y los humanos comparten muchas características comunes en su sistema de control respiratorio, que hacen que la rata un buen modelo para el estudio preclínico insuficiencia respiratoria después SCI12 cervical. Por otra parte, un laboratorio ha comenzado a desarrollar con éxito una hemisección C2 en un modelo de ratón 25. Este enfoque proporciona un gran entusiasmo sobre el futuro uso de animales transgénicos.
Un modelo animal clínicamente más relevante es una lesión contusa a nivel cervical 26-28. Sin embargo, la reproducibilidad de la lesión es inconsiStent, principalmente debido a la ubicación de las vías respiratorias descendente y la imposibilidad de hacer una extensa contusión (que reducirá drásticamente la tasa de supervivencia de los animales). Más trabajo se tiene que hacer en la elaboración de modelos contundentes para determinar la forma apropiada para inducir una lesión contusa con déficits permanentes.
Usos para el C2 Lesiones Modelo Murino
Este modelo C2 SCI es particularmente pertinente para el estudio de diversos tipos de plasticidad. Por ejemplo, los cambios moleculares y celulares de los identificados pre-motoneuronas lesionadas situadas en el tronco del encéfalo (rVRG núcleo) 29, así como las motoneuronas frénicos deafferented de nivel 30-32 han sido estudiados. Los procesos inflamatorios subsiguientes 33 y los cambios cytoarchitectural (neto perineuronal cambia 10) han sido investigados después de un C2 SCI. Los cambios estructurales de la columna vertebral (implicación del pa sustitutivathways 34 y la participación de las interneuronas espinales 8) o los cambios ultraestructurales en la placa motora diafragma 4 también participan activamente en la restauración espontánea de la actividad respiratoria después de un C2 SCI. El tema más estudiado en el modelo C2 SCI es las consecuencias fisiológicas de la lesión inicial en el sistema entero respiratoria (volumen corriente, la frecuencia en animales no anestesiados 24) y su posterior recuperación espontánea (es decir, sobre los preparativos anestesiados actividad del nervio frénico 17, el diafragma actividad 16,17 y, más recientemente, la actividad intercostal, 35). Este modelo murino C2 SCI también se ha utilizado para estudiar el deterioro de las extremidades posteriores y la recuperación espontánea posterior e inducida de recuperación después de una estrategia no invasiva (hipoxias intermitente 24).
Conclusión
El modelo murino C2 SCI es un poderosond útil preclínica modelo para estudiar las vías respiratorias y la neuroplasticidad no respiratorio y para probar diversas estrategias terapéuticas supuestos que pueden mejorar la respiración en pacientes con lesión medular.
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Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Acknowledgments
Este trabajo es apoyado por fondos del Programa marco de la Unión Europea de la OIT (FP7/2007-2013) en virtud de acuerdo de subvención n º 246556 (proyecto RBUCE-UP Europea), HandiMedEx asignado por la Junta de Inversión Pública francés. Marcel Bonay fue apoyada por la Chancellerie des las Universidades de Paris (Piernas Poix), el Fonds de Dotation Recherche en Santé respiratoire, y el Centro de Asistencia respiratoire un domicilio d'Île de France (CARDIF)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal | |||
| Male Sprague Dawley Rat | Janvier | 225-250 g | |
| Surgical Instruments | |||
| Student Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 91150-20 | |
| Student Standard Pattern Forceps | Fine Science Tool | 91100-12 | |
| Mayo-Stille Scissors | Fine Science Tool | 14013-15 | Curved |
| Student Vannas Spring Scissors | Fine Science Tool | 91500-09 | Straight |
| Spring Scissors - 8 mm Blades | Fine Science Tool | 15025-10 | Straight Blunt/Blunt |
| Friedman Pearson Rongeur | Fine Science Tool | 16121-14 | Curved |
| Dissecting Knife - Fine Tip | Fine Science Tool | 10055-12 | Straight |
| Olsen-Hegar Needle Holder | Fine Science Tool | 12002-14 | Serrated |
| Weitlaner-Locktite Retractor | Fine Science Tool | 17012-11 | 2x3 Blunt |
| Absorbable surgical sutures | Centravet | BYO001 | Suture size 4-0 |
| Equipment | |||
| Hot Bead Steriliser | Fine Science Tool | 18000-45 | |
| Catheter | Centravet | CAT188 | 16 G |
| Laryngoscope | |||
| Guide wire | |||
| Laryngeal mirror | Centravet | MIR011 | |
| Lactated Ringers | Centravet | RIN020 | |
| Syringe | Centravet | ||
| Needle | Centravet | ||
| O2 | Air Liquid | I1001M20R2A001 | |
| 683 RodentT Ventilator 115/230V | Harvard Apparatus | 55-0000 | |
| Stand-Alone Vaporizer | WPI | EZ-155 | |
| Thin line heated bed | WPI | EZ-211 | |
| Air canister | WPI | EZ-258 | |
| Drugs | |||
| Carprofen | Centravet | ||
| Rimadyl | Centravet | RIM011 | |
| Buprenorphine | Centravet | BUP001 | |
| Baytril | Centravet | BAY001 | |
| Dexmedetomidine | Centravet | DEX010 | |
| Atipamezole | Centravet | ANT201 | |
| Betadine solution | Centravet | VET002 | |
| Isoflurane | Centravet | VET066 | |
References
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