Abstract
De opkomst van radio-compatibele digitale elektronische apparaten is het gebruik van kleine draadloze neuromusculaire recorders en stimulatoren gevraagd voor het bestuderen van in-flight insect gedrag. Deze technologie maakt de ontwikkeling van een insect-machine hybride systeem met een levende insecten platform beschreven in dit protocol. Bovendien is dit protocol geeft de systeemconfiguratie en vrije vlucht experimentele procedures voor evaluatie van de functie van de vliegspieren per ongebonden insect. Voor de demonstratie, gericht we de derde oksel skleriet (3AX) spier te beheersen en het bereiken van links of rechts draaien van een vliegende kever. Een dunne zilverdraad elektrode geïmplanteerd op de 3AX spier aan weerskanten van de kever. Deze zijn verbonden met de uitgangen van een draadloze rugzak (dwz een neuromusculaire elektrische stimulator) aangebracht op de pronotum van de kever. De spier werd gestimuleerd vrije vlucht door afwisselend de stimulatie zijde (links of rechts) of het variëren van de stimulation frequentie. De kever wendde zich tot de ipsilaterale kant wanneer de spier werd gestimuleerd en vertoonden een graded reactie op een toenemende frequentie. De implantatie proces en het volume kalibratie van de 3-dimensionale motion capture camera systeem moet met zorg worden uitgevoerd om te voorkomen dat schade aan de spieren en het verliezen van spoor van de markering, respectievelijk. Deze methode is zeer gunstig voor insectenvlucht bestuderen, aangezien het helpt om de functies van de vlucht spier van belang onthullen vrije vlucht.
Protocol
1. Studie Animal
- Achter individuele Mecynorrhina torquata kevers (6 cm, 8 g) in een aparte plastic containers met houtpellets beddengoed.
- Voed elke kever een kopje suiker gelei (12 ml) om de 3 dagen.
- Houd de temperatuur en vochtigheid van de kweek kamer bij 25 ° C en 60%, respectievelijk.
- Test de vlucht vermogen van elk kever voordat het implanteren van dunne draad elektroden.
- Voorzichtig gooi een kever in de lucht. Als de kever kan vliegen voor langer dan 10 seconden gedurende 5 opeenvolgende studies concluderen dat de kever heeft regelmatig vlucht mogelijkheden en maken gebruik van deze voor de volgende vlucht experimenten. Om de kever te heroveren, schakel alle lichten in de kamer om het donker te maken. Dit zorgt ervoor dat de kever op de vlucht te beëindigen.
Opmerking: Een kever begint spontaan weg te vliegen wanneer ze vrijkomen in de lucht. Het is beter om de vlucht experimenten in een grote gesloten ruimte zoals die getoond in figuur 1 (16 x 8 x 4 m
- Voorzichtig gooi een kever in de lucht. Als de kever kan vliegen voor langer dan 10 seconden gedurende 5 opeenvolgende studies concluderen dat de kever heeft regelmatig vlucht mogelijkheden en maken gebruik van deze voor de volgende vlucht experimenten. Om de kever te heroveren, schakel alle lichten in de kamer om het donker te maken. Dit zorgt ervoor dat de kever op de vlucht te beëindigen.
2. Electrode Implantatie
- Verdoven de kever door het plaatsen van het in een plastic container gevuld met CO 2 voor 1 min 13,16,20-24.
- Verzachten tandheelkundige wax door dompelen in heet water gedurende 10 sec. Plaats de verdoofde kever op een houten blok en immobiliseren het met de zachte tandheelkundige wax. De tandheelkundige wax nature koelt en stolt binnen een paar minuten.
- Cut geïsoleerde zilveren draden (127 urn bare diameter, 178 urn diameter wanneer bekleed met perfluoralkoxy) in lengten van 25 mm als dunne draadelektroden gebruikt voor implantatie.
- Expose 3 mm kale silver door vlammende de isolator aan beide uiteinden van elke draad.
- Ontleden de bovenkant van cuticula de kever met behulp van een fijne punt schaar een sma creërenll raam van ongeveer 4 x 4 mm op metepisternum (figuur 2c). Opmerking: Een lichtbruin gekleurde cuticula wordt vervolgens blootgesteld, zoals getoond in figuren 2c - e. De 3AX spier bevindt zich onder de zachte nagelriemen.
- Pierce twee gaten op de blootgestelde bruine cuticula met een insect pin (maat 00) met een afstand van 2 mm tussen de twee gaten (Figuur 2d).
- Plaats twee draadelektroden (inclusief één actief en één retourelektroden bereid in stap 2,4) voorzichtig door de gaten en implanteren ze in elk 3AX spier op een diepte van 3 mm.
- Zet de geïmplanteerde elektroden en houd ze op hun plaats om contact en kortsluitingen te vermijden door het droppen van gesmolten bijenwas op de gaten. Indien nodig, reflow de bijenwas over de cuticula door het aanraken van de bijenwas met de punt van een hete soldeerbout. De bijenwas snel stolt en versterkt de implantatie.
Opmerking: Om te controleren of de implantatie correct is, de dekschilden van de bietenle kan worden om de beweging van de spieren 3AX observeren tijdens elektrische stimulering.
3. Draadloze Backpack Assembly
Noot: De rugzak bestond uit een ingebouwde radio microcontroller op een gelaagde 4 FR-4 board (1,6 x 1,6 cm 2). De rugzak werd aangedreven door een lithium-polymeer microbatterij (3,7 V, 350 mg, 10 mAh). De totale massa van de rugzak met de batterij was 1,2 ± 0,26 g die kleiner is dan het laadvermogen van de kever (30% van 10 g lichaamsgewicht). De rugzak werd voorgeprogrammeerd om draadloze communicatie te ontvangen en had twee uitgangskanalen.
- Reinig het pronotum oppervlak (verwijder de waslaag op de cuticula) met dubbelzijdig tape. Maak dan de rugzak op de pronotum van de kever met een stukje dubbelzijdige tape.
- Sluit de uiteinden van de geïmplanteerde elektroden op de uitgangen van de rugzak.
- Wikkel retroreflecterende tape rond de MicroBattery om een markering te produceren for motion capture camera's op te sporen.
- Bevestig de microbatterij naar de top van de rugzak met een stukje dubbelzijdig plakband zodat de retroreflecterende tape door beweging capture camera kunnen worden gedetecteerd.
4. Wireless Control System
Opmerking: In dit geval is de term draadloze besturing is voorzien van een ontvanger voor de afstandsbediening, een laptop computer aan de aangepaste flight control software te draaien, een basisstation, de rugzak en de motion capture systeem.
- Sluit het basisstation en de ontvanger van de afstandsbediening om de laptop computer via USB-poorten.
- Schakel de motion capture-systeem en sluit deze aan op de laptop computer via een Ethernet-poort.
- Voer volume kalibratie door zwaaiend met de kalibratie toverstokje (verstrekt door de leverancier gezelschap van de motion capture-systeem) volledig te dekken van de motion capture ruimte.
- Open de motion capture software van de desktop van de laptop. Klik en drag om alle camera's te selecteren in het menu "Systeem" van de "Resources" panel.
- Klik op het menu "3D Perspectief" en selecteer "Camera" om naar de camera te bekijken. Klik op het tabblad "Camera" op de "Tools" paneel om de kalibratie setup te laten zien. Klik op "Start" op de "Create Camera Maskers" menu om het geluid van de camera's weg te nemen en vervolgens "Stop" na de ruis wordt gemaskeerd in blauw.
- Klik op en selecteer "5 Marker Wand & L-Frame" in het menu "Wand" en het menu "L-Frame" op het tabblad "Camera". Stel de "Wand Count" tot 2500, klikt u op "Start" op het menu "Calibrate camera's", en zwaaien de kalibratie staf door de hele motion capture ruimte. De kalibratie proces stopt als de staf telling 2500 bereikt.
- Herhaal het kalibratieproces als beeldfoutbronnen (onderaan de tab "camera" van het panel "Tools") hoger is dan 0,3 fof een camera. Na het kalibreren, zet de staf op de vloer in het midden van de motion capture ruimte en klik op "Start" op het menu "Set Volume Origin" naar de oorsprong van de motion capture ruimte in te stellen.
- Controleer de dekking van het motion capture systeem met behulp van een dummy-test om de beweging pad van een marker zwaaide door een gebruiker in de motion capture ruimte opnemen en bevestigen of de markering wordt gedetecteerd en gevolgd. Als de markering vaak verloren gaat tijdens de detectie, herhaal volume kalibratie totdat de dummy-test slaagt.
- Klik op het tabblad 'Capture' op de "Tools" paneel en vervolgens op "Start" op het menu "Capture" voordat zwaaiend met de sample marker door de hele motion capture ruimte om zijn baan op te nemen.
- Na de opname, klikt u op "Voert de Reconstruct pijplijn" om de posities van de marker te reconstrueren en controleer de kwaliteit van de opname.
- Sluit de klemmen van de microbde kracht pinnen van de rugzak CCU (in stap 3.4 bevestigd aan de rugzak).
- Test de draadloze communicatie tussen de laptop en de rugzak met behulp van de aangepaste flight control software. Klik op de opdracht "Start" op de software en controleer de weergegeven status van de verbinding.
5. Vrije Vlucht Experiment
- Het uitvoeren van de vrije vlucht experiment in een vlucht arena meet 16 x 8 x 4 m 3.
- Voer de juiste parameters om de vlucht control software (voltage, pulsbreedte, frequentie en duur van de stimulatie). Opmerking: Voor demonstratie, we bevestigd de spanning 3 V, pulsbreedte 3 msec, en de duur stimulatie 1 sec en varieerde de frequentie 60-100 Hz.
- Op de software-scherm, type 3 voor 3 V in het vak "Voltage", 1.000 voor 1000 msec in de "Stimulation Duur" box, 3 voor 3 ms in het vak "Pulse Width" en een gewenste frequentie in Hz in de " Frequency "box on het commando venster.
- Laat de rugzak bevestigd kever in de lucht waardoor het vrij binnen de vlucht arena vliegen. Handmatig te activeren de stimulatie als de kever komt in de motion capture ruimte. Druk op de juiste opdracht knop (links of rechts) op de afstandsbediening om het doel spieren te stimuleren aan de linker- of rechterkant van de kever.
Let op: Zodra de knop wordt ingedrukt, de flight control software die draait op de laptop genereert het commando en stuurt het naar de rugzak. De rugzak voert vervolgens de elektrische prikkel om de spier van belang (links of rechts). - Let op de reactie van de kever in real time tijdens de stimulatie en reconstrueren van de gegevens met behulp van 3D-grafische software.
- Selecteer een van de proeven zijn opgenomen in de lijst met gegevens van het venster "Beetle Display" en klik op "Export Panda" om de gegevens van dat proces naar de map analyse te kopiëren en de 3D-grafische module.
- Druk op de "N" ophet toetsenbord om de stimulus signaal te combineren met het opgenomen van de bal. Op I aan de baan van de kever met de gemarkeerde perioden stimulatie vertonen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De elektrode implantatieprocedure is weergegeven in figuur 2 dunne zilverdraad elektroden werden geïmplanteerd in de 3AX spier van de kever door kleine gaten gemaakt op de zachte opperhuid op de spier (figuren 2d - e).. Deze zachte opperhuid is zojuist boven de apodema van de basalar spieren na het verwijderen van het voorste deel van de metepisternum (figuren 2d - c). De elektroden werden vervolgens vastgezet met bijenwas (figuur 2F).
Figuur 3 toont de procedures voor het construeren van een insect-machine hybride systeem met een intact kever. Figuren 2 en 3b de methoden voor het implanteren van dunne metalen draden (stimulatieelektroden) in een spier van belang (bijvoorbeeld tonen, in figuur 2, de 3AX spier werd gebruikt in deze studie) enmonteren van een rugzak op de pronotum van een kever. De vrije uiteinden van de draden werden ingebracht in de gaten van de jumper connector van de rugzak, die elektrisch zijn verbonden met de I / O pinnen van de microcontroller geïntegreerd op de rugzak (figuur 3c). Tenslotte werd een microbatterij gemonteerd en de voedingskabel van de microbatterij is verbonden met de openingen in de jumperconnector die naar de grond en positieve voedingsklemmen van de microcontroller.
Het draadloze systeem is weergegeven in figuur 4. Wanneer de gebruiker op een opdracht knop op de afstandsbediening (Figuur 4c), de vlucht besturingssoftware in de laptop computer (figuur 4d) genereert en draadloos stuurt de opdracht naar de rugzak aan de onderzijde station (Figuur 4b). De motion capture systeem (figuur 4e) detecteert de positie (X, Y en Z) van de bietenle en markeert het met een tijdstempel. Deze data wordt vervolgens naar de laptop computer, en de vlucht besturingssoftware synchroniseert de gegevens met de stimulatiesignalen.
Representatieve draaibediening resultaten zijn weergegeven in figuur 5. De activatie van de spier 3AX bleek een afname van de vleugelslag amplitude van de ipsilaterale kant 13 veroorzaken, hetgeen resulteert in het uitvoeren van een kever ipsilaterale draai in vrije vlucht. De elektrische stimulatie van de spier 3AX vertoonde een vergelijkbaar effect als de kever zich tot de ipsilaterale kant wanneer de linker of rechter 3AX spier werd gestimuleerd 13. De draaiende snelheid van de kever werd ingedeeld als een functie van de stimulatie frequentie.
Figuur 1:. Vrije vlucht arena arrangement De vrije vlucht arena werd gerangschikt intwee delen: de controle ruimte (3,5 x 8 x 4 m 3) werd gebruikt voor het opzetten van de implantatie kit (microscoop en dissectie-instrumenten) en controle booth (computer, draadloos basisstation, en de camera controller), terwijl de motion capture ruimte ( 12,5 x 8 x 4 m 3) werd bedekt met 20 nabij-infrarood camera's om de positie (X, Y, en Z) van de kever nemen. De vlucht arena was uitgerust met 30-verlichting panelen (60 x 60 cm 2, 48 W) om het zo helder als overdag omstandigheden tijdens het experiment te maken. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2:. Procedure voor elektrode implantatie De kever werd verdoofd en geïmmobiliseerd met tandheelkundige wax op een houten blok voor de implantatie procedure. (A - <strong> c) Een klein venster werd geopend op de metepisternum van de kever voor toegang tot de 3AX spier. (D) Met een insect pin, twee gaten met een afstand van 2 mm werden doorboord aan de binnenzijde cuticula de 3AX spier draagt. (E) De elektroden werden in de spieren via deze gaten gestoken en op zijn plaats gehouden met een pincet zodat geen overspraak zich tussen de uiteinden. . (F - g) De elektroden werden vervolgens bevestigd aan de kever met behulp van bijenwas Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3:. Procedure voor een insect-machine hybride systeem te produceren met behulp van een intacte kever (a) De spier van de rente op een levende kever werd geïmplanteerd witha paar zilveren draad elektroden. (B) Na de vaststelling van de elektroden met bijenwas, we gemonteerd de rugzak op de pronotum van de kever met dubbelzijdig tape. (C) de vrije uiteinden van de elektroden in de uitgangen van de rugzak geschoven en met micropin headers. (D) Een MicroBattery, die was bedekt met retro-reflecterende tape, werd gemonteerd op de rugzak met dubbelzijdig tape en is aangesloten op de macht pinnen van de rugzak. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4:. Draadloos systeem voor vrije vlucht experiment Het draadloze systeem bestaat uit (a) een cyborg kever, (b) een draadloos basisstation, (c (d) een operationele laptop met een Bluetooth-ontvanger aangesloten, en (e) een 3D motion capture systeem. Wanneer de gebruiker de opdracht knop op de afstandsbediening drukt, de aangepaste flight control software op de laptop stuurt de stimulatie opdracht draadloos naar de cyborg kever via een basisstation dat via een USB-poort in de laptop is aangesloten. Zodra de rugzak de opdracht ontvangt, genereert een elektrisch signaal dat de stimulus spier stimuleert. Tegelijkertijd, de motion capture systeem registreert de 3D-coördinaten van de kever en voedt ze naar de laptop voor synchronisatie met de stimulatie van gegevens. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Het gedrag van de beetle vanwege de elektrische stimulatie van de spier in 3AX vrije vlucht. (a) De tor gedraaid de ipsilaterale kant wanneer de linker of rechter 3AX spier werd gestimuleerd en de draaiende beweging werd beoordeeld als een functie van de stimulatiefrequentie. (B) De zigzag pad van de vliegende kever wanneer de linker of rechter 3AX spier werd gestimuleerd sequentie. De stimulus parameters waren een amplitude van 3 V, een pulsbreedte van 3 msec, en een frequentie van 60-100 Hz. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 6: Voorgestelde marker sets voor het bijhouden van de 3D-oriëntatie (roll, pitch en yaw) van de kever Configuratie met (a) drie markers, (b) vier.markers, en (c) vijf markers. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het implantatieproces is belangrijk omdat het de betrouwbaarheid van het experiment beïnvloedt. De elektroden moeten in de spier worden geplaatst op een diepte van 3 mm of minder, afhankelijk van de grootte van de kever (vermijden van contact met nabijgelegen spieren). Als de elektroden raken de spieren in de buurt, kunnen ongewenste motorische handelingen en gedragingen voordoen als gevolg van de inkrimping van de nabijgelegen spieren. De twee elektroden moeten goed worden afgestemd dat er geen kortsluiting optreedt. Bij smelten en terugvloeiende bijenwas met een soldeerbout, het experimentator moet voorzichtig zijn en zo snel mogelijk solderen, omdat de spier kan verbranden van langdurige blootstelling aan hoge temperaturen, wat leidt tot een defect van de spier. Hoewel het verwijderen van de cuticula is nodig voor de 3AX spier, het inbrengen en het afdichten neemt minder dan een minuut en is geslaagd om schade aan de spier beperken. De insecten werden teruggegeven aan de opvoeding kamer na de proeven en kon overleventot 3 maanden (einde van hun levensduur). Om goede prestaties van de kever de kever worden toegevoerd en kunnen rusten gedurende 3 tot 4 uur na elke 20 opeenvolgende onderzoeken als het insect vermoeid kan veranderen na vele opeenvolgende (40-50) vlucht proeven en kunnen niet kunnen openen handhaven zijn vleugels.
Als voor de vrije vlucht experiment, volume kalibratie voor de motion capture systeem is noodzakelijk, omdat het traject volgen nauwkeurigheid beïnvloedt. Het is belangrijk volgens de camera volledig van de golven van de kalibratie wand vullen met een beeld afwijking van minder dan 0,3 voor elk van de camera's om de juistheid van de ontwerp volgsysteem handhaven. Bovendien moet het oppervlak van de marker schoon zijn, of de 3D motion capture systeem kan vaak missen de markering. Na de kalibratie een dummy-test moet worden uitgevoerd door zwaaiend met de batterij omwikkeld met retro-reflecterende tape in de gedefinieerde volume om de dekking van de motion capture te vergewissen. Om uit te proberende motion tracking nauwkeurigheid, meten we de afstand van twee markers bewegen in de vlucht arena. De merkers waren op een karton met een afstand van 200 mm van elkaar. Het bestuur werd verplaatst in de gehele vlucht arena om verschillende posities van de twee markers te verkrijgen. De standaarddeviatie werd vervolgens berekend aan 1,3 mm (n = 3000) zijn.
De vrije vlucht testfaciliteit (figuren 1 en 4) stelt ons in staat om de positie (X, Y en Z) van een vliegend insect te volgen samen met een tijdstempel. Aangezien slechts een enkele marker om de kever en de 3D motion capture systeem is aangesloten detecteert alleen dat marker, de kever wordt behandeld als een deeltje of een massa punt. Als zodanig, gegevens van de vliegende kever heeft positionele informatie maar mist oriëntatie. Daarom kinematische analyse van de positiegegevens van de kever uitsluitend de translatorische snelheid en versnelling langs de X, Y en Z assen zonder hoeksnelheid of hoekversnelling inrotaties om de yaw, pitch en roll assen. Meerdere markeringen op een vaste kever (zoals die getoond in figuur 6) worden gebruikt voor de 3D motion capture systeem om de vliegende insecten behandelen als een star lichaam en opnemen rotatie en translatie data. Wel moet de experimentator nota van de bijdrage van deze markers om de kinetiek van een vliegende kever te nemen, omdat de marker is niet een klein stukje tape, maar moet groot genoeg om te worden gedetecteerd door de camera systeem met een minimum-tracking verlies te zijn. Een dergelijke opstelling en de bevestiging van meerdere markers kan een aanzienlijke verhoging van zijn massa en traagheidsmoment 25. Daarnaast kan de grootte van de vlucht arena zo groot mogelijk worden ingesteld binnen het dekkingsgebied van het motion tracking systeem de beperkingen van het vrije vluchtgedrag van de kever verminderen. Voor dit artikel, is de grootte van de vlucht arena gedefinieerd op basis van de maximale dekking van de motion capture systeem (12,5 x 8 x 4 m 3).
bijv., De basalar spier voor een contralaterale bocht 7 en 3AX spieren voor een ipsilaterale bocht 13. Bovendien kunnen bepaalde delen van het zenuwstelsel van een insect verschillende reacties. Optic kwab stimulatie kan vlucht initiatie 7 induceren, terwijl het stimuleren van de antennes contralaterale draaien in een wandelende robot 12 kan induceren. Bovendien kunnen we de werking van de rugzak veranderen van een elektrische stimulator een elektromyografie recorder op de activiteiten van een insect opnemen tijdens het natuurlijke gedrag 3,26.
De vrije vlucht stimulatie van de kever heeft geholpen te onthullen en bevestigen de natuurlijke functie van de 3AX spier door enabling opmerkingen van de onmiddellijke reactie van de insecten vrij te bewegen in de lucht. Dergelijke informatie is niet beschikbaar in tethered omstandigheden 11,13,27-30. Het gedrag van een insect wordt beperkt onder aangebonden omstandigheden en kunnen afwijken van die in vrije vlucht zijn, wat kan leiden tot een verkeerd begrip van insect gedrag. Zo vrije vlucht stimulatie met behulp van deze techniek is een krachtig instrument voor het valideren van de hypotheses getrokken uit tethered experimenten. Bovendien, een insect-machine hybride systeem is superieur aan de huidige kunstmatige klapperen robots in termen van locomotief mogelijkheden en stroomverbruik 13,17,31,32.
Insect-machine hybride systemen kunstmatige robots vervangen in de toekomst als ze erven de complexe en flexibele structuur en locomotief mogelijkheden van een levende insecten en vermindering van de productietijd van het fabricageproces. Diverse locomotief mogelijkheden kunnen een insect-machine hybride systeem om meer te werken helpenefficiënt in beperkte ruimtes die de combinatie van lopen en vliegen, bijvoorbeeld betrekken bij reddingsoperaties. Daarnaast kunnen insect-machine hybride systemen eventueel worden gebruikt als een instrument voor insectenbestrijding in de landbouw als het kan in staat zijn om zich te mengen in de natuurlijke insect kolonies en helpen om hun activiteiten te controleren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Mecynorrhina torquata beetle | Kingdom of Beetle Taiwan | 10 g, 8 cm, pay load capacity is 30% of the body mass Aproval of importing and using by Agri-Food and Veterinary Authority of Singapore (AVA; HS code: 01069000, product code: ALV002). |
|
| Wireless backpack stimulator | Custom | TI CC2431 micocontroler The board is custom made based on the GINA board from Prof. Kris Pister’s lab. The layout of GINA board can be found at https://openwsn.atlassian.net/wiki/display/OW/GINA |
|
| Wii Remote control | Nintendo | Bluetooth remote control to send the command to the operator laptop | |
| BeetleCommander v1.8 | Custom. Maharbiz group at UC Berkeley and Sato group at NTU | Establish the wireless communication of the backpack and the operator laptop. Configure the stimulus parameters and log the positional data. Visualize the flight data. | |
| GINA base station | Kris Pister group at UC Berkeley | TI MSP430F2618 and AT86RF231 | |
| Motion capture system | VICON | T160 | 8 cameras for a flight arena of 12.5 m x 8 m x 4 m |
| Motion capture system | VICON | T40s | 12 cameras for a flight arena of 12.5 x 8 x 4 m |
| Micro battery | Fullriver | 201013HS10C | 3.7V, 10 mAh |
| Retro reflective tape | Reflexite | V92-1549-010150 | V92 reflective tape, silver color |
| PFA-Insulated Silver Wire | A-M systems | 786000 | 127 µm bare, 177.8 µm coated, 3 mm bare silver flame exposed at tips |
| SMT Micro Header | SAMTEC | FTSH-110-01-L-DV | 0.3 mm x 6 mm, bend to make a 3 mm long slider to secure the electrode into the PCB header. |
| Beeswax | Secure the electrodes | ||
| Dental Wax | Vertex | Immobilize the beetle | |
| Insect pin | ROBOZ | RS-6082-30 | Size 00; 0.3 mm Rod diameter; 0.03 mm tip width; 38 mm Length Make electrode guiding holes on cuticle |
| Tweezers | DUMONT | RS-5015 | Pattern #5; .05 mm x .01 mm Tip Size; 110 mm Length Dissecting and implantation |
| Scissors | ROBOZ | RS-5620 | Vannas Micro Dissecting Spring Scissors; Straight; 3mm Cutting Edge; 0.1 mm Tip Width; 3" Overall Length Dissecting and implantation |
| Potable soldering iron | DAIYO | DS241 | Reflow beeswax |
| Hotplate | CORNING | PC-400D | Melting beeswax and dental wax |
| Flourescent lamp | Philips | TL5 14W | Light the entire flight arena with 30 panels (60 x 60 cm2). Each panel has 3 lamps. 14 W, 549 mm x 17 mm |
References
- Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. Wireless Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of a Locust. J. Exp. Biol. 185 (1), 367-373 (1993).
- Fischer, H., Kautz, H., Kutsch, W. A Radiotelemetric 2-Channel Unit for Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of the Desert Locust, Schistocerca Gregaria. J. Neurosci. Methods. 64 (1), 39-45 (1996).
- Ando, N., Shimoyama, I., Kanzaki, R. A Dual-Channel FM Transmitter for Acquisition of Flight Muscle Activities from the Freely Flying Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Neurosci. Methods. 115 (2), 181-187 (2002).
- Sanchez, C. J., et al. Locomotion control of hybrid cockroach robots. J. R. Soc. Interface. 12 (105), (2015).
- Sato, H., et al. A cyborg beetle: insect flight control through an implantable, tetherless microsystem. IEEE 21st International Conference on Micro Electro Mechanical Systems, , 164-167 (2008).
- Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. Balloon-Assisted Flight of Radio-Controlled Insect Biobots. IEEE Trans. Biomed. Eng. 56 (9), 2304-2307 (2009).
- Sato, H., et al. Remote Radio Control of Insect Flight. Front. Neurosci. 3, (2009).
- Daly, D. C., et al. A Pulsed UWB Receiver SoC for Insect Motion Control. IEEE J. Solid-State Circuits. 45 (1), 153-166 (2010).
- Maharbiz, M. M., Sato, H.
- Tsang, W. M., et al. Remote control of a cyborg moth using carbon nanotube-enhanced flexible neuroprosthetic probe. 2010 IEEE 23rd International Conference on Micro Electro Mechanical Systems (MEMS), , 39-42 (2010).
- Hinterwirth, A. J., et al. Wireless Stimulation of Antennal Muscles in Freely Flying Hawkmoths Leads to Flight Path Changes. PloS ONE. 7 (12), (2012).
- Whitmire, E., Latif, T., Bozkurt, A. Kinect-based system for automated control of terrestrial insect biobots. Engineering in Medicine and Biology Society (EMBC), 2013 35th Annual International Conference of the IEEE, , 1470-1473 (2013).
- Sato, H., et al. Deciphering the Role of a Coleopteran Steering Muscle via Free Flight Stimulation. Curr. Biol. 25 (6), 798-803 (2015).
- Erickson, J. C., Herrera, M., Bustamante, M., Shingiro, A., Bowen, T. Effective Stimulus Parameters for Directed Locomotion in Madagascar Hissing Cockroach Biobot. PLoS ONE. 10 (8), e0134348 (2015).
- Zhaolin, Y., et al. A preliminary study of motion control patterns for biorobotic spiders. Control & Automation (ICCA), 11th IEEE International Conference, , 128-132 (2014).
- Feng, C., Chao, Z., Hao Yu, C., Sato, H. Insect-machine hybrid robot: Insect walking control by sequential electrical stimulation of leg muscles. Robotics and Automation (ICRA), 2015 IEEE International Conference, , 4576-4582 (2015).
- Cao, F., et al. A Biological Micro Actuator: Graded and Closed-Loop Control of Insect Leg Motion by Electrical Stimulation of Muscles. PLoS ONE. 9 (8), e105389 (2014).
- Zhao, H., et al. Neuromechanism Study of Insect-Machine Interface: Flight Control by Neural Electrical Stimulation. PLoS ONE. 9 (11), e113012 (2014).
- Tsang, W. M., et al. Flexible Split-Ring Electrode for Insect Flight Biasing Using Multisite Neural Stimulation. IEEE Trans. Biomed. Eng. 57 (7), 1757-1764 (2010).
- Barron, A. B. Anaesthetising Drosophila for behavioural studies. J. Insect Physiol. 46 (4), 439-442 (2000).
- Cooper, J. E. Anesthesia, Analgesia, and Euthanasia of Invertebrates. ILAR Journal. 52 (2), 196-204 (2011).
- Miller, T. A. Insect neurophysiological techniques. , Springer Science & Business Media. (2012).
- Leary, S., et al. AVMA guidelines for the euthanasia of animals. , (2013).
- Heath, B., West, G., Heard, D., Caulkett, N. Mobile Inhalant Anesthesia Techniques. in Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia. , Blackwell Publishing Ltd. 75-80 (2008).
- Mischiati, M., et al. Internal models direct dragonfly interception steering. Nature. 517 (7534), 333-338 (2015).
- Kutsch, W., Berger, S., Kautz, H. Turning Manoeuvres in Free-Flying Locusts: Two-Channel Radio-Telemetric Transmission of Muscle Activity. J. Exp. Zoolog. Part A Comp. Exp. Biol. 299 (2), 139-150 (2003).
- Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. Active Control of Free Flight Manoeuvres in a Hawkmoth, Agrius Convolvuli. J. Exp. Biol. 211 (3), 423-432 (2008).
- Sato, H., Maharbiz, M. M. Recent developments in the remote radio control of insect flight. Front. Neurosci. 4, (2010).
- Tien Van, T., et al. Flight behavior of the rhinoceros beetle Trypoxylus dichotomus during electrical nerve stimulation. Bioinsp. Biomim. 7 (3), 036021 (2012).
- Sane, S. P., Dickinson, M. H. The control of flight force by a flapping wing: lift and drag production. J. Exp. Biol. 204 (15), 2607-2626 (2001).
- de Croon, G. C., et al. Design, aerodynamics and autonomy of the DelFly. Bioinsp. Biomim. 7 (2), 025003 (2012).
- Ma, K. Y., Chirarattananon, P., Fuller, S. B., Wood, R. J. Controlled Flight of a Biologically Inspired, Insect-Scale Robot. Science. 340 (6132), 603-607 (2013).
