Abstract
Ischemische hartziekte (IHD), of acuut coronair syndroom (ACS), is een van de belangrijkste doodsoorzaken in de Verenigde Staten. IHD wordt gekenmerkt door verminderde bloedtoevoer naar het hart, wat resulteert in het verlies van zuurstof en de daaropvolgende necrose van de hartspier. De MI-model heeft aan populariteit gewonnen voor het gebruik ervan als een korte-termijn ischemie-reperfusie model en een lange termijn permanente ligatie model. Hieronder beschrijven we een betrouwbare methode voor de permanente ligatie van de LAD. Met de muis genetische manipulatie technologie steeds geavanceerder, en met een toenemende beschikbaarheid van hoogwaardige muizen chirurgische instrumenten, is de muis uitgegroeid tot een populair model voor MI ingrepen. Onze chirurgische model omvat het gebruik van een gemakkelijk omkeerbare verdoving voor het snelle herstel van de muis; een minimaal invasieve intubatie zonder tussenkomst van een tracheotomie; en een thoracentese door de oorspronkelijke thoracotomy site zonder het creëren van een extra incisie in de borst, zoalsgedaan in een aantal andere methoden, om overtollig bloed en lucht effectief uit de borstholte. Deze methode is relatief minder ingrijpend dan andere methoden, die reduceert chirurgische en post-operatieve complicaties en mortaliteit en verbetert de reproduceerbaarheid.
Introduction
Hart-en vaatziekten, of ACS, is de meest voorkomende cardiovasculaire gebeurtenis en zal de belangrijkste oorzaak van morbiditeit en mortaliteit wereldwijd worden beschouwd in 2020 1. De oorzaak van ACS is de aanwezigheid van een myocardiaal trombose als gevolg van de breuk van een coronaire atherosclerotische plaque blokkeert of verlaagt de bloedtoevoer naar het hartweefsel 2. Daarom zijn er klinische symptomen die op de aanwezigheid van acute myocard ischemie, zoals myocardinfarct (MI) 3, 4. MI leidt tot een gewichtsverlies van de cardiomyocyten en progressie naar pathologische ventriculaire remodeling, wat kan leiden tot ventriculaire dysfunctie en hartfalen 5, 6.
Een van de meest effectieve manieren om IHD studie is voor de menselijke myocardinfarct na te bootsen in een diermodel. Dit wordt bereikt door occlusie van de LAD inmuizen. Met behulp van dit model, bestuderen we hoe het hart kan worden beschermd tegen de schade als gevolg van IHD.
De afgelopen tien jaar hebben onderzoekers verschoven van het gebruik van grotere diermodellen kleinere dieren, zoals de verschuiving van ratten muizen. De kleinere muismodel begint de voorkeur om vele redenen, waaronder hun kleine afmetingen, grote worpgrootte, lage kosten te handhaven en korte dracht, evenals voor het uitgestrekte beschikbaarheid van transgene en gen-knockout modellen 7. Hoewel muizen zijn klein in omvang, zijn er nieuwe chirurgische instrumenten die speciaal voor hen geholpen bij deze ontwikkeling. Onze methode maakt gebruik van deze nieuwe chirurgische instrumenten.
Hoewel verschillende methoden toe te passen een invasieve tracheotomie, maken we gebruik van een minder invasieve methode van intubatie. Met behulp van overhead verlichting van de orofarynx, intuberen we, zonder een insnijdingen, die een veiliger en minder traumatische ervaring voor tHij dier. De muis wordt vervolgens op een ventilator geplaatst en bewaard op isofluraan gedurende de gehele procedure. Door de korte duur van de anesthesie geproduceerd door de drug, het duurt maar een paar minuten voor het dier te herstellen van de verdoving eenmaal is stopgezet. Onze chirurgische model bevat ook een minimaal invasieve thoracentese. De zorgvuldige verwijdering van bloed en overtollige lucht uit de borstholte via thoracentese door de oorspronkelijke thoracotomie incisie gericht een gemeenschappelijke postoperatieve complicaties van de LAD ligatie: de spanning pneumothorax. Deze werkwijze, waarbij het noodzakelijk is dat de additionele incisies gebruikt in andere werkwijzen één voor de tracheotomie en een voor de thoracentese-heeft opgeleverd minder postoperatieve complicaties voorkomt en drastisch verminderd mortaliteit.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dit dier protocol is beoordeeld en goedgekeurd door de Institutional Animal Care en gebruik Comite (IACUC) op Rhode Island Hospital goedgekeurd.
1. Anesthesie en intubatie
- Weeg de muis om de dosering van postoperatieve pijn medicatie te berekenen.
- Plaats de muis in een inductie kamer en lever 4% isofluraan gedurende 9-10 min, monitoring het dier gedurende. Schakel een hete kraal sterilisator zodat de inrichting kan verwarmen tot ongeveer 250 ° C. 20 min - voorverwarmen 15 nemen.
- Zodra de muis een diep niveau van verdoving, met een ademhaling van ongeveer 32 ademhalingen / min bereikt, plaatst de muis liggende op piepschuim bord en gebruik een elastische band bevestigd onder de bovenste snijtanden naar de mond open te houden. Bevestig sedatie door het uitvoeren van een teen knijpen. Positioneren van een hoge intensiteit illuminator boven de muis, zodat de mondkeelholte kan worden gevisualiseerd.
- Met gebogen tang om de kaak en een ander paar openenvan een tang om de tong te tillen uit de weg. Zorg ervoor dat u intuberen terwijl gepositioneerd op of net onder ooghoogte met het lichaam van de muis. Het gebruik van chirurgische loepen wordt aanbevolen.
- Visualiseren het openen en sluiten van de stembanden. In geopende plaats een 20-gauge, 1-bij intraveneuze (IV) katheter met een stompe naald van introducer. Met de naald aan de katheter geleiden naar de tracheale opening, maar vermijd het inbrengen van de naald in de luchtpijp. Controle van de juiste plaatsing kan worden gedaan met behulp van een plastic overdracht pipet.
- Breng de geïntubeerd muis een werkoppervlak voorzien van een verwarmingsinrichting. Sluit de muis een kleine knaagdieren ventilator ingesteld op een slagvolume van 150 ul / slag en slagsnelheid van 130 slagen / min.
- Lever 2,5% isofluraan. Controleer of de intubatie door te controleren op bilaterale borst stijgen. Controleer anesthesie door het uitvoeren van een teen knijpen. De muis kan het nodig zijn 5-10 min op de ventilator volledig onder narcose te worden.
- De band naar beneden intubatiebuis de verbindende plaats tussen de ventilator en de IV katheter. Band naar beneden de extremiteiten. Plaats steriele smeren druppels op de ogen.
- Trim de ventrale linkerkant van de thorax met een elektrisch scheerapparaat. Stof van de geschoren vacht een droge doek en breng een laagje ontharingscrème met een steriel wattenstaafje. 45 s - De crème moet in contact komen met de haarfollikels ongeveer 30 blijven.
- Terwijl de crème werkwijzen plaats drie steriele wattenstaafjes drie 1,5 ml buizen gevuld met Betadine doorweekt. Gebruik doekjes bevochtigd met gedestilleerd water, veeg de room en bont afstand.
- Reinig het operatiegebied driemaal afwisselend betadine en steriele 70% isopropanol prep pads, reiniging in een ronddraaiende bewegingen van centrum tot periferie. Plaats een steriel laken met een kwart-en kleinbedrijf gat over het operatiegebied van de muis.
- Reinig de omgeving van de mouse met 70% ethanol. Controleer anesthesie eens meer met een teen knijpen.
3. Ligatie LAD
- Plaats de geautoclaveerd chirurgische instrumenten in hete kraal sterilisator voorverwarmd tot 250 ° C gedurende ongeveer 20 s. Plaats de gesteriliseerde instrumenten steriel geautoclaveerd chirurgische laken. Don chirurgische handschoenen.
- Met fijne punt tang om de huid til op een punt ongeveer 5 mm links van de prominente zwaardvormig kraakbeen. Gebruik een chirurgische scalpel met een nr 10 blad om een verticale incisie in de huid omhoog te maken van dit punt, om het niveau van het manubrium.
- Met gebogen pincet voorzichtig scheiden de huid en spierlagen. Open de spierlaag, naar aanleiding van de huid incisie. Plaats twee 5-0 polypropyleen hechtingen door de spierlaag, een aan beide zijden van de incisie, en zet de hechtingen tijdelijk met klemmen aan de spierlaag open te houden.
- Identificeer en maak een incisie in de derde intercostale ruimte, naar aanleiding van denatuurlijke hoek van de ribbenkast. Verwijder de tape van de linker uiteinden van de muis en zet de linker achtervoet rechts daarvan achtervoet met tape. Knip een langere stuk tape en zet de linker voorpoot aan het bedieningsvlak in een enigszins verhoogde positie. Reinig de handschoenen met 70% ethanol.
- Met een retractor voorzichtig uit elkaar de 3de en 4de ribben. Snijd een klein deel van steriel gaas, ongeveer 1 op x ½ in en dompel het in steriele 0,9% zoutoplossing. Knijp het overtollige zoutoplossing en een tang om voorzichtig te voegen het gaas tegen de linker long accidentele schade longen tijdens de procedure te voorkomen.
- Verwijder de dunne pericardium met een tang.
- Scheur een kleine hoeveelheid katoen uit een steriel wattenstaafje en rol het in een kleine bal. Dompel deze watje in steriele 0,9% zoutoplossing en veeg voorzichtig over het oppervlak van het hart om de bloedvaten te waarderen. Duw de linker oorschelp naar boven en zoek de kransslagaders ondernetjes.
- Identificeer de LAD en geven een 8-0 nylon hechtdraad onder de LAD; compleet twee worpen om de ligatie te beveiligen. Als de ligatie succesvol is, de linker hartkamer distale van de ligatuur wil blancheren.
- Behulp van een tang, verwijder het gaas eerder geplaatst, en verwijder voorzichtig de terugtrekinrichting. Plaats een 6-in, 25-gauge flexibele buis verbonden met een 25-gauge naald in de borstholte via thoracotomie opening. Advance ongeveer 1-2 in buis in de ruimte boven de linker long. Breng de muis naar een liggende positie en reinig de handschoenen met 70% ethanol.
- Gebruik 5-0 polypropyleen hechtingen in een eenvoudige onderbroken patroon aan de ribbenkast te sluiten, waardoor de borst buis op zijn plaats. Verwijder de twee hechtingen die de spierlaag geopend. Met 5-0 polypropyleen hechtdraden op eenvoudige doorlopend patroon op de spierlaag sluit, opnieuw in, met de kist in zijn behuizing steken.
- Bevestig een 1 ml spuit met de 25-gauge naald op de borstbuis. Trek boven op de sprongr tegelijkertijd geleidelijk extraheren van de thoraxdrain uit de borstholte met een tang. Pak de slang langzaam, omdat deze stap overtollige lucht en bloed, die anders gevangen in de borstholte en het resultaat in een pneumothorax zou worden verwijderd.
- Zodra de spuit vol is, verwijder de naald van de spuit en het afval in een afvalbak beker of zinken. Herhaal dit proces tot de thoraxdrain volledig geëxtraheerd. Zorgen dat de borstkas stevig afgedicht.
- Verlaag de isofluraan tot 1,5%. Sluit de huid met 4-0 polypropyleen hechtingen in een eenvoudige onderbroken patroon. Zet de isofluraan vaporizer uit.
- Toedienen van 0,1 mg / ml buprenorfine in 0,9% zoutoplossing via een intraperitoneale (IP) injectie. Topisch toepassen 2 mg / ml lidocaïne met 2 mg / ml bupivacaïne in 0,9% zoutoplossing om de incisie. Dienen tussen 200-500 uL 0,9% zoutoplossing via een subcutane injectie, schalen van het zout bedraagt het gewicht van de muis.
- Wacht 5 minuten na Administering de pijnstillers om de muis van de intubatiebuis verwijderen. Dit helpt bij de overgang van de beademing.
- Als de muis een bilaterale borst stijging niet een keer heeft de beademing af, uit te voeren naald decompressie. Hiertoe invoering van een 25-gauge steriele naald en 1 mL spuit tussen 3 en 4 de ribben tot in de borstholte, aangeduid door een plotselinge afname van de weerstand komt. Trek voorzichtig aan de zuiger om overtollige lucht te verwijderen.
- Wanneer de muis demonstreert een adequate bilaterale ademhaling snelheid en diepte en reageert op een teen knijpen, plaatst u de muis in een schone herstel kooi onder een warmtelamp. Over een muis met vochtige voedsel en een waterfles, bewaken in een laminaire stroming kap voor 15-20 min. Monitor voor een overdreven ademhaling inspanning, overmatig bloeden, of andere potentieel levensbedreigende complicaties.
- De volgende drie dagen toedienen 0,1 mg / ml buprenorfine pijnstillers via een IP intweemaal daags projectie. Bewaken van de muis per dag.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De muizen worden geëuthanaseerd achtentwintig dagen na de operatie, en de harten worden geoogst en onderzocht. De muizen worden verdoofd met 50-75 mg / kg ketamine en 5-10 mg / kg xylazine. Als het dier onder narcose voldoende wordt de borstholte geopend en met behulp van een 23-gauge naald, koude kaliumchloride (KCl, 30 mM) wordt geïnjecteerd in de achterste basale gebied van het hart. Het hart is gearresteerd in diastole. Voor verdere bevestiging van de ligatie wordt het hart uit het dier verwijderd en geïnjecteerd met 4% paraformaldehyde en vervolgens 1% blauwe kleurstof Evan's. Figuur 1 toont het gebrek aan Evan's Blue in de ischemische linker ventrikel. Figuur 2 toont een goede intubatie setup. Figuur 3 toont de plaatsing van de borst mondstuk voor thoracentese in de oorspronkelijke incisieplaats de spierlaag gehecht gesloten rond de buis voor luchtafzuiging uit de chest holte. Trichroomkleuring toont een toename van collageen in het geïnfarceerde gebied (figuur 4).
Figuur 1: Blue Injection Evan's. Blue injectie van de Evan's blijkt dat er een gebrek aan kleurstof in ischemisch weefsel, gelokaliseerd in de linker hartkamer infarct getroffen regio. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 2: Endotracheale intubatie. Demonstratie van een goede intubatie setup. De exploitant, het dragen van chirurgische loepen, zit op ooghoogte met de muis. Een hoge intensiteit illuminator neerwaarts gefocusseerd op de tracheale gebied, doorlichten de oropharynx. Een elastische band is gehaakt achter de bovenste snijtanden, zodat de bestuurder de mond met de gebogen pincet geopend. De gebogen tang worden gebruikt om de tong aan de zijkant voor duidelijke visualisatie houden. Een intraveneuze katheter intubatiecanule met een stompe naald van inbrenginrichting wordt voortbewogen onder een kleine opwaartse hoek waarbij openen of sluiten van de stembanden wordt gevisualiseerd. Visualisatie van de stembanden openen en sluiten voor de intubatie poging is één van de kritieke punten voor een succesvolle intubatie. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 3: Thoracentese. Plaatsing van de borst buis gebruikt voor Pleurapunctie, in de oorspronkelijke incisie geplaatst. De spierlaag wordt gehecht gesloten rondde buis voordat de lucht in de borstholte wordt met een injectiespuit, en de borstbuis wordt verwijderd. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 4: trichroomkleuring. Linkerpaneel: Control, non-LAD-geligeerd hart. Rechter paneel:-LAD afgebonden, geïnfarceerde hart. Trichroom kleuring (Masson) onder toepassing Biebrich scharlaken zure fuchsine oplossing fos- / fosfomolybdeenzuur oplossing en anilineblauw onthult toegenomen collageen (blauw) als een marker voor fibrose in doorgesneden linkerventrikel geïnfarceerde gebied. Bar = 500 pm. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Waarbij steeds meer gebruik van de MI model in laboratoria, de werkwijze beschreven doel de doeltreffendheid en de overlevingskans van de muizen te verhogen terwijl het minimaliseren van hun post-operatieve pijn en ongemak. Dit protocol streeft ernaar om sterfte te minimaliseren door het maken van een groot aantal verbeteringen aan verschillende aspecten van de LAD ligatie procedure. Er zijn een paar verschillen. Sommige muizen intubatie studies die ketamine en xylazine te gebruiken samen met isofluraan voor de inductie, als gevolg van het voordeel van de langere duur van de anesthesie, hebben aangetoond verhoogde mortaliteit 8. Onze methode maakt alleen gebruik van isofluraan voor de inductie, het potentieel voor drugsgerelateerde complicaties sterk verminderen. Een ander soortgelijk LAD ligatie protocol bevat een tracheotomie, waardoor een langere hersteltijd en een grotere behoefte aan een nauwkeurige training 9. De procedure hier beschreven maakt gebruik van een niet-invasieve werkwijze voor endotracheale intubatie, waardoor lower mortaliteit en hogere reproduceerbaarheid van de resultaten. Tevens, in plaats van alleen een elektrisch scheerapparaat, onze werkwijze gebruikt ook ontharingscrème voor fur verwijderen, waardoor een volledig duidelijke visualisatie van het steriele veld in minder dan 1 minuut.
Een ander belangrijk verschil is de herpositionering van de muis, dat na voorkomt, plaats vóór de eerste insnijdingen. Waardoor de insnijdingen terwijl de muis rug zorgt voor een meer directe en nauwkeurige visualisatie van oriëntatiepunten zoals xiphoid kraakbeen, hetgeen resulteert in hogere reproduceerbaarheid van de resultaten. Onze methode maakt ook gebruik van steriele wattenstaafjes in plaats van een Cauter voor bloeden management, het verminderen van iatrogene brandwonden en het risico van infectie. Afgezien van deze verschillen, de borst buis inbrengen voor de thoracocentese is in het bijzonder van de nota, zoals onze methode niet gepaard gaat met het creëren van een nieuwe incisie voor de buis. Veeleer gaat het om het inbrengen van de buis in een eerdere insnijding weer afneemt mortality. De procedure die wij beschrijven ook omvat: (1) het gebruik van een retractor, waardoor een nauwkeurige en stabiele weergave van de kransslagaderen; (2) het inbrengen steriel gaas in de borstholte tijdens de procedure, waardoor het risico van iatrogene longletsels verminderen; en (3) toediening van zout volgens de werkwijze, die zowel aangetoond verkort de hersteltijd en onderkoeling te voorkomen.
Hoewel we een permanente ligatie model te beschrijven, kan deze procedure ook worden aangepast voor een acuut MI model. De acute MI model, ook wel ischemie en reperfusie, verwijst naar 30-60 min ischemie gevolgd door reperfusie in het hartweefsel 7. Een alternatieve werkwijze om de infarctgrootte of risicogebied bestuderen na ischemie en reperfusie is de kleuring van 2% trifenyltetrazoliumchloride (TTC) 10. TTC kleuring is gebaseerd op het vermogen om levensvatbaar weefsel vlek na ischemische insultvanwege dehydrogenasen die in hartweefsel. Deze enzymen omzetten van een oplosbare component in een onoplosbare rode component, waardoor het geïnfarceerde gebied 11 afbakenen. De acute MI model kan de mechanismen die zich voordoen in het menselijk hart-en vaatziekten en kan dus een nuttig instrument voor het ophelderen van de gebeurtenissen van myocardischemie 10 zijn na te bootsen. De LAD ligatie kan worden gecontroleerd door het waarnemen van een onmiddellijke wijziging van weefsel kleur, waardoor een voordeel van deze werkwijze voor het induceren van een MI. Een andere methode om te controleren voor een succesvolle ligatie is het gebruik van elektrocardiogrammen, hoewel het gaat om het gebruik van dure apparatuur en kunnen niet haalbaar voor alle labs zijn.
Zoals hierboven beschreven, zijn er verschillende eenvoudige en betaalbare moleculaire technieken om de ligatie na de oogst het hart te bevestigen. De twee technieken die hierboven zijn blauw kleuring Evan's en trichroomkleuring. De blauwe kleurstof Evan's direct geïnjecteerd in de boog van de aorta aangegeven waar er een tekort aan bloedtoevoer. Dit is een snelle en efficiënte methode die direct na het oogsten van het hart om te testen of het model succesvol was en in de mate van coronaire blokkade te meten. Voor trichroomkleuring, moet het hart worden doorgesneden en vervolgens aan immunohistochemie. Trichroomkleuring kunnen aangeven postischemische fibrotische gebieden of cardiale gebieden met chronische ischemie. De injectie van postoperatieve muizen 2-24 uur voorafgaand aan offeren met 5-ethynyl-2'-deoxyuridine (edu), een analoog van thymidine, is een effectieve methode voor het aangeven van delen van DNA replicatie en celproliferatie na ischemie, in het bijzonder studies met vasculaire regeneratie 12.
In het algemeen is de beperkingen van de LAD ligatie onderzoek zijn de incidentie van postoperatieve mortaliteit, voornamelijk veroorzaakt door de aanwezigheid van cardiale aritmieën, bloedingen en pneumothorax. Een effectieve thoracentese, without borstriem insnijdingen (beschreven in de huidige methode) en goede post-operatieve zorg nodig morbiditeit en mortaliteit bij de dieren voorkomen. De zeer zorgvuldige controle van post-operatieve hypothermie is ook kritisch. De vermindering van het aantal nek en borst insnijdingen (voor tracheotomie en thoracentese) beschreven in de huidige methode zal helpen bij het verbeteren van de overlevingskansen. Het vermijden van injecteerbare preoperatieve verdoving beschreven zal ook de postoperatief herstel van de dieren.
Om een hoge reproduceerbaarheid te verkrijgen, de LAD ligatie model vereist strenge opleiding en ervaring. De operator moet enkele weken uitvoeren van operaties aan de mogelijkheid om reproduceerbaar te maken infarcten op de gewenste plaatsen op het hart te winnen. Opleiding en ervaring zijn twee kritische factoren voor een succesvolle LAD ligatie overleven chirurgie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| High-Intensity Light Source | Harvard Apparatus | 72-0215 | |
| SurgiSuite Operating Platform | Kent Scientific Corporation | SurgiSuite | Uses a rechargeable, battery-operated far infrared warming pad. Charge overnight before surgery. |
| SurgiSuite LED Lighting Kit | Kent Scientific Corporation | SURGI-5003 | |
| Hot Bead Sterilizer | Fine Science Tools | 18000-45 | Preheating takes 15 - 20 min. Instruments take 20 s to sterilize. |
| Small Rodent Anesthesia System | VetEquip Inc. | 901810 | |
| Isofluorane | Piramal Enterprises | 66794-017-10 | |
| Buprenorphine | Rhode Island Hospital Pharmacy | NDC 12496-0757-1, 12496-0757-5 | |
| Surgical Loupes | Roboz | RS-6687 | |
| Small Rodent Ventilator | Harvard Apparatus | 73-0043 | |
| Lubricating Drops | Thermo Fisher Scientific | 19-898-350 | |
| Electric Razor | Kent Scientific Corporation | CL 9990-1201 | |
| Hair Removal Cream | Nair | ||
| Medical Tape | Thermo Fisher Scientific | 18-999-380 | |
| Betadine | Thermo Fisher Scientific | 19-027136 | |
| 70% Isopropanol Wipes | Thermo Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Surgical Drapes | Braintree | SP-TS | |
| Surgical Gloves | Thermo Fisher Scientific | 18999102D | |
| 5-0 Polypropylene Sutures | Ethicon | 8630G | |
| 8-0 Nylon Sutures | Fine Science Tools | 12051-08 | |
| Platinum-Cured Tubing | Harvard Apparatus | 72-1042 | 0.3 mm inside diameter x 0.6 mm outside diameter |
| 0.9% Saline | Thermo Fisher Scientific | 19-310-207 | |
| 4-0 Polypropylene Sutures | Ethicon | 8631G | |
| 1 CC Syringe with 25-Gauge Needle | Thermo Fisher Scientific | 14-826-100 | |
| Scissors | Kent Scientific Corporation | INSS600225 | |
| Forceps | Kent Scientific Corporation | INS700100 | |
| Cotton Swabs | Thermo Fisher Scientific | 23-400-118 | |
| IV Catheter, 20-Gauge | Thermo Fisher Scientific | NC9892181 | |
| Retractor | Kent Scientific Corporation | INS 750369 | |
| Forceps | Fine Science Tools | 11003-12 | |
| Dissecting Forceps, Straight | Kent Scientific Corporation | INS 700101 | |
| Dissecting Forceps, Curved | Kent Scientific Corporation | INS 700103 | |
| Hemostatic Forceps, Straight | Kent Scientific Corporation | INS 750451 | |
| Hemostatic Forceps, Curved | Kent Scientific Corporation | INS 750452 | |
| Tissue Forceps | Kent Scientific Corporation | INS 700131 | |
| Needle Holder | Kent Scientific Corporation | INS 600109 | |
| Scissors | Kent Scientific Corporation | INS 600225 |
References
- Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. New directions for protecting the heart against ischaemia-reperfusion injury: targeting the Reperfusion Injury Salvage Kinase (RISK)-pathway. Cardiovasc Res. 61 (3), 448-460 (2004).
- Roffi, M., et al. 2015 ESC Guidelines for the management of acute coronary syndromes in patients presenting without persistent ST-segment elevation. Eur Heart J. 37 (3), 267-315 (2015).
- Kumar, A., Cannon, C. P. Acute Coronary Syndromes: Diagnosis and Management, Part I. Mayo Clin Proc. 84 (10), 917-938 (2009).
- Eitan, A., Nikolsky, E. Antithrombotic therapy in patients with acute coronary syndromes: how to make the right choice. Minerva Med. 104 (4), 357-381 (2013).
- Abbate, A., Bussani, R., Amin, M. S., Vetrovec, G. W., Baldi, A. Acute myocardial infarction and heart failure: role of apoptosis. Int J Biochem Cell Biol. 38 (11), 1834-1840 (2006).
- Zheng, Z., et al. Nebivolol protects against myocardial infarction injury via stimulation of beta 3-adrenergic receptors and nitric oxide signaling. PLOS ONE. 9 (5), 98179 (2014).
- Tarnavski, O., et al. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics. 16 (3), 349-360 (2004).
- Buitrago, S., Martin, T. E., Tetens-Woodring, J., Belicha-Villanueva, A., Wilding, G. E. Safety and Efficacy of Various Combinations of Injectable Anesthetics in BALB/c Mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 47 (1), 11-17 (2008).
- Kolk, M. V., et al. LAD-Ligation: A Murine Model of Myocardial Infarction. J Vis Exp. (32), e1438 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. H., McConnell, B. K.
- Ferrera, R., Benhabbouche, S., Bopassa, J. C., Li, B., Ovize, M. One hour reperfusion is enough to assess function and infarct size with TTC staining in Langendorff rat model. Cardiovasc Drugs Ther. 23 (4), 327-331 (2009).
- Zeng, C., et al. Evaluation of 5-ethynyl-2'-deoxyuridine staining as a sensitive and reliable method for studying cell proliferation in the adult nervous system. Brain Res. 1319, 21-32 (2010).
