Summary
Axonal excitability teknikker gir et kraftig verktøy for å undersøke patofysiologi og Biofysiske endringer som kommer foran irreversibel degenerative hendelser. Dette manuskriptet demonstrerer bruken av disse teknikkene på ulnar nerve bedøvet rotter.
Abstract
Elektrofysiologi kan objektivt bedømme perifere nerve funksjon i vivo. Tradisjonelle nerve ledning måler som amplitude og ventetid oppdage kronisk axon tap og demyelinisering, henholdsvis. Axonal excitability teknikker "av terskelen sporing" utvide tiltakene ved å gi informasjon om aktiviteten av ionekanaler, pumper og vekslere som gjelder akutt funksjon og kan foran degenerative hendelser. Slik kan bruk av axonal excitability i dyremodeller nevrologiske lidelser gi et nyttig i vivo mål å vurdere romanen terapeutisk intervensjon. Her beskriver vi en eksperimentelle oppsett for flere tiltak av motor axonal excitability teknikker i rotte ulnar nerve.
Dyrene er anesthetized med isoflurane og nøye overvåket for å sikre konstant og tilstrekkelig dybde av anestesi. Kroppstemperatur, pustefrekvens, hjertefrekvens og metning av oksygen i blodet overvåkes kontinuerlig. Axonal excitability studier utføres ved hjelp av PCI stimulering av ulnar nerve og opptak fra hypothenar musklene i forlemen labben. Med riktig elektrodeplassering registreres et klart sammensatte muskel handling potensial som øker i amplitude med økende stimulans intensitet. Et automatisert program er så benyttet for å levere en rekke elektriske pulser som genererer 5 bestemt excitability tiltak i følgende rekkefølge: stimulans svar atferd, styrke varigheten tidskonstant, terskelen electrotonus, gjeldende-terskel forhold og utvinning syklus.
Dataene som presenteres her viser at tiltakene er repeterbare og vise likheten mellom venstre og høyre ulnar nerver når vurdert på samme dag. En begrensning av disse teknikkene i denne innstillingen er effekten av dose og tid under narkose. Nøye overvåking og opptak av disse variablene bør foretas for vurdering på tidspunktet for analyse.
Introduction
Bruk av elektrofysiologiske teknikker er et viktig verktøy for i vivo etterforskningen av eksterne nerve funksjon i nevrologiske lidelser. Konvensjonelle nerve ledning metoder benytter supramaximal stimuli registrere motor handling potensial amplitude og ventetid. Disse teknikkene derfor gi nyttig informasjon på antall gjennomføre fiber og ledning hastigheten av raskeste fibrene. Et verdifullt supplerende verktøy er axonal excitability testing. Denne teknikken bruker sofistikerte elektrofysiologiske stimulering mønstre for å vurdere indirekte Biofysiske egenskapene til eksterne nerver, som ionekanaler, energi avhengig av pumper, ionebytte prosesser og membran potensial 1.
Axonal excitability testing er vanligvis brukt i klinisk setting å undersøke patofysiologiske prosesser og effekten av terapeutisk intervensjon på ulike nevrologiske lidelser. Viktigere, axonal excitability tiltak er følsomme for terapeutisk intervensjon som påvirker perifere nerve funksjon som intravenøs immunglobulin (IVIg) terapi2, kjemoterapi3 og calcineurin hemmer (CNI) behandling 4. selv om disse studiene har gitt viktige innsikter, kliniske studier ofte utelukke tidlig sykdom trekk og romanen behandlingsalternativer5. Derfor har bruk av disse metodene i dyremodeller nevrologiske lidelser nylig fått trekkraft6,7,8,9. Faktisk gir disse metodene en mulighet til å forstå de spesifikke nerve excitability endringene forbundet med disse lidelsene, dermed fremme translasjonsforskning.
Fremgangsmåten som er beskrevet her er en enkel og pålitelig metode for å registrere axonal excitability tiltak på ulnar nerver av intakt rotte.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle eksperimentelle prosedyrene som er beskrevet her overholdt Animal Care og etikk-komiteen i UNSW Sydney og ble utført i henhold til National Health and Medical Research Council (NHMRC) om Australia regelverk for dyr eksperimentering.
1. eksperimentelle oppsett
Merk: 12 uker gammel, kvinnelige lang-Evans rotter ble brukt i denne fremgangsmåten.
- Bedøve rotta inne en induksjon kammer med 4% isoflurane og 1 L per min O2 strømningshastighet. Bekrefter tilstrekkelig anestesi ved testing av rettende refleks og sikre dens fravær før dyret fra induksjon kammeret. Merk at ulike bedøvende agenter har differensial effekter på nerve excitability10.
- Sikkert sted dyrets snute i nesen membran vedlegget og levere en opprettholdelsen dose av 2,5% isoflurane og 1 L per min O2 strømningshastighet.
- Bekreft tilstrekkelig anestesi ved å kontrollere både pedal uttak og hornhinnen reflekser av klemming dyrets tær og forsiktig berører sitt øye.
Merk: Anvendelse av veterinæren salve på øyne, hindre tørrhet under anestesi, er anbefalt, men ikke avgjørende som prosedyren vanligvis tar 30 min per dyr. - Opprettholde kroppstemperaturen av rotte på 37 ° C med bruk av en tilbakemelding kontrollert oppvarming mat og en endetarms termometeret sonde. Angi oppvarming mat og integrert kroppen temperatursensoren til 40 ° C å forhindre hud skader som oppstår med høyere temperaturer.
Merk: Det er anbefalt å overvåke og registrere fysiologiske tiltak (hjertefrekvens, oksygenmetning, kroppstemperatur og respirasjonsfrekvens) hver 10s med bruk av en dyr fysiologiske overvåkingssystem. Optimal opptak prosedyrer bør inkludere lokale måling av lem temperaturen som eksterne temperaturen kan være kaldere enn kjernen temperatur11 (figur 1). - Bruk antiseptisk hansker og alltid bruke instrumenter som har blitt renset med 70% etanol, opprettholde en patogen miljø i hele denne prosedyren.
2. elektrofysiologiske satt opp
- Bruk lav impedans platina EEG (EEG) p elektroder for denne prosedyren.
- Forbereder innspilling nål elektrodene ved å sette inn opptak nål elektroden (figur 1, i lilla) gjennom hypothenar muskelen og referanse elektrode gjennom dorsal aspekt av det 4 sifferet (figur 1, i oransje) til å registrere sammensatte muskel handling potensialer (CMAPs).
- Sted på bakken elektroden gjennom huden på overlegen aspekt av underarmen mellom stimulerende og opptak elektroder (figur 1, i grønt). Vær forsiktig når du setter inn elektrodene for å unngå muskelvev.
- Forberede PCI stimulerende nål elektrodene ved å sette inn katoden (figur 1, merket i blått) ca 4 mm distale til den cubital tunnel på albuen. Sett inn anoden (figur 1, merket i rødt) ca 1 cm proximally gjennom huden i axillar-regionen.
Figur 1: en skjematisk diagram pinne elektrode plasseringene i rotte forlemen. Katoden (blå) settes ca 4 mm distale til cubital tunnelen på albuen og anoden (rød) settes ca 1 cm proximally gjennom huden i axillar-regionen. Bakken nål elektroden (grønn) inn gjennom huden på overlegen aspekt av underarmen mellom stimulerende og opptak elektroder. Opptak (lilla) og referanse (oransje) p elektroder settes gjennom hypothenar muskelen og dorsal aspektet av de 4th -sifret. Temperatur probe (grå) er plassert på førsteklasses aspekt av thenar muskelen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
3. axonal Excitability prosedyrer
- Utføre gnager motor nerve TRONDNF protokollen bruker en halvautomatisk, kontrollert axonal excitability dataprogram (se tabell for materiale) knyttet til en konstant gjeldende stimulator og en forsterker. Fjern overflødig 50 Hz elektrisk støy ved hjelp av en 50/60 Hz støy eliminator.
- Registrere CMAP fra hypothenar muskelen ved samtidig visualisere CMAP morfologi og bruke en 1 ms square-bølge puls å ulnar nerve med katoden nål elektroden.
- Å oppnå optimal innspillinger, nøye justere vinkel og/eller plasseringen av katoden til en optimal bifasisk respons kurve med konstant amplituden er oppnådd (figur 2A.). Når den optimale posisjonen har blitt bestemt, stabilisere katoden med en repositionable elektrodeholderen.
Merk: Programvaren automatisk leverer test stimuli, beskrevet nedenfor, og øker eller reduserer gjeldende kreves for å oppnå terskelen.
- Å oppnå optimal innspillinger, nøye justere vinkel og/eller plasseringen av katoden til en optimal bifasisk respons kurve med konstant amplituden er oppnådd (figur 2A.). Når den optimale posisjonen har blitt bestemt, stabilisere katoden med en repositionable elektrodeholderen.
- Registrerer en stimulus-respons kurve ved gradvis økende stimulans intensiteten av 1 ms impuls 1 mA til en maksimal respons er oppnådd.
Merk: Lilla og grønne linjen i figur 2B og 2C representerer den trinnvise økningen av stimulans intensiteten og automatisert system henholdsvis. Målet amplituden til grensen sporer settes automatisk til 40% av maksimal amplituden tilsvarende området av bratteste skråningen på stimulus-respons kurven. Endringen i 'threshold' (dvs. stimulans må framprovosere 40% CMAP) forårsaket av ulike test stimuli er variabelen av fått hele resten av protokollen. - Registrere flere axonal excitability parametere, inkludert terskelen electrotonus (TE), gjeldende-terskel (jeg / V) forhold og gjenoppretting syklus (RC) som beskrevet i referanse12.
Merk: Kontrollert axonal excitability programmet vurderer terskelen (TE) med en 100 ms subthreshold depolarizing og hyperpolarizing strømmer som er angitt på ±20% og ±40% av terskel for flytkontroll gjeldende. Endringen i terskelen etter både depolarizing og hyperpolarizing strømmer registreres automatisk på 14 tidspunkt under 100 ms polariserende gjeldende og 12 poeng etter de polariserende gjeldende. Terskelen electrotonus indirekte vurderer de internodal conductances og er en markør for membran potensial. I / V forhold vurderes med 200 ms subthreshold condition strømninger som veksler intensitet fra 50% til-100% av terskel for flytkontroll i trinn på 10%. I / V forholdet er forskjellig til TE strøm er lengre varighet, intensitet polarisering er gradvis endret fra 50% til-100% og terskelen endringen vurderes hvert intensitet 1 ms etter de polariserende gjeldende har opphørt. I / V forholdet gir innsikt i de rectifying egenskapene av axon1. RC vurderes med en sammenkoblet puls paradigme, der en innledende supramaximal condition stimulans brukes etterfulgt av en rekke test stimuli ved bestemte intervaller fra 2,5 ms til 200 ms. denne parameteren tester en veldefinert serie av hendelser som forekommer i den knutepunktet regionen axon etter supramaximal stimulering. Disse hendelsene inkluderer inaktivering av spenning-gated Na+ kanaler som gjør det vanskeligere å lokke fram en påfølgende svar og er kvantifisert ved ildfasthet og relative ildfast periode 1. Dette etterfølges av en lading av internode og løpet av økt excitability formidlet av rask kalium kanaler, kvantifisert ved superexcitability. Til slutt megle sakte aktivering kalium kanaler en sen periode av redusert oppstemthet, kvantifisert som subexcitability.
- Registrere CMAP fra hypothenar muskelen ved samtidig visualisere CMAP morfologi og bruke en 1 ms square-bølge puls å ulnar nerve med katoden nål elektroden.
Figur 2: rådata fra en axonal excitability test Panelet A demonstrerer abiphasic CMAP respons kurve etter trinnvise økningen av stimulans til ulnar nerve. Paneler B og C representerer stimulans intensitet (mA) og amplituden til CMAP (mV), henholdsvis. Den grønne komponenten i B og C viser automatisert trinnvis nedgangen i stimulans intensitet og tilknyttede sigmoid formet nedgangen i CMAP kreves for terskelen sporing.
4. innlegget elektrofysiologi prosedyrer
- Overføre rotta til separate bur før det har gjenvunnet tilstrekkelig bevissthet for å opprettholde sternal recumbency. Ikke la et dyr uovervåket og i selskapet av andre dyr før det er helt gjenopprettet av bedøvelsen. Når rotta er fullstendig gjenopprettet av bedøvelsen, kan du overføre den tilbake til sin opprinnelige buret.
- Ved fullføring av studien, euthanize rotta uten smerte for dyr, f.eks dødelige intraperitoneal injeksjon av en barbiturat (f.eks lethabarb).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Elektrofysiologiske tiltak av rotte ulnar nerve ble innhentet med nåværende protokollen. Figur 3 viser en representant innspilling fra venstre ulnar nerve av 12 uke gamle kvinnelige lang Evans rotte. Sammensatte muskel handling potensial gjelder antall gjennomføre fibre som aktiveres samtidig. Supramaximal toppen svaret (mV) (figur 3A) viser topp svaret oppnådd når gradvis økende stimulans til det ikke er ingen endring i svar (figur 2B).
Figur 3B representerer den nåværende-spenningen (jeg / V) forholdet produsert av strømninger lengre varighet (200 ms) og deres intensiteter endret i trinn på 10% fra 50% til-100% av terskelen. I / V forholdet vurderer innover og utover retting ved å undersøke forskjellene i terskelen gjeldende som svar på depolarizing og hyperpolarizing strømmer. Den nedre venstre kvadranten gjenspeiler innover retting imøtekommende til hyperpolarization og aktivering av innvendig rette opp conductances1. Øvre høyre kvadrant gjenspeiler rask og treg K+ kanal aktivisering og utover retting imøtekommende til den depolarizing gjeldende.
Internodal conductances kan undersøkes med terskelen electrotonus bølgeform (Figur 3 c) svar på lang subthreshold depolarizing og hyperpolarizing strømmer. Både hyperpolarizing og depolarizing TE har variabler som kan beregnes ved å beregne terskelen endringen mellom bestemte tidspunkt 10-20 ms, 20-40 ms og 90-100 ms.
Endringer over tid på grunn av skade eller anvendelsen av terapeutisk intervensjon kan føre konkrete endringer til nerve excitability parametere. Dette kan gi nyttig i vivo informasjon om patofysiologiske endringer, tidlig sykdom trekk og terapeutisk effekt i dyremodeller nevrologiske lidelser.
Figur 3: en representant axonal excitability tomt. (A) stimulus-respons kurve viser supermaximal peak svaret (mV). (B) nåværende-spenning (jeg / V) forholdet produsert av en 200ms polariserende stimulans fra 50% til-100% av terskelen gjeldende. (C) terskelen electrotonus illustrerer bølgeformer svar på langvarig subthreshold polariserende gjeldende brakt frem av en 20% og 40% depolarizing (over 0 på y-aksen) og hyperpolarizing (under 0 på y-aksen) gjeldende. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Sekvensiell axonal excitability testing ble utført på venstre og høyre forlemen av n = 4 rotter (12 uke-gamle). Både venstre og høyre ferdigstilt innen 35 min etter tapet av pedal uttak refleks. Analysen ble utført av ikke-parametriske Diversified signert rang partest. Disse analysene viste ingen betydelige forskjeller mellom venstre og høyre ulnar nerver av axonal excitability variablene. Konsistens ble demonstrert i standard nerve ledning parametere, CMAP amplitude og ventetid (figur 4A og B) samt nerve excitability variabler inkludert superexcitability og terskelen electrotonus hyperpolarizing (TEh) 90-100 (figur 4C og D). Men tidligere studier10 har vist betydelig endring over tid i Parametere oppstår under isoflurane anestesi (se diskusjon).
Figur 4: mener opptak (n = 4) innhentet for (A) topp svar (B) ventetid (C) superexcitability og (D) hyperpolarizing terskelen electrotonus (90-100ms) både venstre (rød) og høyre (blå) ulnar nerver. Feilfeltene angir standard feil av gjsnitt (SEM). Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Beskrevet prosedyren demonstrerer en enkel og pålitelig, minimal-invasiv teknikk som lar vurdering av Biofysiske egenskapene og membran potensialet i axon i en kort periode. Sammenlignet med andre mer invasiv teknikker, som krever eksponering av nerve, metoden finnes axonal excitability testing induserer minimal vevsskade dermed muliggjør i vivo vurdering som bevarer de fysiologiske forholdene av den nerve rundt og gjentatte målinger.
For å sikre er konsekvent resultater det noen metodiske hensyn som må tas. En slik faktor er konsentrasjonen og type bedøvelse. Det har tidligere vist at isoflurane har en effekt på hyperpolarization-aktivert syklisk nukleotid-gated kanaler10. Alternativt en injiserbare bedøvende blanding av medetomidine, midazolam og butorphanol ble undersøkt og viste også effekter på nerve excitability over tid10. Medetomidine/midazolam/fentanyl (MMF) synes å ha liten innvirkning på nerve excitability og har blitt brukt i mange nerve excitability studier7,13,14, skjønt dens virkning over tid på nerve excitability har ikke blitt systematisk undersøkt. Av notatet er denne bedøvelse vanskelig å få tak i USA og Australia som fentanyl er et kontrollert stoff med strenge importregler. Uansett valgte anestesi, bør dosering og tidspunkt under anesthesia nøye overvåket for vurdering på analyse.
En annen faktor å vurdere er elektrode kvalitet. Sterk og langvarig hyperpolarizing og depolarizing strøm brukes i axonal excitability er studier høykvalitets elektrodene nødvendig. I denne studien ble lav impedans platina EEG (EEG) p elektroder brukt. Lav impedans elektrodene er vanligvis i kilo-ohms området og platina EEG elektrodene konvensjonelt operere innenfor 0,5 - 5 kilo-Ohms utvalg som kvalifiserer som lav impedans elektroder. Programmet axonal excitability kan registrere de gjeldende utdataene og beregne impedans mot målet ut spenning og det har tidligere konstatert at gjeldende var stabil i 30 min, som er typisk denne protokollen15. I tillegg, disse elektrodene er nylig innført i mus16 og fant ikke være underlagt polariserende effekter14,15. Derfor ville polarisering ikke være et problem under den eksperimentelle prosedyren.
I motsetning til protokoller som eksponerer nerve rundt benytte disse studiene en intakt modell som gjør plasseringen av stimulerende elektroder omtrentlig. Dermed kan nøyaktige replikering av elektrodeplassering i longitudinelle studier være vanskelig. Til tross for dette vist en tidligere studie med forskjellige anestesi gode repeterbarhet 30/34 ulnar nerve excitability parametere over 3 separate studier lik som sett i tibial og caudal nerver13. I denne studien viste videre, sammenligning av høyre og venstre CMAPs konsistens (Figur 4), tyder nøyaktig og riktig elektroden er tilstrekkelig til å oppveie denne mulig begrensningen.
Det er flere avgjørende skritt i prosessen med å anskaffe CMAP svar. Korrekt og konsistent plassering av stimulerende nål elektroden er avgjørende for reproduserbar målinger av amplituden. I tillegg er det viktig å sikre riktig plassering av opptak nål elektroder for å redusere bakgrunnsstøy. Derfor visualisere samtidig svar kurven mens plassere stimulerende nål elektroden er avgjørende å bekrefte konsekvent plassering.
Bruk av dette minimal-invasiv teknikken på dyr modeller av nevrologiske lidelser kan være et verdifullt verktøy for å undersøke patofysiologiske endringer og tidlig sykdom trekk. Dette kan fungere som biomarkers og lette etterforskningen av romanen terapeutisk intervensjon i forbindelse med atferdsdata tiltak av hånd-funksjonen. Videre kan validering av disse teknikkene i gnagere aktivere etterforskningen av farmakokinetiske og Farmakodynamiske relasjoner av nye forbindelser. Dette kan gjøre bedre oversettelse av terapeutiske forbindelser før fase 1 og 2 kliniske studier
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Prosjektet ble støttet av Lundbeck Foundation, Novo Nordisk grunnlaget, den danske Medical Research Council, Ludvig og Sara Elsass Foundation, grunnlaget for forskning i Nevrologi og Jytte og Kaj Dahlboms Foundation. Grunnleggeren er støttet av en tidlig karriere Post-Doctoral Fellowship av National Health and Medical Research Council of Australia (#1091006)
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| QTracS Program | Digitimer Ltd. | Axonal excitability program | |
| AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz | SDR Scientific | 850005 | Stimulator |
| High Performance AC Amplifier Model LP511 | Grass Technologies | Amplifier | |
| Humbug 50/60Hz Noise eliminator | Quest Scientific Instruments | 726310 | Noise eliminator |
| Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes | Grass Technologies | F-E2-24 | Recording electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes | Cephalon | 9013L0702 | Stimulating electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Multifunction I/O Device Model USB-6341 | National Instruments | Multifunction input/output device | |
| Iron Base Plate IP | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Rotating X-block X-4 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Magnetic Stand GJ-8 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Micromanipulator M-3333 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place |
References
- Krishnan, A. V., Lin, C. S. -Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective. Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).
- Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy. Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).
- Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity. J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).
- Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients. Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of motor axons in the maturing mouse. J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).
- Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis. Muscle & Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).
- Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration. Neurosci. 241, 239-249 (2013).
- Fledrich, R., et al. Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A. Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).
- Vianello, S., et al. Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models. FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).
- Osaki, Y., et al. Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice. Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).
- Biessels, G. J., et al. Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab). J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents. J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).
- Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility. J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).
- Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. Motor axon excitability during Wallerian degeneration. Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).
- Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation. J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).
- Moldovan, M., Krarup, C. Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve. J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).
