Waiting
Traitement de la connexion…

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

مزدوجة الحقن المباشر للدم في ماغنا سيستيرنا كنموذج للنزف تحت العنكبوتية

Published: August 30, 2020 doi: 10.3791/61322
Automatic Translation
1, 1, 1,2, 1,2, 1
1University of Rouen Normandy, INSERM U1239, DC2N, Institute for Research and Innovation in Biomedicine (IRIB), Rouen, France, 2Department of Anesthesiology and Critical Care, Rouen University Hospital, Rouen, France

Summary

وصفنا في هذا البروتوكول نموذج الماوس تحت العنكبوتي القياسي (SAH) عن طريق حقن مزدوج من الدم الكامل الذاتي في ماجنا سيستيرنا. تمثل درجة عالية من توحيد إجراء الحقن المزدوج نموذجًا متوسطًا إلى حادًا من SAH مع أمان نسبي فيما يتعلق بالوفيات.

Abstract

بين السكتات الدماغية، الباسور تحت العنكبوتية (SAH) متتالية لتمزق تمدد الأوعية الدموية الشرياني الدماغي يمثل 5-9٪ ولكنه مسؤول عن حوالي 30٪ من إجمالي الوفيات المرتبطة بالسكتة الدماغية مع مراضة هامة من حيث النتيجة العصبية. قد يحدث في معظم الأحيان في الدماغ تأخر vasospasm (CVS) في معظم الأحيان بالاشتراك مع الإقفار الدماغي المتأخر. نماذج حيوانية مختلفة من SAH تستخدم الآن بما في ذلك ثقب الأوعية الدموية وحقن الدم المباشر في ماغنا سيستيرنا أو حتى خزان قبلية، كل عرض مزايا وعيوب متميزة. في هذه المقالة، يتم تقديم نموذج الماوس موحدة من SAH عن طريق الحقن المباشر المزدوج من وحدات التخزين المحددة من الدم الكامل الذاتية في ماغنا cisterna. لفترة وجيزة ، تم وزن الفئران ثم تخديرها عن طريق استنشاق isoflurane. ثم وضع الحيوان في وضع متكأ على بطانية ساخنة تحافظ على درجة حرارة المستقيم من 37 درجة مئوية ووضعها في إطار مجسم مع منعطف عنق الرحم من حوالي 30 درجة. مرة واحدة في مكانها، تم وضع غيض من ميكروبيبت الزجاج ممدود مليئة الدم الشرياني المتجانس مأخوذة من الشريان السباتي من فأر آخر من نفس العمر والجنس (C57Bl/6J) وضعت في زاوية الحق في اتصال مع غشاء atlanto القذال عن طريق ميكرومانيبولاتور. ثم تم حقن 60 ميكرولتر من الدم في ماغنا سيسترنا تليها 30 درجة من الميل إلى الأسفل من الحيوان لمدة 2 دقيقة. تم ضخ الثانية من 30 ميكرولتر من الدم في ماغنا سيستيرنا 24 ح بعد أول واحد. تتم متابعة كل على حدة يوميا (تقييم دقيق للوزن والرفاه). يسمح هذا الإجراء بتوزيع الدم القابل للتنبؤ والقابل للاستنساخ للغاية ، ويصاحبه على الأرجح ارتفاع الضغط داخل الجمجمة الذي يمكن محاكاته عن طريق حقن مكافئ لسائل العمود الفقري الدماغي الاصطناعي (CSF) ، ويمثل نموذجًا حادًا إلى معتدلًا من SAH الذي يسبب انخفاض معدل الوفيات.

Introduction

يمثل البواسير تحت العنكبوتية (SAH) ما يصل إلى 5٪ من جميع حالات السكتة الدماغية ويشكل أمراضًا شائعة نسبيًا مع حدوث 7.2 إلى 9 مرضى لكل 100,000 سنويًا ، بمعدل وفيات 20٪ -60٪ اعتمادًا على الدراسة1،2،3. في المرحلة الحادة ، يعزى الوفيات إلى شدة النزيف ، rebleeding ، vasospasm الدماغي (CVS) و / أو المضاعفات الطبية4. في الناجين, إصابات الدماغ المبكرة (EBI) يرتبط مع تمديد parenchymal من نزيف وزيادة مفاجئة في الضغط داخل الجمجمة, مما قد يؤدي إلى نقص التروية الدماغية الأولية5 والموت الفوري في حوالي 10% -15% من الحالات6. بعد المرحلة الأولية "الحادة" من SAH ، يعتمد التكهن على حدوث نقص التروية الدماغية "الثانوية" أو المتأخرة (DCI) ، التي تم اكتشافها في ما يقرب من 40٪ من المرضى عن طريق التصوير المقطعي الدماغي المحسوب ، وفي ما يصل إلى 80٪ من المرضى بعد التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)7،8. بالإضافة إلى CVS التي تحدث بين 4 إلى 21 يوما بعد تمزق تمدد الأوعية الدموية في غالبية المرضى SAH، قد ينتج DCI9 من آفات الدماغ المنتشرة متعددة العوامل الثانوية لتكوين microthrombosis، انخفاض في النزف الدماغي، وتضخم الأعصاب، والاكتئاب انتشار القشرية (CSD)10،11،12،13. وهذا يؤثر على 30٪ من الناجين SAH ويؤثر على الوظائف المعرفية بما في ذلك الذاكرة البصرية والذاكرة اللفظية، وقت رد الفعل، والتنفيذية، وظائف visuospatial واللغة14 يضعف الحياة اليومية15. تعتمد العلاجات القياسية الحالية لمنع CVS و / أو النتائج المعرفية السيئة في مرضى SAH على انسداد Ca2+ الإشارة و vasoconstriction باستخدام مثبطات قناة Ca2+ كما Nimodipine. ومع ذلك, كشفت التجارب السريرية أكثر حداثة التي تستهدف vasoconstriction تفكك بين النتائج العصبية للمريض والوقاية من CVS16, مما يشير إلى آليات أكثر تعقيدا في الفيزيولوجيا المرضية المشاركة في عواقب ساه على المدى الطويل. لذلك ، هناك حاجة طبية لمزيد من الفهم لعدد الأحداث المرضية المصاحبة لـ SAH وتطوير نماذج حيوانية صالحة وموحدة لاختبار التدخلات العلاجية الأصلية.

من المرجح أن يكون من الصعب تقليد تمزق تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة المسؤول في الغالب عن SAH في البشر في نماذج الحيوانات قبل الظهر. حاليا, يمكن أن تمزق الأوعية الدموية وحالة SAH مبدئيا يمكن اختبارها عن طريق ثقب الشريان الدماغي الأوسط (نموذج ثقب endovascular) المسؤولة عن CVS والاختلالات sensitivomotomotor في الفئران17,18. بسبب عدم وجود أي سيطرة محتملة على بداية النزيف وانتشار الدم في هذا النموذج ، تم تطوير طرق أخرى في القوارض لتوليد نماذج SAH دون تمزق بطانة الرحم. أكثر تحديدا, أنها تتكون من الإدارة المباشرة للدم الشرياني في الفضاء تحت العنكبوتية من خلال حقن واحد أو مزدوج في cisterna ماغنا19 أو حقنة واحدة في خزان قبليا20. الميزة الرئيسية لهذه النماذج الماوس دون تمزق بطانة الأوعية هو إمكانية إتقان استنساخ العملية الجراحية ونوعية وكمية عينة الدم عن طريق الحقن. ميزة أخرى لهذا النموذج على النموذج عن طريق ثقب الأوعية الدموية على وجه الخصوص هو الحفاظ على الرفاه العام للحيوان. في واقع الأمر، هذه الجراحة أقل الغازية وأقل تحديا من الناحية الفنية من تلك المطلوبة لتوليد تمزق جدار السباتي. في هذا النموذج الأخير ، يجب أن يكون الحيوان منبخًا وتهوية ميكانيكيًا ، بينما يتم إدخال أحادية في الشريان السباتي الخارجي ، وتقدمه في الشريان السباتي الداخلي. وهذا يؤدي على الأرجح إلى نقص التروية عابرة بسبب عرقلة السفينة من قبل مسار الأسلاك. وبالتالي، فإن المراضة المشتركة (حالة المحتضرة والألم والوفاة الهامة) المرتبطة بالجراحة أقل أهمية في نموذج الحقن المزدوج مقارنة مع نموذج الانثقاب داخل الأوعية الدموية. بالإضافة إلى كونها SAH أكثر اتساقًا ، تتوافق طريقة الحقن المباشر المزدوج مع رعاية الحيوان في البحث والاختبار (تقليل الوقت تحت التخدير ، والألم الناتج عن اضطراب الأنسجة في الجراحة والضيق) وتؤدي إلى الحد الأدنى من إجمالي عدد الحيوانات المستخدمة في دراسة البروتوكول وتدريب الموظفين.

وعلاوة على ذلك ، فإن هذا يسمح بتنفيذ نفس البروتوكول للفئران المعدلة وراثيا ، مما يؤدي إلى فهم مرضي أفضل ل SAH وإمكانية الاختبار المقارن للمركبات العلاجية المحتملة. هنا، نقدم نموذج الماوس الموحد للبواسير تحت العنكبوتية (SAH) عن طريق حقنة متتالية مزدوجة يوميا من الدم الشرياني الذاتي في ماجنا cisterna في 6-8 أسابيع من العمر ذكور C57Bl/6J الفئران. والميزة الرئيسية لهذا النموذج هو السيطرة على حجم النزيف مقارنة مع نموذج ثقب الأوعية الدموية، وتعزيز الحدث النزيف دون زيادة جذرية من الضغط داخل الجمجمة21. في الآونة الأخيرة ، تم وصف الحقن المباشر المزدوج للدم في magna cisterna بشكل جيد على القضايا التجريبية والفيزيولوجية في الفئران. في الواقع، أظهرنا مؤخرا CVS من الشرايين الدماغية الكبيرة (باسيلار (BA)، الأوسط (MCA) والشريان الدماغي الأمامي (ACA)، ترسب الفيبرين الدماغي والخلايا المبرمج من اليوم 3 (D3) إلى 10 (D10)، عيوب الدورة الدموية للسوائل الدماغية شبه الفقارية يرافقها المستشعرين المتغير والوظائف المعرفية في الفئران، 10 أيام بعد SAH في هذا النموذج22. وبالتالي، فإنه يجعل هذا النموذج يتقن، التحقق من صحة وتميز لأحداث قصيرة الأجل وطويلة الأمد بعد SAH. وينبغي أن تكون مناسبة بشكل مثالي لتحديد الأهداف الجديدة المحتملة والدراسات على استراتيجيات علاجية فعالة وفعالة ضد المضاعفات المرتبطة SAH.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

وقد تم تنفيذ جميع الإجراءات تحت إشراف H. Castel وفقا للجنة الأخلاقية الفرنسية والمبادئ التوجيهية للبرلمان الأوروبي 2010/63/EU ومجلس حماية الحيوانات المستخدمة للأغراض العلمية. وقد وافق على هذا المشروع كل من اللجنة المحلية المعنية بأخلاقيات الحيوان واللجان الوطنية المعنية بالبحوث والاختبارات الحيوانية. ذكور C57Bl/6J Rj الفئران (Janvier), الذين تتراوح أعمارهم بين 8-12 أسابيع, وكان يسكن تحت رقابة الظروف البيئية القياسية: 22 درجة مئوية ± 1 °C, 12 ساعة/12 ساعة دورة خفيفة/الظلام, والمياه والغذاء المتاحة الإعلانية libitum.

1. إعداد جراحة SAH والتحضير للحقن

  1. قبل بداية الجراحة، سحب عدد كاف من الشعيرات الدموية الزجاجية باستخدام جرة ميكروبليت. وينبغي أن يحمل ماصة الحقن القطر الداخلي من 0.86 ملم وقطرها الخارجي من 1.5 ملم.
  2. إعداد السائل النخاعي الاصطناعي (aCSF) للحالة صوري.
    1. إعداد حل مع 119 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 1 mM NaH2PO4, 1.3 mM MgCl2, 10 mM جلوكو, 26.2 mM NaHCO3 في H2O, pH 7.4.
    2. الغاز ACSF مع 95٪ O2 و 5٪ CO2 لمدة 15 دقيقة، ثم إضافة 2.5 mM CaCl2.
    3. تعقيم aCSF المؤكسج مع جهاز مرشح 0.22 μm. يمكن أن يكون حل ACSF مستقرًا لمدة 3-4 أسابيع عند 4 درجات مئوية. إذا ظهر التلوث (حل تصبح غائم) أو تكوين الودائع، والتخلص وجعل aCSF جديدة.
  3. جمع الدم من متبرع الماوس المتجانسة
    1. عزل الشريان السباتي على طول القصبة الهوائية وجمع أكبر قدر ممكن من الدم عن طريق ثقب الشريان السباتي.
    2. في الممارسة العملية، ضع الماوس في غرفة التخدير وتحميل الغرفة مع isoflurane 5٪ حتى يفقد الحيوان وعيه.
    3. تحقق من عدم وجود ردود الفعل عن طريق لقط واحد من اثنين من الأطراف الخلفية للسماح بإعداد الإجراء التجريبي الجراحي.
    4. معطف حقنة 1 مل مع محلول الهيبارين باستخدام إبرة 26 G (الهيبارين الصوديوم). وهذا سوف يمنع تخثر الدم خلال الخطوات التالية.
    5. تثبيت الحيوان المتمركزة في ديسوبتوس الظهري مع الساقين وبصرف النظر، والأنف في قناع التخدير (صيانة التخدير مع 2 إلى 2.5٪ isoflurane).
    6. عزل الشريان السباتي على طول القصبة الهوائية عن طريق تشريح العضلات omohyoid طوليا. مرة واحدة في الشريان معزولة، أدخل الإبرة نحو القلب بمساعدة ربطة microdissecting ملقط وجمع الحد الأقصى من الدم عن طريق ثقب الشريان السباتي (هناك حاجة إلى 60 ميكرولتر لكل ماوس SAH).
    7. التضحية بالماوس المانح المُخَدَّد مباشرة بعد جمع الدم باستخدام خلع عنق الرحم.

2. الحيوان (8-10 أسابيع من العمر C57BL/6J الفئران الذكور) إعداد

  1. وزن كل فأرة بدقة باستخدام توازن إلكتروني. في الدراسة الحالية، سيكون وزن الجسم لدى الفئران يتراوح بين 20 و25 جرامًا قبل الجراحة.
  2. كما سبق شرحه (انظر الخطوتين 1.3.2 و 1.3.3)، يحث على تخدير الفئران ليتم تشغيلها.
  3. حلق الرقبة والمسافة بين الأذنين مع مقص كهربائي مناسب.
  4. تثبيت الحيوان المتمركزة في ديسوبتوس البطني مع الساقين وبصرف النظر الأنف في قناع التخدير (صيانة التخدير مع 2 و 2.5٪ isoflurane) على إطار مجسم.
  5. تأكد من أن الماوس نائم وأن رأسه مسدود بشكل صحيح.
  6. حقن تحت الجلد 100 ميكرولتر من البوبرينورفين (0.1 ملغ / كغ) مع إبرة 26 G في أسفل الظهر, لتجنب الألم بعد الاستيقاظ.
  7. منع جفاف العين باستخدام هلام سائل واقية والحفاظ على درجة حرارة داخل المستقيم من 37 درجة مئوية باستخدام بطانية كهربائية تنظم تلقائيا.
  8. علاج منطقة الحلاقة الرقبة الخلفية مع محلول مطهر (povidone اليود أو الكلورهيكسيدين باستخدام طريق القطن العقيم).
  9. قبل تعقيم جميع الصكوك لمس الجلد المعدة / الأنسجة تحت الجلد (التدفئة إلى 200 درجة مئوية لمدة 2 ساعة) والتعامل مع aseptically.

3. SAH التعريفي

  1. في اليوم الأول (مد-1)
    1. قطع 1 سم شق مع مقص رفيع في الرقبة الخلفية، تليها فصل العضلات على طول خط الوسط للوصول إلى ماغنا سيستيرنا.
    2. قطع غيض من ماصة الزجاج فارغة مع مقص رقيقة. ثم، التكيف مع حقنة متصلة موصل سيليكون مرنة.
    3. نقل 60 ميكرولتر من الدم أو aCSF (ل SAH أو حالة صورية، على التوالي) في أنبوب 0.5 مل باستخدام ميكروبيبت دقيق.
    4. تمتص في ماصة الزجاج 60 ميكرولتر من الدم لحالة SAH أو 60 ميكرولتر من aCSF للحالة صوري.
    5. للحقن، تثبيت ماصة على إطار stereotactic باستخدام حلقة أو الأزرق تك وجلب ببطء تلميح ماصة إلى الغشاء في واجهة مع ماغنا سيستيرنا.
    6. أدخل ببطء طرف الماصات من خلال الغشاء القذالي الأتلنتو في ماغنا سيستيرنا، وذلك باستخدام جهاز تلاعب صغير للإطار المجسم.
    7. توصيل ماصة مملوءة سابقا مع الدم أو aCSF إلى حقنة جاهزة للضغط تحريض.
    8. حقن عن طريق الضغط على المكبس بمعدل منخفض حول 10 ميكرولتر / دقيقة، لتجنب الضغط داخل الجمجمة الحاد.
    9. أثناء الحقن، مراقبة عن كثب معدل الجهاز التنفسي ودرجة حرارة المستقيم.
    10. في نهاية الحقن، وخلع بعناية ماصة عن طريق المتلاعب الصغرى وضمان بصريا أنه لا يوجد تسرب أثناء الانسحاب.
    11. تحقيق hemostasis باستخدام الهيموستات امتصاص وتشغيل اثنين من الغرز مع خيط خياطة غير قابلة للامتصاص مضفر.
    12. مباشرة بعد الجراحة، عزل ووضع الماوس في تراجع decubitus وتغطيته ببطانية البقاء على قيد الحياة في صندوق مفتوح لمدة الشفاء.
  2. اليوم الثاني من الحث (D0)
    1. بعد 24 ساعة، والحث التخدير (انظر الخطوات 1.3.2 و 1.3.3). حقن تحت الجلد 100 ميكرولتر من البوبرينورفين مرة أخرى (0.1 ملغ / كغ) ومنع جفاف العين باستخدام هلام سائل واقية (انظر الخطوتين 2.7 و 2.8).
    2. تثبيت الحيوان على إطار stereotactic كما في اليوم السابق.
    3. إزالة بعناية الغرز مع microscisors.
    4. إعداد الغشاء القذالي atlanto كما كان من قبل وتطبيق إعداد مطهر على منطقة حلق الرقبة مع قضيب القطن المعقم.
    5. حقن 30 ميكرولتر من الدم أو aCSF بمعدل منخفض (انظر الخطوات 3.1.2 إلى 3.1.8). مراقبة معدل التنفس ودرجة حرارة المستقيم.
    6. في نهاية الحقن، وخلع دقيق من الماصات والسيطرة على عدم تسرب الدم أثناء الانسحاب.
    7. تحقيق hemostasis وتشغيل اثنين من الغرز مع مضفر امتصاص خياطة الموضوع.

4. متابعة بعد العملية الجراحية ونهاية التجربة

  1. مباشرة بعد الجراحة، عزل ووضع الماوس في تراجع decubitus مع بطانية البقاء على قيد الحياة على ظهرها في صندوق مفتوح أثناء الانتعاش.
  2. وزن ومراقبة بعناية يوميا سلوك كل فأر حتى التضحية (على سبيل المثال، D7 بعد الجراحة).
  3. بين نقاط النهاية الإنسانية، لوحظ فقدان الوزن كبيرة (> 15٪ من الوزن) بشكل كلاسيكي. وهناك "حدب الظهر" الموقف، والحركات البطيئة، والسجود، والغناء غير طبيعي من الأذى و / أو السلوك العدواني الكبير هي أيضا علامات هامة على معاناة الحيوانات. إذا ظهر أي من هذه العلامات أو مزيج من العلامات ، يتم تعزيز مراقبة الحيوان في غضون ساعات من ظهورها. إذا ساءت رفاهية الحيوان أو لم تتحسن في غضون 48 ساعة ، سيعتبر أنه يتم الوصول إلى مستوى من المعاناة التي لا تطاق ، ويتم تنفيذ القتل الرحيم.
  4. في الوقت الذي تختاره ، والتضحية الفئران المطهرة عن طريق قطع الرأس ، وأدمغة الحصاد لمزيد من التحليلات.
  5. إجراء القتل الرحيم (قطع الرأس) بعد التخدير isoflurane (5٪).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

الجدول الزمني التجريبي، والإجراءات، والمتابعة، ومعدل الوفيات
تلخص الشكل 1A والشكل 1B بروتوكول نموذج SAH بالحقن المزدوج للدم. باختصار، في اليوم الأول من التعريفي SAH (D-1)، تم حقن 60 ميكرولتر من الدم المسحوب من فأر متماثل أو 60 ميكرولتر من السائل النخاعي الاصطناعي (aCSF) في ماغنا سيستيرنا في ظروف ساه أو صورية، على التوالي. في اليوم التالي (D0)، تم حقن 30 ميكرولتر من الدم المسحوب من فأرة متجانسة أو 30 ميكرولتر من ACSF في ماغنا سيستيرنا في شروط SAH أو الشام، على التوالي. بعد 24 ساعة من الجراحة، سمح قتل الفأر وتحليل الدماغ بمراقبة توزيع الدم في المساحات شبه الوعائية كما هو موضح في الشكل 1C. كمؤشر حساس للرفاهية العامة من D1 إلى التضحية ، تم تقييم وزن الجسم يوميًا من D1 إلى D8 وأظهر زيادة كبيرة في وزن الجسم في SAH مقارنة بالحيوانات الشامية من D1 إلى D8 (الشكل 1D) ، مما يشير إلى عملية شفّة طويلة الأمد وأحداث مرضية طويلة بعد SAH. وكان معدل الوفيات بعد العملية الجراحية 26.7٪ في D7 مع معظم الحيوانات يموتون على D1 أو D4 بعد الجراحة(الشكل 1D). سمح التسريب عبر القلب من الحبر الهندي في D5 مراقبة CVS العيانية كما هو موضح في الشكل 1C.

vasospasm الدماغي بعد SAH
كما هو مبين من قبل El Amki وآخرون22, CVS من الشريان الباسيلار (BA), الشريان الدماغي الأوسط (MCA) والشريان الدماغي الأمامي (ACA) كان حاضرا في نموذج SAH عن طريق الحقن مرتين intracisternal الدم في إما ACA, MCA أو BA من D3 إلى D10 بعد الجراحة. لفترة وجيزة (الشكل 2A) ، بعد التضحية بالماوس وقطع الرأس ، تم حصاد الأدمغة وثابتة بعد ذلك في 4٪ شبهفورمالدهيد (PFA) ، ثم تم تجميدها عند -80 درجة مئوية ، قبل أن يتم تقطيعها إلى شرائح عرضية 20 ميكرومتر باستخدام 1. تم تنفيذ تلطيخ الهيماتوكسيلين ويوسين لBA (interaural 0.40 mm; bregma -3.40 مم)، MCA (interaural 2.58 مم؛ bregma -1.22 mm) وACA (interaural 4.90 mm; bregma 1.10 mm) للسماح بتحديد CVS عن طريق الحصول على صورة منهجية من الشرائح الملونة باستخدام كاميرا محمولة على المجهر. من أجل تقييم عدم وجود أو وجود CVS العيانية، تم حساب نسبة سمك منطقة التجويف/الجدار لكل شريان ملطخ. كلما كانت النسبة أقل، كلما كانت الـ CVS أكثر شدة. وهكذا، حدث CVS في مكتبة الإسكندرية في أدمغة SAH مقارنة مع أدمغة الماوس الشام(الشكل 2B)ولكن أيضا في الشرايين الدماغية الكبيرة الأخرى (MCA، ACA، البيانات غير مبين22).

الاختلالات Sensitivomotor بعد SAH
ويمكن اعتبار قياس العجز الحركي المحدد، الموصوف جيداً في نموذج SAH هذا من قبل El Amki etal. 22 وClavier etal. 23،معياراً رئيسياً لتقييم النتائج لاختبار أهداف علاجية محددة تنظم هذه الآثار الطويلة الأجل المرتبطة بـ SAH. باختصار (الشكل 3A) ، في D6 بعد الجراحة ، تم تقييم كل فأرة في اختبار المجال المفتوح لمدة 10 دقائق. عن طريق أي المتاهة البرمجيات الإصدار 4.99 ، تم تسجيل المسافة التي تغطيها وعدد من تربية ويميل. وبعد 24 ساعة من اختبار الميدان المفتوح، شارك كل فأر في ثلاث جلسات متتالية من اختبار المشي بالشعاع الذي ينطوي، بعد فترة من التعود على الجهاز، على قياس إجمالي وقت المشي، والوقت الذي يمكن الوصول إليه، وعدد الرحلات. وتم التعبير عن النتائج بوصفها وسيلة لثلاث دورات. كما هو مبين من قبل El Amki وآخرون22، أظهرت الاختلالات sensitivomotor تقييمها من قبل اختبار المشي شعاع في D10 بعد الجراحة لتكون موجودة في نموذج SAH (الشكل 3B). في D9، تأثر النشاط العفوي للفئران التي تم تقييمها بواسطة اختبار المجال المفتوح خلال 10 دقائق، بشكل كبير بـ SAH كما تم الكشف عنها بواسطة المسافة المتقاطعة والنشاط الرأسي مقارنة بالحالة الصورية (الشكل 3C).

Figure 1
الشكل 1- الـ 1 التصميم التجريبي، الإجراء الجراحي، توزيع الدم، البوسم المجهري، وزن الجسم والوفيات بعد SAH. (A)مخطط تخطيطي يبين التصميم التجريبي لهذا البروتوكول. D-1 و D0 تمثل أيام الجراحة مع حقن مزدوجة من 60 و 30 ميكرولتر من ACSF (الشام) أو الدم (SAH) في ماغنا سيستيرنا، على التوالي. من D1 إلى D8 ، كانت الفئران تُراقب وتزن يوميًا. في D1، تم حصاد العقول لمراقبة توزيع الدم في المساحات شبه الأوعية (C). تم اختيار D6 و D7 كنافذة زمنية محسنة للتحليلات السلوكية بما في ذلك حقل مفتوح واختبارات المشي شعاع. في D8، تم أخذ عينات من الأدمغة لتقييم CVS، كما هو مبين بشكل جسكوبي في (C). (ب) إجراء جراحي لحقن الدم في الماغنا cisterna. تم جمع الدم من الشريان السباتي من الماوس المتجانسة. بعد إعداد الحيوان والتركيب على إطار مجسم ، تم إجراء شق مؤخر في الرقبة الخلفية ، وتم فصل العضلات الخلفية ، ثم تم تشريح العضلات الأساسية لفتح الوصول إلى الغشاء الوعائي الذي يحدد الماجنا. تم إدخال الماصة في ماغنا سيستيرنا قبل حقن الدم. (C) توضيح لتوزيع الدم في مساحات شبهية 24 ساعة بعد الجراحة و CVS العيانية بعد التسريب عبر القلب من الحبر الهندي بعد خمسة أيام من الجراحة في SAH مقارنة مع حالة الشام. (D)تطور الوزن من D-1 إلى D8 بعد الجراحة في الشام (ن = 10) و SAH C57Bl/6J (n = 15) الفئران. أظهرت فئران SAH انخفاضًا في النسبة المئوية لزيادة وزن الجسم من D1 إلى D8 مقارنة بالفئران الزائفة (p<0.01). ANOVA مع اختبار Bonferroni بعد المخصص لاختبارات المقارنة متعددة. منحنى البقاء على قيد الحياة بعد الجراحة في صورية (ن = 10) و SAH C57Bl/6J (ن = 15) الفئران. تم التعبير عن البيانات كما منحنيات كابلان ماير. أظهرت فئران SAH معدل وفيات أكثر أهمية في D7 بعد الجراحة مقارنة بفئران الصور (p<0.05). اختبار مانتل كوكس. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2- الانبعاثات 2 من 100 تصميم تجريبي لتحليل vasospasm الدماغي و دورة زمنية من vasospasm الدماغي في الشريان الباسيلاري بعد SAH. (A) مخطط تخطيطي يبين التصميم التجريبي لبروتوكول لتكميم الـ CVS. بعد ما بعد التثبيت بنسبة 4٪ PFA ، تم تقطيع العقول المجمدة بشكل متسلسل باستخدام cryostat إلى شرائح عرضية 20 ميكرومترًا على الشرائح الزجاجية المغلفة بالجيلاتين. تم تنفيذ تلطيخ الهيماتوكسيلين و Eosin (H & E) من شرائح الدماغ التي تحمل ACA و MCA و BA. تم الحصول على الصور المجهرية باستخدام كاميرا محمولة على المجهر في تكبير 200x. تم تحديد كمية منطقة تجويف و سمك جدار السفينة باستخدام ImageJ بطريقة عمياء بسيطة. (B) دورة زمنية من CVS في مكتبة الإسكندرية بعد SAH. صور مصغرة تمثيلية من H & E تلطيخ تظهر مكتبة الإسكندرية مورفولوجيا (منطقة تجويف وسمك الجدار) في شرائح الدماغ صورية و SAH في D7 بعد SAH. الرسوم البيانية الكمّية من نسبة سمك منطقة تجويف/جدار يظهر CVS في مكتبة الإسكندرية من D3 إلى D10 بعد الجراحة (*، p<0.05). تم التعبير عن البيانات على أنها متوسط ± SEM. n = 6/condition. ANOVA مع اختبار Bonferroni بعد المخصص لمقارنات متعددة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3- الانبعاثات 100-11 تصميم تجريبي للتحليل السلوكي لعجزات sensitivomotor طويلة الأجل بعد SAH. (أ) مخطط تخطيطي يبين التصميم التجريبي لبروتوكول التحليل السلوكي بعد SAH. باختصار ، في D6 بعد الجراحة ، تم تقييم سلوك النشاط الحركي للفئران من خلال اختبار مفتوح لمدة 10 دقائق ، حيث تم تسجيل المسافة المغطاة وعدد التربية والميول. بعد فترة راحة 24 ساعة ، تم تقييم سلوك sensitivomotor للفئران من خلال اختبار المشي شعاع ، حيث تم تسجيل وقت المشي ، والوقت للوصول إلى المنصة وعدد الرحلات. (ب) من العمكي وآخرون.22: في اختبار المشي شعاع, أظهرت الفئران SAH زيادة عدد الرحلات مقارنة مع الضوابط في D7 (** , P< 0.01), D10 (***, p<0.001) وD14 (*, p<0.05) ومع الفئران الشام في D10 (*, p<0.05). (C) من El Amki et al.22: أظهرت فئران SAH انخفاض المسافة عبر (*، p < 0.05) والنشاط الرأسي مقارنة مع الفئران الشام في D9 (*، p< 0.01). ANOVA تليها اختبار مقارنات متعددة Sidak. تم التعبير عن البيانات على أنها متوسط ± SEM. n = 10-12/condition. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

على الرغم من كثافة البحث في مجال SAH وتطوير استراتيجيات علاجية مثل خيارات العلاج داخل الأوعية الدوائية والأدوية المتزايدة على مدى السنوات العشرين الماضية، إلا أن معدل الوفيات لا يزال مرتفعاً خلال الأسبوع الأول من دخول المستشفى ويصل إلى حوالي 50% خلال الأشهر الـ6 التالية24،,25.. وقد اعترف هذا النموذج قبل الظهر الحالي عن طريق حقن مزدوج يوميا من الدم الشرياني المثلي في ماغنا cisterna لصحيته وارتباطه مع معدل وفيات منخفض. في الواقع، بين نماذج القوارض SAH، وقد تم الإبلاغ عن مجموعة واسعة من معدلات الوفيات: 0-16٪ الوفيات مع حقن الدم واحد في cisterna ماغن26،27،28،29،30،31،32،33،34،35، 10-33 ٪ الوفيات مع حقن الدم في سيستر prechiasmatic20،27،36،37, 16-66% الوفيات في النموذج عن طريق ثقب الأوعية الدموية38,39,40,41,42,43,44,45 و 0-43% مع النموذج عن طريق حقن الدم المزدوج في cisterna magna34,35,46,47,48. يمكن أن ينتج انخفاض معدل الوفيات في النموذج (9٪ أو 27٪، اعتمادًا على عمر الفئران) عن ضعف كمية الدم المحقونة ، وبطء مدة الحقن ، وإمالة الحيوان لتجنب الضغط الموضعي على جذع الدماغ ، مقارنة بنماذج الحقن المزدوجة الأخرى. في مرضى SAH ، يتم اكتشاف نافذة حدوث CVS بشكل كلاسيكي في D4-D10 بعد النزيف. ومع ذلك ، في الحيوانات ، فإن الوقت المناسب للبداية ومدة CVS أقل دراسة وقد تختلف بين نماذج HSA ، على الأرجح اعتمادا على البروتوكولات التجريبية والأنواع الحيوانية21.

في هذا السياق، النموذج هنا يشبه علم وظائف الأمراض الفسيولوجية السريرية SAH من حيث CVS المرتبطة بال SAH. بشكل عام، في نموذج ثقب الأوعية الدموية، CVS يحدث في MCA وBA بعد 1 ساعة في الفئران40 وبعد 3 أيام في الفئران17. في النموذج عن طريق حقن الدم في خزان قبل الجسم، تم عرض حدوث CVS بين اثنينمن 49 وثمانية أيام37 في الفئران. في نموذج حقن مزدوج في cisterna ماجنا في الفئران، CVS يتطور بين 10 دقيقة29 و 3 أيام31. نحن أول من وصف الحركية لظهور CVS في نموذج الماوس من SAH عن طريق الحقن المزدوج، وإنشاء CVS في الشرايين الدماغية الرئيسية (ACA، MCA وBA) منذ 3 أيام ويجري الحفاظ عليها حتى اليوم 10 بعد22SAH ، على مقربة مما لوحظ في المرضى SAH. ويمكن تعريف هذا النموذج الأخير كنموذج ماهر من SAH، شديدة بما فيه الكفاية دون وفيات، مما يسمح بالتحقيق في الآليات والعلاجات التي تستهدف CVS.

ومع ذلك، قد يقدم هذا النموذج ماوس SAH أيضا بعض الحدود. النقطة الأولى هي عدم وجود تمزق جدار السفينة، كما هو الحال ربما في نموذج SAH الناجم عن الكولاجيناز، من خلال تدمير / هضم لامينا القاعدية الأوعية الدموية50. أما بالنسبة لحدوث CVS العيانية، انخفاض تدفق الدم الدماغي (CBF) في بعض مناطق الدماغ لا يرتبط بشكل منهجي مع النتيجة العصبية، وبالتالي ينبغي تقييم CBF في هذا النموذج المقترح من SAH. أظهرت دراسات الفئران السابقة باستخدام قياس التدفق دوبلر الليزر في نموذج SAH لحقن مزدوج انخفاض حاد CBF إلى 30-52٪ من خط الأساس بعد الحقن الأول، مع العودة إلى خط الأساس بعد 2 إلى 3 أيام بعد الحقن51،52،53. في الاتفاق, وقد أظهرت من قبل التصوير بالرنين المغناطيسي انخفاض CBF من 33-50% في D3 و 27-44% في D5 بعد التعريفي SAH في نماذج حقن مزدوجةالفئران 54,,55. الحقن المزدوج في الماجنا سيستيرنا يسمح لتوزيع يمكن التنبؤ بها من الدم على طول الفضاء تحت العنكبوت، مما أدى خصوصا في جلطات الدم حول الدورة الدموية الخلفية، ولكن يمكن أن أعرض اختلافات في المعلمات الفسيولوجية. لتجنب الضغط داخل الجمجمة (ICP) من ارتفاع مع حجم حقن الدم الدخول في القناة الشوكية، وكلاهما يؤدي إلى ضعف وظيفي الخلط56، ويمكن اختيار لإزالة حجم مكافئ من السائل النخاعي، كما حدث سابقا في نماذج أخرى30،51. في النموذج هنا ، تلقت الفئران الشام حجم مكافئ من ACSF أو الفسيولوجية 0.9 ٪ NaCl ، اعتمادا على التجربة ، مما يؤدي بوضوح إلى ارتفاع برنامج المقارنات الدولية. وهكذا، وزيادة حادة من نتائج برنامج المقارنات الدولية في زيادة من 18 مم زئبق إلى 120 مم زئبق27،48،53 في حقنة واحدة من الدم في نموذج cisterna ماغنا، من 46 إلى 107 مم زئبق27،37،49 في نموذج حقن الدم قبل خزان ، ومن 27 إلى 110 مم زئبق 39،40،53،57،58 في نموذج إنثقاب endovascular. في المقابل، ارتبط حقن الدم المزدوج في cisterna magna مع زيادة أصغر ICP من 60 إلى 67 ملم زئبق48،53. وعلاوة على ذلك، فإن إزالة الـ CSF من شأنه أيضا أن يغير برنامج المقارنات الدولية ويعدل الـ CSF. في نموذج SAH هنا، كان القرار هو عدم إزالة CSF قبل حقن الدم ولكن لمرافقة الجراحة عن طريق إجراء يتكون من هبت رأس الحيوان من 30 درجة. والهدف من ذلك هو تخفيف برنامج المقارنات الدولية عن طريق السماح لتوزيع الدم في الدورة الدموية الأمامية، وهي خطوة هامة وضرورية لمحاكاة علم وظائف الأمراض الفسيولوجية البشرية. في المرضى SAH, يتم الكشف عن ارتفاع حاد في برنامج المقارنات الدولية ويرتبط مع التروية الدماغي العالمي العابر59, من المرجح أن تسهم في ضعف مستمر من التنظيم التلقائي وفقدان الخلايا العصبية في وقت مبكر60. ومع ذلك ، بعد الحدث الأول بعد SAH ، غالبًا ما يتم اعتماد الصرف البطيني الخارجي المبكر لمرضى SAH المعنيين ، لتجنب تورم الدماغ و استسقاء الرأس61. هنا, قد لا يكون نموذج مزدوجة هه ه ه هذين شديدة في أول حدث النزيف لإثارة العواقب التي تعتمد على برنامج المقارنات الدولية لوحظت في المرضى, ولكن من المرجح أن تتكاثر مستمر وخفيفة تعزيز برنامج المقارنات الدولية لأيام بعد SAH.

بالإضافة إلى ذلك، كانت آخر معلمة غير المنضبط في نموذج SAH هنا الاختلافات المحتملة من متوسط ضغط الدم الشرياني (MABP) الناجمة عن إجراء حقن الدم السريعة بشكل مفرط27. في الواقع، MABP يرتفع بشكل حاد عادة بعد SAH التجريبية للحفاظ على ضغط الضخ الدماغي وبعد ذلك، يقع إلى خط الأساس. في نموذج SAH هنا ، قمنا بحقن الدم أو aCSF (~ 10 ميكرولتر / دقيقة) بمعدل منخفض لتجنب هذه الاختلافات MABP. فيما يتعلق بالأحداث العصبية البيولوجية في هذا النموذج محاكاة تلك التي لوحظت في البشر، أظهرنا سابقا أن نموذج حقن الدم المزدوج من SAH يحفز CVS طويلة الأمد، وتشكيل microthrombosis وتلف الدماغ الدماغي بما في ذلك عيب في الانتشار شبهي المحتملة من يوم 3 إلى يوم 10 بعد22SAH . ومع ذلك، فإن البيانات الأخيرة التي تصف أن CSD تشارك في13 DCI المرتبطة SAH تدعم بقوة السعي لهذا النوع من التحقيقات في نموذج الماوس من الحقن المزدوج. وينبغي أن يتيح ذلك تحقيق اختراقات علمية بشأن الأثر المفيد للعلاجات الجديدة التي تستهدف لجنة مكافحة الإيدز.

في الختام ، فإن نموذج الحقن المزدوج للدم الشرياني بأكمله في ماغنا سيستيرنا هو نموذج يتقن الذي يسمح بطريقة سهلة لمحاكاة فيزيوباتولوجيا SAH البشري بما في ذلك CVS ، microthrombosis ، التهاب الأوعية الدموية ، العجز العصبي ومعدل الوفيات. وهو يمثل نموذجاً تم التحقق منه لاختبار النهج العلاجية الجديدة لعلاج الوفيات المرتبطة بـ SAH.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgments

نشكر منصة بريبن (جامعة نورماندي روان، فرنسا) لمعدات التصوير والسيد أرنو أرنو أرنو، والسيدة جولي ماوكوتيل والسيدة مارتين دوبوا، على السكن الحيواني والرعاية. ونشكر السيدة سيليست نيكولا على تقديم صوتها إلى شريط الفيديو الخاص بالبروتوكول. وقد دعم هذا العمل من قبل برنامج نضوج سيناري نورماندي، مؤسسة AVC تحت رعاية FRM، جامعة نورماندي روان و Inserm. منطقة نورماندي والاتحاد الأوروبي (مشروع 3R). أوروبا تشارك في نورماندي مع صندوق التنمية الإقليمية الأوروبية (ERDF).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
absorbable hemostat Ethicon Surgicel
absorbable suturing thread Ethicon Vicryl 5.0
auto-regulated electric blanket Harvard Apparatus 50-7087-F
bluetack for capillary fixation UHU Patafix
electronic balance Denver Instrument MXX-2001
glass capillaries Harvard Apparatus GC150F-15 inner diameter 0.86 mm
outer diameter 1.5 mm
isoflurane vaporizer Phymep V100
micropipette puller Sutter Instrument Company P-97
needle 26 G BD microbalance 300300
non absorbable suturing thread Peters surgical Filapeau 4.0
stereotaxic frame David Kopf instruments Model 902
surgical equipment Kent scientific clamp, microscissors, thin scissors
syringe 20 mL TERUMO Thermofisher 11866071

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rincon, F., Rossenwasser, R. H., Dumont, A. The epidemiology of admissions of nontraumatic subarachnoid hemorrhage in the United States. Neurosurgery. 73 (2), 212-222 (2013).
  2. Sandvei, M. S., et al. Incidence and mortality of aneurysmal subarachnoid hemorrhage in two Norwegian cohorts, 1984-2007. Neurology. 77 (20), 1833-1839 (2011).
  3. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  4. Solenski, N. J., et al. Medical complications of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a report of the multicenter, cooperative aneurysm study. Participants of the Multicenter Cooperative Aneurysm Study. Critical Care Medicine. 23 (6), 1007-1017 (1995).
  5. Cahill, J., Calvert, J. W., Zhang, J. H. Mechanisms of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 26 (11), 1341-1353 (2006).
  6. Huang, J., van Gelder, J. M. The probability of sudden death from rupture of intracranial aneurysms: a meta-analysis. Neurosurgery. 51 (5), 1101-1107 (2002).
  7. Rabinstein, A. A. Secondary brain injury after aneurysmal subarachnoid haemorrhage: more than vasospasm. Lancet Neurology. 10 (7), 593-595 (2011).
  8. Kivisaari, R. P., et al. MR Imaging After Aneurysmal Subarachnoid Hemorrhage and Surgery: A Long-term Follow-up Study. American Journal of Neuroradiology. 22 (6), 1143-1148 (2001).
  9. Mayberg, M. R., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. A statement for healthcare professionals from a special writing group of the Stroke Council, American Heart Association. Stroke. 25 (11), 2315-2328 (1994).
  10. Dankbaar, J. W., et al. Relationship between vasospasm, cerebral perfusion, and delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neuroradiology. 51 (12), 813-819 (2009).
  11. Sehba, F. A., Hou, J., Pluta, R. M., Zhang, J. H. The importance of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Progress in Neurobiology. 97 (1), 14-37 (2012).
  12. Miller, B. A., Turan, N., et al. Inflammation, vasospasm, and brain injury after subarachnoid hemorrhage. BioMed Res Int. 2014, 384342 (2014).
  13. Dreier, J. P., et al. Delayed ischaemic neurological deficits after subarachnoid haemorrhage are associated with clusters of spreading depolarizations. Brain. 129, Pt 12 3224-3237 (2006).
  14. Mayer, S., et al. Global and domain-specific cognitive impairment and outcome after subarachnoid hemorrhage. Neurology. 59 (11), 1750-1758 (2002).
  15. Al-Khindi, T., Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Cognitive and functional outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 41 (8), 519-536 (2010).
  16. Macdonald, R. L., et al. Randomized trial of clazosentan in patients with aneurysmal subarachnoid hemorrhage undergoing endovascular coiling. Stroke. 43 (6), 1463-1469 (2012).
  17. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurological Research. 24 (5), 510-516 (2002).
  18. Schuller, K., Buhler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments. (81), e50845 (2013).
  19. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  20. Sabri, M., et al. Anterior circulation mouse model of subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1295, 179-185 (2009).
  21. Leclerc, J. L., et al. A Comparison of Pathophysiology in Humans and Rodent Models of Subarachnoid Hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).
  22. El Amki, M., et al. Long-Lasting Cerebral Vasospasm, Microthrombosis, Apoptosis and Paravascular Alterations Associated with Neurological Deficits in a Mouse Model of Subarachnoid Hemorrhage. Molecular Neurobiology. 55 (4), 2763-2779 (2018).
  23. Clavier, T., et al. Association between vasoactive peptide urotensin II in plasma and cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a potential therapeutic target. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2018).
  24. Kundra, S., Mahendru, V., Gupta, V., Choudhary, A. K. Principles of neuroanesthesia in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Journal of Anaesthesiology Clinical Pharmacology. 30 (3), 328-337 (2014).
  25. Schertz, M., et al. Incidence and Mortality of Spontaneous Subarachnoid Hemorrhage in Martinique. PLOS ONE. 11 (5), 0155945 (2016).
  26. Lin, C. -L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  27. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. -A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
  28. Turowski, B., et al. New angiographic measurement tool for analysis of small cerebral vessels: application to a subarachnoid haemorrhage model in the rat. Neuroradiology. 49 (2), 129-137 (2007).
  29. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  30. Muñoz-Sánchez, M. Á, et al. Urotensinergic system genes in experimental subarachnoid hemorrhage. Medicina Intensiva (English Edition). 41 (8), 468-474 (2017).
  31. Delgado, T., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
  32. Solomon, R. A., Antunes, J. L., Chen, R., Bland, L., Chien, S. Decrease in cerebral blood flow in rats after experimental subarachnoid hemorrhage: a new animal model. Stroke. 16 (1), 58-64 (1985).
  33. Ram, Z., Sahar, A., Hadani, M. Vasospasm due to massive subarachnoid haemorrhage-a rat model. Acta Neurochirurgica. 110 (3-4), 181-184 (1991).
  34. Glenn, T. C., et al. Subarachnoid hemorrhage induces dynamic changes in regional cerebral metabolism in rats. Journal of Neurotrauma. 19 (4), 449-466 (2002).
  35. Gules, I., Satoh, M., Clower, B. R., Nanda, A., Zhang, J. H. Comparison of three rat models of cerebral vasospasm. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (6), 2551-2559 (2002).
  36. Sabri, M., et al. Mechanisms of microthrombi formation after experimental subarachnoid hemorrhage. Neuroscience. 224, 26-37 (2012).
  37. Jeon, H., Ai, J., Sabri, M., Tariq, A., Macdonald, R. Learning deficits after experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Neuroscience. 169 (4), 1805-1814 (2010).
  38. Silasi, G., Colbourne, F. Long-term assessment of motor and cognitive behaviours in the intraluminal perforation model of subarachnoid hemorrhage in rats. Behavioural Brain Researchearch. 198 (2), 380-387 (2009).
  39. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
  40. Bederson, J. B., et al. Acute vasoconstriction after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 42 (2), 352-362 (1998).
  41. Park, I. -S., et al. Subarachnoid hemorrhage model in the rat: modification of the endovascular filament model. Journal of Neuroscience Methods. 172 (2), 195-200 (2008).
  42. Vanden Bergh, W., et al. Magnetic resonance imaging in experimental subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica. 147 (9), 977-983 (2005).
  43. Peng, J., et al. LRP1 activation attenuates white matter injury by modulating microglial polarization through Shc1/PI3K/Akt pathway after subarachnoid hemorrhage in rats. Redox Biology. 21, 101121 (2019).
  44. Okada, T., et al. Selective Toll-Like Receptor 4 Antagonists Prevent Acute Blood-Brain Barrier Disruption After Subarachnoid Hemorrhage in Mice. Molecular Neurobiology. 56 (2), 976-985 (2019).
  45. Tiebosch, I. A., et al. Progression of brain lesions in relation to hyperperfusion from subacute to chronic stages after experimental subarachnoid hemorrhage: a multiparametric MRI study. Cerebrovascular Diseases. 36 (3), 167-172 (2013).
  46. Weidauer, S., Vatter, H., Dettmann, E., Seifert, V., Zanella, F. E. Assessment of vasospasm in experimental subarachnoid hemorrhage in rats by selective biplane digital subtraction angiography. Neuroradiology. 48 (3), 176-181 (2006).
  47. Lee, J. Y., Huang, D. L., Keep, R., Sagher, O. Characterization of an improved double hemorrhage rat model for the study of delayed cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 168 (2), 358-366 (2008).
  48. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PloS one. 7 (3), 33366 (2012).
  49. Piepgras, A., Thome, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
  50. Rosenberg, G. A., Mun-Bryce, S., Wesley, M., Kornfeld, M. Collagenase-induced intracerebral hemorrhage in rats. Stroke. 21 (5), 801-807 (1990).
  51. Raslan, F., et al. A modified double injection model of cisterna magna for the study of delayed cerebral vasospasm following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental & Translational Stroke Medicine. 4 (1), 23 (2012).
  52. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PLoS One. 7 (3), 33366 (2012).
  53. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65 (2), 331-343 (2009).
  54. Guresir, E., et al. The effect of common carotid artery occlusion on delayed brain tissue damage in the rat double subarachnoid hemorrhage model. Acta Neurochir (Wien). 154 (1), 11-19 (2012).
  55. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58 (6), 1190-1197 (2006).
  56. Leonardo, C. C., Robbins, S., Doré, S. Translating basic science research to clinical application: models and strategies for intracerebral hemorrhage. Frontiers in Neurology. 3, 85 (2012).
  57. Feiler, S., Friedrich, B., Schöller, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. Journal of Neuroscience Methods. 190 (2), 164-170 (2010).
  58. Westermaier, T., Jauss, A., Eriskat, J., Kunze, E., Roosen, K. Acute vasoconstriction: decrease and recovery of cerebral blood flow after various intensities of experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Journal of Neurosurgery. 110 (5), 996-1002 (2009).
  59. van Lieshout, J. H., et al. An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgical Review. 41 (4), 917-930 (2018).
  60. Conzen, C., et al. The Acute Phase of Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Intracranial Pressure Dynamics and Their Effect on Cerebral Blood Flow and Autoregulation. Translational Stroke Research. 10 (5), 566-582 (2019).
  61. Connolly, E. S., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a guideline for healthcare professionals from the American Heart Association/american Stroke Association. Stroke. 43 (6), 1711-1737 (2012).

Tags

علم الأعصاب، العدد 162، البواسير subarachnoid، cisterna magna، الفأر، vasospasm، نموذج الحيوان، اختبار المحرك sensitivo، الدم
مزدوجة الحقن المباشر للدم في ماغنا سيستيرنا كنموذج للنزف تحت العنكبوتية
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Pedard, M., El Amki, M.,… More

Pedard, M., El Amki, M., Lefevre-Scelles, A., Compère, V., Castel, H. Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage. J. Vis. Exp. (162), e61322, doi:10.3791/61322 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter