Summary
Store dyremodeller spiller en viktig rolle i preklinisk transplantasjonsforskning. På grunn av likhetene med det kliniske oppsettet, gir svinemodellen av ortotopisk nyre automatisk transplantasjon beskrevet i denne artikkelen en utmerket in vivo-innstilling for testing av organbevaringsteknikker og terapeutiske inngrep.
Abstract
I den nåværende epoken med organtransplantasjon med kritisk organmangel, brukes ulike strategier for å utvide utvalget av tilgjengelige allografter for nyretransplantasjon (KT). Selv om bruk av allografter fra utvidede kriterier donorer (ECD) delvis kan lette mangelen på organdonorer, ECD organer bære en potensielt høyere risiko for dårligere resultater og postoperative komplikasjoner. Dynamiske organbevaringsteknikker, modulering av iskemi-reperfusjon og bevaringsskade, og allograftterapi er i søkelyset av vitenskapelig interesse i et forsøk på å forbedre allograftutnyttelse og pasientutfall i KT.
Prekliniske dyreforsøk spiller en viktig rolle i translasjonell forskning, spesielt i medisinsk utstyr og narkotikautvikling. Den største fordelen med svin ortotoppisk auto-transplantasjon modell over ex vivo eller små dyrestudier ligger innenfor kirurgisk-anatomiske og fysiologiske likheter til den kliniske innstillingen. Dette gjør det mulig å utredning av nye terapeutiske metoder og teknikker og sikrer en tilrettelagt klinisk oversettelse av funnene. Denne protokollen gir en omfattende og problemorientert beskrivelse av svineortopisk nyre auto-transplantasjon modell, ved hjelp av en bevaring tid på 24 timer og teleskopovervåking. Kombinasjonen av sofistikerte kirurgiske teknikker med svært standardiserte og toppmoderne metoder for anestesi, dyrehus, perioperativ oppfølging og overvåking sikrer reproduserbarheten og suksessen til denne modellen.
Introduction
Siden den første vellykkede menneskelige nyretransplantasjonen mellom eneggede tvillinger i 1954, utført av den banebrytende gruppen av Nobelprisvinnerkirurgen Joseph Murray1,har nyretransplantasjon (KT) utviklet seg som bærebjelken i behandlingen for pasienter med terminal nyresykdom (ESRD)2. KT viser overlegne langsiktige kliniske resultater og livskvalitet sammenlignet med dialyse2. Kort- og langsiktig overlevelse etter KT forbedret seg kontinuerlig, på grunn av fremskritt i kirurgiske teknikker, organbevaring, immunsuppressiv terapi og kritisk behandling, og dermed ble KT allment tilgjengelig på global skala2,3,4.
På grunn av kritisk organmangel er det et stadig økende gap mellom allograft tilbud og etterspørsel3,5,6. I 2018 ventet ca. 12 031 pasienter på KT i Tyskland, men bare mindre enn 20 % (2291 pasienter) kunne få en donornyr på grunn av den ekstreme mangelen på organer fortransplantasjon 7. Dessverre har ikke bare det absolutte antallet organdonorer, men også den generelle kvaliteten på allograftene som tilbys for transplantasjon, gått ned de sistetiårene 8,9. En økende tendens ble observert i antall predamaged eller "marginale" nyre allografts som måtte aksepteres fortransplantasjon 10. Bruken av ECD allografts kan redusere ventetid og venteliste sykelighet og dødelighet, det er imidlertid forbundet med en økt forekomst av graft-relaterte komplikasjoner som primære graft ikke-funksjon (PNF) og / eller forsinket graft funksjon (DGF)8,9,10. Videre forskning er avgjørende for å optimalisere allograft utnyttelse, utvide donor bassenget og beskytte og rekondisjonere marginale allografts som til slutt kan forbedre pasientensresultater 3,6.
På grunn av den ressurskrevende og komplekse karakteren av store dyretransplantasjonsmodeller utføres et stort antall studier ved hjelp av små dyr eller i ex vivo-innstillinger11,12,13,14,15. Selv om disse modellene kan levere viktige vitenskapelige data, er oversettelsen av disse funnene til den kliniske innstillingen ofte begrenset. Svinemodellen av ortotopisk nyre auto-transplantasjon er en veletablert og reproduserbar modell som gjør det mulig å teste nye innovative behandlingstilnærminger i en klinisk relevant in vivo-innstilling, med potensielt lengre oppfølgingsperioder og rikelig muligheter for repeterende prøvesamling16,17. Utover fordelen av den sammenlignbare størrelsen, som tillater relativt direkte oversettelse til den kliniske innstillingen (spesielt for medisinsk utstyrsutvikling og legemiddeldosering), støtter kirurgisk-anatomiske og fysiologiske likheter når det gjelder iskemi-reperfusjonsskade (IRI) respons og nyreskade, bruken av denne modellen i translasjonellforskning 17,18,19. Denne modellen gir også en utmerket opplæringsmulighet til å forberede unge transplantasjonskirurger for de tekniske utfordringene ved klinisk organtransplantasjon20.
Det er også flere forskjeller i forhold til den menneskelige innstillingen og ulike tekniske modifikasjoner av modellen finnes ilitteraturen 16,17,19,20,21. Denne artikkelen beskriver omfattende tekniske detaljer, fallgruver og anbefalinger som kan bidra til å etablere modellen av svin ortopisk nyre auto-transplantasjon. Den beskrevne telemetri- og videoovervåkingsmetoden samt vårt spesialdesignede boliganlegg gir en alvorlighetsgradsvurdering og klinisk observasjon av dyrene. Bruken av et perkutant urinkateter og utpekte svinejakker gir mulighet for en detaljert vurdering av nyrefunksjonen uten bruk av metabolske bur. Disse tekniske endringene beskrives som potensielle løsninger for å overholde de moderne utfordringene i 3R-prinsippet (Erstatning, reduksjon og raffinement) og forbedre dyreforsøk ved hjelp av store dyremodeller22.
Protocol
Den nåværende studien ble designet i henhold til prinsippene i ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments) retningslinjer23. Eksperimenter ble utført i samsvar med institusjonelle retningslinjer og den tyske føderale loven om beskyttelse av dyr. Det fullstendige etiske forslaget ble godkjent av de ansvarlige myndighetene (Governmental Animal Care and Use Committee, LANUV NRW - "Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen", Recklinghausen, Tyskland, Protokoll-ID: 81-02.04.2018.A051). Alle dyrene i den nåværende studien fikk human omsorg i henhold til prinsippene i "Guide for omsorg og bruk av laboratoriedyr" (8. utgave, NIH-publikasjon, 2011, USA) og direktivet 2010/63/EU om beskyttelse av dyr som brukes til vitenskapelige formål (Official Journal of the European Union, 2010). Kvinnelige tyske landrasegriser ble hentet fra et hygienisk optimalisert barriereavlsanlegg (Heinrichs GbR, Heinsberg, Nordrhein-Westfalen). Figur 1 viser sammendraget av den beskrevne eksperimentelle protokollen.
1. Dyr og boliger
- Bruk kvinnelige tyske landrasegriser (eller sammenlignbare) for denne protokollen. Lever dyrene til forskningsanlegget 14 dager før den første operasjonen (telemetriimplantasjon) for akklimatisering og hus dem i et temperatur- og fuktighetskontrollert barrieremiljø med en 12 h lys og mørk syklus ( figur 2).
- Monter to telemetrimottakere i taket på rommet som gjør at de registrerte dataene kan overføres direkte til en PC som ligger i observasjonsrommet. Sørg for at dyr observeres visuelt under regelmessige besøk av veterinæroffiserene og av dyrevaktmesteren som har ansvaret (hver 8. time og on-demand).
MERK: Videre, i dette eksperimentet ble det brukt et sanntidskameraopptak med integrert termisk bildebehandling koblet til det lokale nettverket. Detaljer om boliganlegget som brukes i denne studien er avbildet i figur 2.
2. Grunnleggende teknikker og vanlige prosedyrer
- Rask dyrene over natten før operasjonen.
- Premedicate ved en innledende intramuskulær injeksjon av azaperon (4 mg/kg) og atropin (0,1 mg/kg), etterfulgt av en injeksjon av ketamin (15 mg/kg) 10 min senere.
- Etter premedisinering, veie dyret og overføre det direkte fra boliganlegget til det sentrale OR-anlegget anestesiforberedelsesrom.
- Kanylere en av de store øreårer ved hjelp av et 18 G perifert venekateter. Overvåk dyret med en standard EKG og pulsoksymetri.
- Initier anestesi med propofol (3 mg/kg).
- Utsett stemmebåndet med et strupehodeskop og sett inn et 7,5 mm endotrakealrør. Mansjetten er blokkert med luft i henhold til produsentens anbefalinger.
- Sett inn et oro-gastrisk dreneringsrør for å fjerne væske og luft fra magen.
- Sett inn et urinkateter via urinrøret.
- Deretter trimme huden i området av det kirurgiske snittet.
- Påfør øyesalve for å forhindre tørking av hornhinnen under operasjonen.
- Etter orotracheal intubasjon, opprettholde anestesi med isofluran (endelig ekspiratorisk 1,45-2,0 Vol.%) og fentanyl (3 -7,5 μg/kg/t).
- Sørg for aktiv intraoperativ temperaturkontroll av dyret med en varmepute og bruk av oppvarmet luft. Sett inn en rektal sonde for å overvåke kroppstemperaturen (måltemperatur 36,5 °C - 37,5 °C).
- Administrer antibiotisk profylakse ved hjelp av cefuroksim (35 mg/kg i.v.). Infuse Ringer oppløsning ved 4 ml/kg/t og øk til 8 ml/kg/t etter hud snitt. Administrer en profylaktisk dose pantoprazol (40 mg i.v.) over tilgangen til ørevenen.
- Utfør alle kirurgiske prosedyrer under sterile forhold i henhold til de generelle prinsippene for kirurgisk asepsis og antisepsis. Desinfiser det kirurgiske feltet med povidon-jodløsning og dekk med kirurgiske gardiner.
3. Implantasjon av telemetri
- Forbered dyret for kirurgi etter trinnene beskrevet under avsnitt 2 i protokollen og bekreft riktig anestesi med en avtagende hjertefrekvens og mangel på bevisst bevegelse av dyret.
- Samle blod- og urinprøver for å bestemme individuelle laboratorieverdier ved baseline.
- Merk snittet nettsteder ved hjelp av en permanent markør.
- For å implantere arteriell sensor av telemetri transponder, utføre en 3-4 cm snitt i lysken. Eksponer og dissekere arterien på en 360° måte.
- Bruk en Overholt klemme trekke gjennom to-fartøy løkker under arterien og sikre dem med myggklemmer.
- Etter å ha laget en arterie ved hjelp #11 knivskalpellen, sett inn arteriell sensor. Lukk arterien med 5-0 polypropylensutur med enkeltknutesug og fest arteriell sensor ved hjelp av en av disse suturene.
- Lag et 3-4 cm stort snitt på venstre flanke av dyret og lag en subkutan pose for transponderen ved sløv disseksjon.
- Tunnel telemetri transponder til flanken og fikse den til muskel fascia (3-0 polypropylen, enkelt knute). Tunnel de røde og hvite EKG elektrodene til høyre og venstre side av thorax. Lag to 1 cm snitt og sikre elektrodene i muskelvevet for å sikre et godt EKG-signal med enkle knuter (3-0 polyglactin).
- Start registrering av telemetridata og kontroller de ulike signalene (f.eks. kroppstemperatur registrert av transponderkroppen selv, arterielt blodtrykk og EKG-signaler).
- Lukk snittene i lysken, på venstre flanke og de to små thorakal snittene ved hjelp av muskel- og subkutane suturer (3-0 polyglactin) og lukk huden ved hjelp av en ikke-absorberbar monofilamentsug (f.eks. 2-0 Prolene).
- Bruk en sprayfilmdressing for å forsegle snittene.
- På dette tidspunktet forberede dyret til å bære en utpekt svinjakke som dyret bærer for resten av studieperioden. Bytt jakker med en ren jakke etter hvert kirurgisk inngrep.
MERK: For å registrere stabile baseline data, er telemetri transpondere implantert 14 dager før indeksen kirurgi (venstre nephrectomy, se også Diskusjon).
4. Nephrectomy og nyre graft gjenfinning
- Forbered dyret for graft gjenfinningskirurgi etter prosedyrene beskrevet i avsnitt 2.
- Etter induksjon av anestesi, kanylere den ytre halsvenen. Etter den sterile desinfeksjonen av det kirurgiske feltet, gjøres et 4 cm snitt på høyre side i halssporet.
- Dissekere subkutant vev og muskler for å avsløre den ytre halsvenen.
- Eksponer og dissekere venen på en 360° måte.
- Bruk en Overholt klemme trekke gjennom to-fartøy løkker under venen og sikre dem med myggklemmer.
- Tunnel halskateteret til baksiden av dyret. For dette, plasser grisen på venstre side. Bruk Seldinger-metoden til å sette inn halskateteret.
- Lukk åpningen på venen og fest kateteret ved hjelp av 5-0 polypropylensutur.
- Lukk snittet i to lag (f.eks. 3-0 polyglaktin for muskel og subkutan og 2-0 polypropylen for huden).
- Fest kateteret til huden med flere suturer (2-0 polypropylen).
- Test halsvenekateteret for fri aspirasjon og injeksjon. Deretter bytter du den intravenøse linjen fra ørevenen kanyle til den sentrale venøse linjen.
- Etter kirurgisk desinfeksjon og drapering, utfør en median laparotomi for å åpne magen (25-30 cm). Bruk en standard abdominal retractor for å eksponere det kirurgiske feltet.
- Bruk våte og varme bukhåndklær for å dekke tykktarmen og tynntarmen. Be den andre assistenten om å holde tarmen til retning av høyre hemi-abdomen utsette nyrene og dens vaskulære strukturer.
- Åpne det peritoneale laget og dissekere venstre nyre og urineren fra ethvert tilhengervev ved hjelp av monopolkautery, bipolare pinsett og fin saks.
- Ligate og dele venstre ureter (3-0 polyglactin) forlater en minst 10 til 12 cm lang segment.
- Fullfør disseksjonen av venstre nyrevene(e) og arterie til opprinnelsen fra henholdsvis dårligere vena cava og aorta.
MERK: Unngå skade og åpning av de store lymfatiske karene i denne anatomiske regionen. Vær også oppmerksom på en potensiell skade på azygo-lumbal venen som slutter seg til nyrevenen nær opprinnelsen fra vena cava. - Dissekere og ligaere azygo-lumbal venen mellom to ligaturer (3-0 polyglactin).
- Forbered deg på bakbordsdeksjonen ved hjelp av en bolle med is og et sterilt deksel.
- For å hente graft nyre, klemme nyrearterien og nyrevenen nær aorta og vena cava med vaskulære klemmer. Fjern nyretransplantaten ved å kutte karene med en saks nær klemmene og gi nyrene over til bakbordsteamet.
- Lukk stubben av nyrearterien ved hjelp av en 5-0 polypropylensutur. Lukk nyrevenen ved hjelp av en to-lags kontinuerlig sutur med 5-0 polypropylen. Fjern de vaskulære klemmene.
- Etter å ha sjekket området for blødning eller lymfelekkasje, lukk magen i 4 lag.
MERK: Peritoneum: 3-0 polyglactin kjører sutur; fascia: 0 polyglactin kjører sutur; subkutant lag: 3-0 polyglactin kjører sutur; hud: hud stiftemaskin etter nyre gjenfinning kirurgi, for å lette gjenåpning av magen neste dag og 2-0 polypropylen enkelt knute suturer etter transplantasjon prosedyren for definitiv lukking. - Etter påføring av steril sårdressing, returner dyret til boliganlegget og la det komme seg etter endotrakeal ekstubasjon. For postoperativ analgesi, bruk buprenorfin (0,05 - 0,1 mg/kg) intramuskulært hver 8.
5. Bakbord og organbevaring
- Etter graft gjenfinning, umiddelbart kanylere nyrearterien ved hjelp av en standard 14 G (oransje) perifert kateter og fikse det ved hjelp av en turniquet tilberedt fra 3-0 polyglactin.
- Skyll nyrene med kald organbevaringsløsning.
- Etter spyling med 500 ml organbevaringsløsning, fjern arteriell kanyle, pakk nyretransplantatet i sterile organposer og oppbevares i organbevaringsløsning med en målkald iskemisk tid (CIT) på 24 timer ved 4 °C ved hjelp av en datastyrt kjølekrets.
MERK: En kort skylling etter bevaring anbefales ved hjelp av 500 ml 4 °C normal saltvannsoppløsning.
6. Kontralateral nefkultomi og ortotopisk nyre auto-transplantasjon
- Under mottakeroperasjonen, tilpass premedisinering og innledende anestesi til begrenset nyremetabolisme og unngå bruk av ketamin. Induksjon utføres med propofol (3-5 mg/kg i.v.), midazolam (0,25 mg/kg i.v.) og atropin (0,1 mg/kg i.m.). Deretter er det preoperative preparatet identisk med prosedyrene beskrevet i avsnitt 2.
- Opprettholde anestesi med isofluran (endelig ekspirativ 1,45-2,0 Vol.%) og fentanyl (3 - 7,5 μg/kg/h) og propofol (2 - 4 mg/kg/t).
- Kontroller og kontinuerlig overvåke EKG, pulsoksymetri, rektal temperatur og funksjonen til telemetri transponder.
MERK: Streng anestesi og blodtrykkskontroll er av avgjørende betydning under implantasjonsprosedyren. - I sjeldne tilfeller hvor det arterielle blodtrykkssignalet som er registrert over telemetritransponderen ikke er tilfredsstillende på grunn av dyrets liggende stilling, plasser et ytterligere arterielt kateter i høyre lårarterie ved hjelp av perkutan punktering og Seldinger-teknikken.
- Etter steril drapering, gjenåpne median laparotomi og utsette det kirurgiske feltet ved hjelp av abdominal retractor. Tykktarmen og tynntarmen er plassert på venstre side av magen for å eksponere den intakte høyre nyren.
- I likhet med donorprosedyren, dissekere kontra-lateral nyre og dets fartøy fra det omkringliggende vevet. Dissekere høyre nyrevene og nyrearterien i retning av nyren hilum for å sikre tilstrekkelig karlengde for anastomose.
- 5 min før vaskulær klemming, injiser natrium-heparin intravenøst (100 I.U./ kg).
- Klem fast riktig nyrearterie og høyre nyrevene ved hjelp av vaskulære klemmer. Den rette nyren er fjernet. Fartøyene kontrolleres for integritet før anastomosene startes.
- Plasser den bevarte graft nyre i magen og start venøse og arterielle anastomoser.
- Fra dette punktet og utover, hold gjennomsnittlig arterielt trykk over 80-90 mm Hg for å sikre en god tidlig perfusjon av nyretransplantatet etter reperfusjon. Oppnå dette delvis ved tilstrekkelig volumhåndtering og delvis ved administrering av noradrenalin (0,1 - 1,0 μg/kg/min som en kontinuerlig infusjon ved hjelp av gjennomsnittlig arterielt blodtrykk og hjertefrekvens for å overvåke effektiviteten).
- Utfør ende-til-ende anastomose i nyrevenen:
- Etter å ha plassert to hjørnemasker ved hjelp av 5-0 polypropylen, sutur bakveggen på en kontinuerlig måte.
- Bind kranial hjørnesting og bind den sammen med tråden som brukes til bakveggen.
- Etter endt bakvegg, bruk kranial hjørnesøm til å suturere frontveggen i en cranio-caudal retning. Skyll venen med aheparinisert saltvannsløsning (100 I.U./ml). Bind den kaudale hjørnesting.
MERK: Ved en størrelseskonflikt mellom donor- og mottakersidene, kan en liten vekstfaktor brukes til å sikre en bred og tilstrekkelig anastomose. Det er mange mulige varianter av svinerenalvenegrenene. Ved kompleks venøs anatomi er det nødvendig med en modifisert anastomosetilnærming (se figur 3).
- Utfør ende-til-ende anastomose av nyrearterien:
- Bruk en 6-0 polypropylen kranial hjørnesting for å utføre arteriell anastomose. Plassere en ytterligere caudal, støtte hjørnesting som senere fjernes, er valgfritt.
- Sutur bakveggen på en kontinuerlig måte ved hjelp av fallskjermteknikken. Etter ankomst til caudal hjørnet fjerne den andre hjørnemasken (hvis aktuelt).
- Sutur frontveggen med den andre enden av den dobbeltbevæpnede 6-0 polypropylen sutur. Skyll arterien med en heparinisert saltvannsløsning (100 I.U./ml). Bind de to trådene i caudal hjørnet.
- Registrer tiden som trengs for å utføre begge anastomoser med et mål varm iskemi tid på <40 min.
- Reperfuse nyrene ved å åpne venøs vaskulær klemme og deretter arteriell klemme. Se etter betydelig blødning.
- Hvis ingen signifikant blødning fra anastomosene observeres, pakk ut nyretransplantatet og hell varm normal saltvannsløsning i magen som dekker det reperfused transplantatet.
- Flytt graftet, om nødvendig, for å sikre homogen reperfusjon og unngå overbelastning.
- Administrer papaverin lokalt til utsiden av nyrearterien og arteriell anastomose (5 ml ufortynnet).
- Etter reperfusjon fyller 250 ml 20 % glukoseoppløsning for å indusere osmotisk dierese etterfulgt av administrering av en enkeltdose på 80 mg furosemid.
MERK: Etter dette kan innledende urinproduksjon observeres. - For å sikre urindrenering, passere et 12 fransk pediatrisk urinkateter gjennom bukveggen til høyre flanke av dyret, retroperitoneally.
- Fest kateteret i urineren ved hjelp av ligaturer (2-0 polyglactin) og blokker kateteret med 2 ml saltvann. Ytterligere suturer brukes til å tilpasse og feste urineren til bukveggens bukvegg (2-0 polypropylen). Kateteret er også festet til huden med minst to enkle knutesuger (2-0 polypropylen).
- Lukk det peritoneale laget over nyrene for å forhindre forvridning av nyretransplantatet og kinking av vaskulære anastomoser (3-0 polyglactin).
- Lukk magen på en lignende 4-lags måte som beskrevet tidligere for graft gjenfinning.
- Etter abdominal lukking, opprettholde normothermia på ELLER tabellen.
MERK: Gjennomsnittlig arterielt blodtrykk bør opprettholdes over 80 mm Hg til dyret er våken og er i en utsatt posisjon. - Etter abdominal lukking, bruk farge Doppler ultralyd for å sikre tilstrekkelig arteriell og venøs perfusjon av nyretransplantatet (figur 4). Overvåk dyret nøye til det er helt våken og kan gå og drikke spontant. Dyrene får 1 L Ringeløsning i gjenopprettingsfasen.
- Deretter returnerer du dyret til boksen i boliganlegget.
7. Oppfølging, utvalg og datainnsamling
- Gi dyrene vann ad libitum så snart de kan drikke spontant. Gi fast mat fra postoperativ dag 1.
- For postoperativ analgesi, administrer buprenorfin (0,05 - 0,1 mg/kg) intramuskulært hver 8. Gi antibiotikabehandling (cefuroksim 35 mg/kg i.v. 2x daglig) og tromboseprofylakse (500 mg acetylsalisylsyre fra postoperativ dag 1) i hele observasjonsperioden til slutten av forsøket.
MERK: Hvis blødningskomplikasjoner oppstår, avbrytes aspirin. - Registrer kontinuerlige telemetridata gjennom hele observasjonsperioden. Sørg for at dyrene besøkes minst hver 8.
MERK: Disse såkalte humane endepunktkriteriene er definert som beskrevet tidligere24. - Utfør daglig prøvesamling ved hjelp av den sentrale venøse linjen og det perkutane urinkateteret. Bytt urinposer (2000 ml) 2x daglig.
- Etter prøveoppsamling eller administrering av væsker eller legemidler, blokker det sentrale venekateteret med heparinisert saltvannsløsning (100 I.U./ml) mellom hver bruk for å unngå okklusjon og dekke det med en ny steril hette.
- Etter den tilsvarende observasjonsperioden på 5 til 7 dager, ofre dyrene i dyp anestesi etter relaparotomi, prøvesamling og explantation av nyretransplantatet. Offer utføres ved hjelp av en enkelt injeksjon av pentobarbital (50 - 60 mg/kg i.v.).
MERK: I samsvar med 3R-prinsippet kan de resterende organene og vevene til de ofret dyrene brukes til ulike ex vivo-forskning og pedagogiske formål i interne institutter.
Representative Results
Vår gruppe har flere års erfaring med solid organtransplantasjon modeller i små og store dyr og benyttet svin ortopisk nyre auto-transplantasjon modell, oppnå reproduserbare resultater i ulike eksperimentelleinnstillinger 16,25,26,27. Avhengig av det eksperimentelle oppsettet anbefaler vi at du utfører 3 til 5 autotransplantasjoner som foreløpige eksperimenter som sikrer en tilstrekkelig læringskurve for hele eksperimentelt team. I den nåværende innstillingen var det nødvendig med 5 transplantasjoner for å trene en kirurg, med 8 år tidligere eksperimentell- og 5 års klinisk kirurgisk erfaring innen transplantasjonskirurgi, i å utføre disse eksperimentene. Dette kan variere avhengig av tidligere eksponering av kirurgen til disse teknikkene.
Innenfor rammene av denne protokollen, resultatene av et sett med 5 svin ortopisk nyre auto-transplantasjon eksperimenter er demonstrert. Transponderimplantasjon var vellykket hos hvert dyr med tilstrekkelige telemetrisignaler gjennom hele observasjonsperioden (unntatt ett dyr med delvis transponderdysfunksjon). Kniv-til-hud intervall for transponderimplantasjonen var 85 min ± 5 min (Tabell 1). Etter graft gjenfinning, alle dyr gjenvunnet godt i boliganlegget. Kniv-til-hud intervall for gjenfinning kirurgi var 135 min ± 32 min (inkludert ca 30-45 min for innsetting, tunnelering og sikring av jugular kateteret). Den venstre nyren ble lagret i et kaldt vannbad med et mål kaldt iskemi tid på 24 h (24 t ± 30 min). Dagen etter, etter anestesiinduksjon og relaparotomi, ble den kontralaterale (høyre) nyren fjernet etterfulgt av ortotopisk autotransplantasjon av den kalde lagrede venstre nyretransplantatet som beskrevet tidligere. Kniv-til-hud intervall for auto-transplantasjon kirurgi var 168 min ± 27 min (inkludert explantation av høyre nyre). Varm iskemi tid var 34 min ± 7 min. Hvert implanterte nyretransplantater hadde en minimal, men direkte urinproduksjon etter reperfusjon. Etter abdominal lukking viste farge Doppler ultralyd tilfredsstillende arteriell og venøs perfusjon av nyrene i alle tilfeller (figur 4). Alle dyr gjenopprettet fra anestesi og ingen signifikante komplikasjoner ble observert gjennom observasjonsperioden. Daglige blod- og urinprøver ble samlet inn. Alle griser var i god klinisk tilstand under oppfølgingen og ble ofret etter 5 dager. Serumkreatinin og kaliumverdier toppet seg på POD3-4. Blod-pH-en har holdt seg innenfor normale områder (figur 5). Urinproduksjonen gjenopprettet til normale verdier i løpet av de første fire postoperative dagene. Antall hvite blodceller ble noe økt ved slutten av oppfølgingsperioden (figur 5). Kroppstemperatur, målt ved kontinuerlig telemetriovervåking, viste små svingninger i den postoperative perioden.
Figur 1: Studere flytskjema og protokoll. Forkortelser brukt: POD-postoperativ dag; EKG-elektrokardiografi. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Dyrehusanlegg med sanntids- og kontinuerlig telemetriovervåking av opptil 6 dyr. (A) Skjematisk blåkopi av anlegget vårt egnet for bolig- og telemetriovervåking av opptil 6 dyr. Størrelsen på de enkle beholdningsboksene ble bestemt basert på retningslinjene i EU-direktivet 2010/63 og ETS 123 Vedlegg A. Panel A-E viser representative bilder av organiseringen av anlegget vårt. (B) Dyrerom for boliger av 6 dyr. (C) Observasjonsrom med en PC som brukes til kontinuerlig registrering av telemetridata. (D) Sanntids video og termiske opptak av dyrene. (E) Individuell holder sikre akustisk og olfaktorisk kontakt av dyrene med sine følgesvenner for å unngå sosial isolasjon. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Ortotopisk nyre auto-transplantasjon og anatomiske variasjoner og rekonstruksjon muligheter. (A,B) Trinnene i ortotopisk nyre auto-transplantasjon modell i tilfelle av en "standard" vaskulær anatomi. (C) Variasjon 1: mens en større vene kommer med donornyren, er det to årer på mottakersiden. Ledelse: den mindre venen er lukket av en ligatur og anastomosen utføres ende til ende mellom nyreårene. (D) Variasjon 2: mens en større vene kommer med donornyren, er det ingen egnet mottakerfartøy på den kontralaterale siden (f.eks. størrelseskonflikt). Ledelse: ende til side anastomose av nyrevenen til dårligere vena cava. (E) Variasjon 3: to lignende årer på begge sider. Ledelse: rekonstruksjon av to venøse anastomoser. (F)Variasjon 4: mens to lignende årer kommer med donornyren, er det ingen egnet mottakerfartøy på den kontralaterale siden. Ledelse: ende til side anastomose av nyrevenen til dårligere vena cava i tilfelle av to nyreårer. (G)Variasjon 5: en donor nyre kommer med en vene som viser en tidlig bifurcation, mens det er en stor vene på den kontralaterale siden. Ledelse: ende til slutt anastomose av den korte felles kanalen av donor nyrevenen med en stor vene på mottakersiden. (H) Variasjon 6: mens donornyren kommer med en enkelt nyrevene med en tidlig bifurcation, er det ingen passende mottakerfartøy på den kontralaterale siden. Ledelse: ende til side anastomose av den korte felles kanalen av donor nyre venen til dårligere vena cava. Denne figuren viser en håndfull av de hyppigere variasjonene og er ikke statistisk omfattende når det gjelder alle variasjoner som er mulige i tyske landløpsgriser. Forkortelser brukt: KG-nyre graft; RK-høyre nyre; IVC-dårligere vena cava; AO-aorta Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Representative farge Doppler ultralydbilder, rett etter ortopisk nyre auto-transplantasjon og abdominal lukking. (A) Color Doppler ultralyd utføres direkte etter implantasjon av nyre og abdominal lukking, for å sikre god arteriell og venøs perfusjon av nyretransplantatet og for å screene for potensiell iatrogen vaskulær kinking. Ultralyd ble også brukt daglig og on-demand, basert på dyrets kliniske ytelse for å screene for ulike problemer. (B-E) Representative ultralydbilder av et nyretransplantat etter implantasjon. Bildet av nyretransplantatet med og uten farge Doppler (B,C) viser en utmerket arteriell (D) og venøs perfusjon (E). Denne figuren viser representative bilder fra samme dyr. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Representative laboratoriefunn og teleskopdata for den ortotopiske nyredialytransplantasjonsmodellen med en kald iskemitid på 24 timer. (A)Serum kaliumverdier (B) Serumkreatininverdier (C) pH (D) Antall hvite blodceller (WBC) (E) Urinutgang. (F)Gjennomsnittlig kroppstemperatur registrert ved telemetrisk overvåking gjennom hele observasjonsperioden i fire påfølgende nyretransplantasjon (ingen data presentert fra 5th dyr på grunn av delvis transponder dysfunksjon). Forkortelser brukt: POD-postoperativ dag. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: Eksempler på mulige perioperative komplikasjoner og fallgruver. (A-C) Postoperativ overbelastning av transplantert nyretransplantat på POD3 etter ortotopisk kindey auto-transplantasjon. (D)Årsaken til overbelastning ble identifisert som kateter kinking på grunn av en overtightened sutur på nivået av huden. Etter justering av suturen, gikk overbelastningen nesten helt i 24 timer (E) Her vises en annen nyretransplantat på POD2 etter ortotopisk nyre automatisk transplantasjon. Asterix (*) viser en væskesamling rundt understangen av transplantatet (blodig samling vs. lymfoele). På grunn av vår teknikk med lukking av bukhinnen over nyrene er disse samlingene vanligvis selvbegrensende på grunn av de fordelaktige effektene av lokal kompresjon. Dyr bør overvåkes nøye når det gjelder det lokale funnet, tegn på blødning eller infeksjon. (F) Kvalifisert farge Doppler ultralyd utført daglig (og på forespørsel) i boliganlegget har, foruten sin akademiske utnyttelse (f.eks dokumentasjon, registrering av arterielle resistence indekser), en avgjørende diagnostisk rolle i å gjenkjenne potensielle komplikasjoner i den tidlige subkliniske fasen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| Eksperimentell oppgave/trinn | Dager | Tid (min) | Kirurg | Veterinær offiser | Veterinær tekniker | Laboratorietekniker | Doktorgradsstudent | Totalt |
| Nr | ||||||||
| Preopreativ behandling | D-29 til D-15 | i.a. | 1 | 1 | 1 | 3 | ||
| Telemetri implantasjon kirurgi | D-15 Leilighet | 85±5 | 1 | 1 | 1 | 1 | 1 | 5 |
| Postoperativ behandling etter telemetriimplantasjon | D-15 til D-1 | i.a. | 1 | 1 | 1 | 3 | ||
| Graft gjenfinning kirurgi | D-1 Leilighet | 135±32 | 1 | 2 | 1 | 2 | 2 | 8 |
| Nyre auto-transplantasjon kirurgi | D 0 (andre personer) | 168 ±27 | 1 | 2 | 1 | 2 | 2 | 8 |
| Postoperativ behandling etter nyre auto-transplantasjon | D 0 til D5 | i.a. | 2 | 1 | 2 | 5 | ||
| Offer | D 5 (andre personer) | i.a. | 2 | 1 | 1 | 4 |
Tabell 1. Beskrivelse av de nødvendige menneskelige ressurser og tidsplaner for å utføre ulike eksperimentelle trinn av svin nyre auto-transplantasjon modell.
Discussion
Svinemodellen av KT tillater undersøkelse av nye terapeutiske tilnærminger og medisinsk utstyr i en klinisk relevant stor dyreinnstilling15,17,21. De anatomiske, patofysiologiske og kirurgiske-tekniske likhetene mellom svin og menneskelig innstilling kan lette klinisk tolkning av data og rask oversettelse av funnene og teknikkene til klinisk testing15,16,17,18,19,21.
Modellen av ortotopisk nyre auto-transplantasjon ikke bare i samsvar med 3R prinsippet ved å redusere antall nødvendige dyr sammenlignet med allo-transplantasjon, f.eks ingen egen donor dyr er nødvendig, men gir også en unik mulighet til å undersøke effekten av IRI og bevaring skade uten forvirrende effekter av immunologisk respons og immunosuppressive legemidler17,21.
Små endringer av protokollen tillater modellering av et bredt spekter av kliniske situasjoner. For å etterligne KT ved hjelp av donasjon etter sirkulasjonsdød (DCD) nyrer, er vaskulære strukturer klemt i 30 til 60 min in situ før nyrehenting, mens langvarig kald iskemi ganger (24 timer og lenger) kan brukes til modell omfattende bevaring skade16,17,28,29.
Selv om svin KT-modellen er kirurgisk mindre utfordrende enn solide organtransplantasjonsmodeller hos små dyr (f.eks rotter og mus)26, er det flere tekniske aspekter og fallgruver som må holdes i tankene for å forbedre resultatene og unngå spesifikke komplikasjoner17.
Unnlatelse av å unngå de store lymfatiske karene rundt dårligere vena cava og aorta under graft gjenfinning eller implantasjon på grunn av teknisk feil eller anatomiske variasjoner, kan føre til en høy effekt lymfatisk fistel og postoperativ abdominal væske samling, infeksjon, og potensielt teknisk svikt. Lymfekar bør unngås helt under operasjonen eller lukkes med 5-0 eller 6-0 polypropylen suturer. Det er lurt å også unngå bruk av bipolar eller annen koagulasjonsenhet i tilfelle lymfatiske lekkasjer. Det fører vanligvis til forverring av situasjonen. Ved lymfelekkasje med lav effekt har teamet vårt en god erfaring med bruk av fibrinbaserte kollagenpatcher (f.eks. Tachosil)30,men deres høye kostnader begrenser deres anvendelse i denne innstillingen.
I den nåværende protokollen demonstrerer vi en transperitoneal tilnærming for nyrehenting og automatisk transplantasjon. Dette er en stor teknisk forskjell i forhold til den kliniske situasjonen, hvor nyretransplantater vanligvis implanteres inn i iliac fossa ved hjelp av en ekstraperitoneal tilnærming. Selv om de fleste grupper bruker en transperitoneal og en ortopisk tilnærming i svinemodellen, er heterotopisk transplantasjon til iliac fossa også mulig hosgriser 31. Men på grunn av den relativt lave diameteren av den ytre iliac arterien i 30-40 kg griser og dens tendens til vasospasme gjør det noen ganger vanskelig å utføre ende-til-side anastomose av nyrearterien til den ytre iliacarterien 31. Når det gjelder det faktum at vi henter venstre nyre via en transperitoneal tilnærming for å utføre en etterfølgende automatisk transplantasjon, er det mer mulig å utføre implantasjonen ved å gjenåpne samme snitt og bruke en straigtforward ortopisk tilnærming, spesielt at per protokoll er det også nødvendig å fjerne den innfødte høyre nyren for å sikre at dyret vil komme seg med bare en forutinnbilt kindey. Den omfattende beskrivelsen av alle mulige tekniske variasjoner av modellen er utenfor omfanget av denne protokollen og har blitt oppsummert av andre i omfattende gjennomgangsartikler31.
Forvridning av transplantert nyretransplantat og følgeflimmer av vaskulære anastomoser er en viktig kilde til svikt i svin KT-modellen, som raskt fører til vaskulær okklusjon og fullstendig svikt i forsøket, på grunn av en kirurgisk komplikasjon. For å unngå dette lukker vi det peritoneale laget over nyrene etter automatisk transplantasjon over nyrene med en løpende sutur ved hjelp av 3-0 polyglaktink. Videre utføres farge Doppler ultralyd direkte etter implantasjon av nyre- og abdominal lukking, for å sikre god arteriell og venøs perfusjon av nyretransplantatet. Ultralyd brukes også daglig og on-demand, basert på dyrets kliniske ytelse, for å screene for nyreperfusjon, post-nyreproblemer (f.eks. obstruksjon eller kinking av urinkateteret), og væskesamling på grunn av lymfekreftet fistel, blødning eller infeksjon (figur 4 og figur 6).
Som 24 timer med kald iskemi fører ofte til funksjonsnedsettelse og forsinket graftfunksjon, kan dyrene kreve on-demand medisinsk terapi hvis det anses nødvendig av veterinæroffiseren. Dette kan omfatte infusjonsbehandling ved bruk av 5 % glukose- og/eller ringeoppløsning administrert via den sentrale venøse linjen, furosemid bolusinjeksjoner (ved oliguri/anuri avhengig av klinisk tilstand og laboratorieresultater, 60-80 mg bolusinjeksjoner på opptil 200 mg/dag) og oral administrering av natriumpolystyrenulfonat (Resonium A) ved alvorlig hyperkalemi32. For å unngå eksperimentell bias, veterinær offiser ansvarlig for post-transplantasjon veterinær omsorg av dyrene må bli blindet for anvendt behandling og gruppering.
Selv om anatomien til nyrearterien er ganske grei i tyske landrasegriser med vanligvis en arterie for å rekonstruere, er det et bredt spekter av anatomiske variasjoner av nyreårene grener som krever viss kirurgisk kreativitet under venøs rekonstruksjon. Ofte to (eller flere) nyreåregrener delta på ulike nivåer mellom nyre hilum og dårligere vena cava. De hyppigst observerte variasjonene og mulige rekonstruksjonsalternativene17 er vist i figur 3.
Etter det første kirurgiske inngrepet (dag -15, telemetriimplantasjon), får alle dyrene en svinejakke som de bærer gjennom hele perioden av forsøkene. Dette gir utmerket beskyttelse mot tilfeldige skader og forvridning av de implanterte katetrene og gir rom for lagring av urinoppsamlingsposene. Bruken av disse jakkene er også en mulig løsning for å eliminere behovet for metabolske bur for vurdering av kreatininclearance som en raffinementsmetode i henhold til 3R-prinsippet.
Vårt boliganlegg integrerer bruken av telemetri og videobasert perioperativ overvåking. Selv om disse metodene ikke kan erstatte veterinæroffiserens og teknikeres regelmessige besøk, legger de til rette for raske intervensjoner og forbedrer alvorlighetsgradsvurderingen for å ytterligere avgrense våre eksperimentelle innstillinger for fremtiden. Det er et bredt spekter av indikasjoner for bruk av en implanterbar telemetri enhet i store dyremodeller33. Selv om nøye overvåking av kliniske paramters etter større operasjoner som EKG, blodtrykk, temperatur anses å være standard i den menneskelige kliniske innstillingen av en kirurgisk intensiv- og mellomliggende omsorg enhet, i eksperimentell kirurgi overvåking er for det meste avviklet når dyret våkner opp fra anestesi33,34,35. Derfor gir telemetri en mulig måte for kontinuerlig overvåking av disse dyrene. Vi tror at alle disse dataene bidrar til tidlig påvisning av mulige postoperative komplikasjoner nøyaktig og bedagelig (f.eks. hemoragisk sjokk eller sepsis oppdaget ved å øke temperatur, hypotoni og takykardi). Dette kan lette tidlig intervensjon (f.eks. innføring av terapeutisk antibiotikabehandling, væskesubstitusjon, seponering av antikoagulasjon eller offer av dyret for å unngå lidelse). Foruten disse "sanntid" overvåking aspekt, er vår gruppe for tiden fokuserer på alvorlighetsgraden vurdering og raffinement av dyreforsøk36,37,38. Retrospektiv analyse av en stor mengde innsamlede telemetridata i disse eksperimentene kan gjøre det mulig for oss å bedre stratifisere alvorlighetsgraden av denne typen kirurgiske inngrep og optimalisere perioperativ omsorg (f.eks. analgesi) hos laboratoriedyr.
Når det gjelder implanterbar telemetri, anbefales en periode på minst 12 dager etter implantasjon av målesystemet for å sikre stabile og optimale måledata (basert på personlig kommunikasjon). Etter å ha diskutert dette problemet med ulike produsenter som tilbyr telemetriløsninger for store dyr, så vel som med andre forskningsgrupper som bruker disse systemene i ulike eksperimentelle innstillinger, bestemte vi oss for å integrere en 14-dagers periode mellom telemetriimplantasjon og nyretransplantasjon. I løpet av de tidligere dagene kan avvik fortsatt oppstå på grunn av dyrets bevegelse, da arrdannelses- og helbredelsesprosessene fortsatt er ufullfør.
Til tross for fordelene har den ovenfor beskrevne modellen visse begrensninger. Kompleksiteten og nødvendige ressurser og infrastruktur er de viktigste begrensningene i modellen. Den tidkrevende eksperimentelle protokollen, komplekse teknikker og intens peri-operativ oppfølging nødvendiggjør tilgjengeligheten av en betydelig bolig- og ELLER-kapasitet og krever involvering av et større team, inkludert doktorgradsstipendiater, kirurger, veterinæroffiserer og teknikere (tabell 1). Derfor, basert på våre empiriske observasjoner, er det vanligvis umulig å utføre mer enn to prosedyrer om dagen. En ytterligere ulempe med svinemodellen sammenlignet med små dyremodeller er den begrensede muligheten for mekanistiske og molekylære-biologiske undersøkelser. I den nåværende protokollen ble bare 5-dagers oppfølging rapportert. Dette var egnet til å demonstrere de viktigste eksperimentelle egenskapene til modellen, men denne relativt korte oppfølgingen kan ikke være tilstrekkelig til å svare på visse spesifikke forskningsspørsmål (f.eks. langsiktig gjenoppretting av funksjon vs. akutt skade). Derfor kan en prosjektrelatert utvidelse av oppfølgingen være nødvendig. Dette manuskriptet beskriver vår nåværende "beste praksis" i eksperimentell setting av svin ortopisk nyre auto-transplantasjon. Selv om visse trinn er obligatoriske for å kunne etablere denne modellen, er mindre aspekter (f.eks. intraoperativ bruk av et blærekateter, arteriell kateterplassering til lårben vs. halspulsåren) fakultetsmessig og kan unngås/endres etter utprøveres skjønn. Beskrivelse og begrunnelse for hvert metodisk aspekt ville være utenfor omfanget av den nåværende protokollen og har blitt diskutert andre steder31. Til slutt er det også vanskelig å gjenskape den nøyaktige kliniske situasjonen til ECD KT i svinemodellen der eldre donorer, allografter med akutt nyreskade og donorer med flere tilleggslidelser og kroniske sykdommer som hypertensjon, diabetes mellitus eller arteriosklerose representerer en stor del av den marginaledonorpoolen 8,9.
Til tross for de ovennevnte begrensningene samt tekniske og logistiske utfordringer, gir denne veletablerte og reproduserbare store dyremodellen av KT en unik mulighet til å undersøke nye terapier og teknikker for å forbedre organbevaring og kliniske resultater og representerer en utmerket plattform for yngre kirurger å mestre organtransplantasjonsteknikker i en stor dyremodell.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikt å avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne ønsker å uttrykke sin takknemlighet til Pascal Paschenda, Mareike Schulz, Britta Bungardt, Anna Kümmecke for deres dyktige tekniske hjelp.
Forfatterne erklærer finansiering delvis fra START-programmet ved Det medisinske fakultet, RWTH Aachen University (#23/19 til Z.C.), fra B.Braun Foundation, Melsungen, Tyskland (BBST-S-17-00240 til Z.C.), den tyske forskningsstiftelsen (Deutsche Forschungsgemeinschaft - DFG; FOR-2591, TIL 542/5-1, TIL 542/6-1; 2016 til R.T. og SFB/TRR57, SFB/TRR219, BO3755/3-1, BO3755/6-1 til P.B.) og det tyske utdannings- og forskningsdepartementet (BMBF: STOP-FSGS-01GM1901A til P.B.), uten involvering av funders i studiedesign, datainnsamling, dataanalyse, manuskriptforberedelse eller beslutning om å publisere.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia materials, drugs and medications | |||
| Aspirin 500mg i.v., powder for solution for injection | Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany | 4324188 | antiplatelet agents |
| Atropine sulfate solution for injection, 100mg | Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany | 1821288 | parasympatholytic agent, premedication |
| Bepanthen ointment for eyes and nose | Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany | 1578675 | eye ointment |
| BD Discardit II syringes, 2ml, 5ml, 10ml,20ml | Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany | 300928, 309050,309110, 300296 | syringes |
| BD Micolance 3 (20G yellow) Cannula | Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany | 305888 | venous catheter |
| BD Venflon Pro Safety (20G pink) | Becton Dickinson GmbH, Heidelberg, Germany | 4491101 | venous catheter |
| Buprenorphine (Buprenovet) | Bayer Vital AG, Leverkusen, Germany | 794-996 | analgesia |
| Cefuroxime 750mg, powder for preparing injection solution | FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany | J01DC02 | antibiotics |
| Covidien Hi-Contour, Endotracheal Tube 7,5 with Cuffed Murphy Eye | Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany | COV-107-75E | endotracheal Tube |
| FENTANYL 0,5 mg Rotexmedica solution for injection | Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany | 4993593 | opioide analgetic agent |
| Furosemide-ratiopharm 250 mg/25 ml solution for injection | Ratiopharm GmbH, Ulm, Germany | 1479542 | loop diuretics |
| Glucose 5% solution for infusion (500ml, 250ml) | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 3705273,03705422 | infusion fluid |
| Glucose 20% solution for infusion | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 4164483 | osmotic diuresis |
| Heparin-Sodium 5000 I.E./ml | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 15782698 | anticoagulant |
| Isoflurane-Piramal (Isoflurane) | Piramal Critical Care Deutschland GmbH, Hallbergmoos, Germany | 9714675 | volatile anaesthetic agent |
| Ketamine (Ketamine hydrochloride) 10% | Medistar Arzneimittelvertrieb GmbH, Ascheberg, Germany | 0004230 | general anaestetic agent |
| MIDAZOLAM 15mg/3ml | Rotexmedica GmbH Arzneimittelwerk, Trittau, Germany | 828093 | hybnotica, sedative agent |
| NaCl 0,9% solution for infusion (500ml,1000ml) | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 864671.8779 | infusion fluid |
| Norepinephrine (Arterenol) | Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, Frankfurt, Germany | 16180 | increase in blood pressure |
| Organ preservation solution (e.g. HTK) | Dr. Franz Köhler Chemie GmbH, Bensheim, Germany | should be decided based on preference and experimental design | organ preservation |
| Pantoprazole 40mg/solution for injection | Laboratorios Normon,Madrid, Spain | 11068 | proton pump inhibitor |
| Paveron N 25mg/ml solution for injection (Papaverine Hydrochloride) | LINDEN Arzneimittel-Vertrieb-GmbH, Heuchelheim, Germany | 2748990 | spasmolytic agent for vasodilatation |
| Pentobarbital (Narcoren) | Boehringer Ingelheim vetmedica GmbH, Ingelheim, Germany | 1,204,924,565 | used for euthanasia |
| Propofol 1% (10mg/ml) MCT Fresenius | FRESENIUS KABI Deutschland GmbH, Bad Homburg, Germany | 654210 | general anaesthetic agent |
| Ringer solution | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 1471411 | infusion fluid |
| Sterofundin ISO solution for infusion (1000ml) | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 1078961 | Infusion fluid |
| Stresnil (Azaperone) 40mg/ml | Elanco | 797-548 | sedative |
| Urine catheter ruffle 12CH | Wirutec Rüsch Medical Vertriebs GmbH, Sulzbach, Germany |
RÜSCH-180605-12 | transurethral urinecatheter |
| Surgical materials | |||
| Appose ULC Skin Stapler | Covidien Deutschland GmbH,Neustadt/Donau, Germany | 8886803712 | skin stapler |
| Cavafix Certo 375 | B. Braun Deutschland GmbH & Co. KG, Melsungen, Germany | 4153758 | central venous catheter |
| EMKA Easytel +L-EPTA Transponder | emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France | L-EEEETA 100 | telemetry transponder |
| EMKA Reciever and Data Analyzer System | emka TECHNOLOGIES S.A.S,Paris,France | Reviever | telemetry receiver |
| Feather Disposable Scapel (11)(21) | Feather, Japan | 8902305.395 | scapel |
| Prolene 2-0, blue monofil VISI-BLACK, FS needle | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | EH7038H | skin |
| Prolene 3-0,blue monofil,FS1 needle | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | EH7694H | skin |
| Prolene 5-0 (simply angulated, C1 needle) blue monofil VISI-BLACK | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | EH7227H | vascular |
| Prolene 5-0 (double armed, C1 needle) 60cm | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | KBB5661H | vascular |
| Prolene 6-0 (double armed, C1 needle) 60cm | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | EH7228H | vascular |
| Sempermed derma PF Surgical Gloves Seril Gr. 7, 7.5, 8 | Semperit investment Asia Pte Ltd, Singapore | 4200782,4200871,4200894 | surgical gloves |
| Sentinex® PRO Surgical Gowns Spunlace XL 150cm | Lohmann & Rauscher GmbH & Co. KG, Neuwied, Germany | 19302 | surgical gown |
| Tachosil | Takeda Pharma Vertrieb GmbH & Co. KG, Berlin, Germany | MAXI 9,5 x 4,8 cm | haemostasis |
| Telasorp Belly wipes (green 45x45cm) | PAUL HARTMANN AG,Heidenheim, Germany | 4542437 | abdominal towel |
| Pediatric urine catheter | Uromed Kurt Drews KG, Oststeinbeck, Germany | PZN 03280856 | used for the uretero-cutaneus stoma |
| VICRYL- 0 MH Plus | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | V324 | fascial closure |
| VICRYL - 3-0, SH1 Plus needle, 75cm | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | W9114 | subcutaneous suture, peritoneal suture, |
| VICRYL - 3-0, SH1 Plus needle, 4*45cm | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | V780 | subcutaneous suture, peritoneal suture, |
| VICRYL - ligatures Sutupak purple braided, 3-0 | Johnson & Johnson Medical GmbH - Ethicon Deutschland, Norderstedt, Germany | V1215E | threats for ligature |
| 3M™ Standard Surgical Mask 1810F | 3M Deutschland GmbH, Neuss, Germany | 3M-ID 7000039767 | surgical mask |
| Surgical instruments | |||
| Anatomical forceps Standard | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | PZ0260 | anatomical forceps |
| Atraumatic tweezers steel, De Bakey Tip 1,5mm 8" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | GF0840 | anatmical atraumatic forceps |
| Bipolar forceps 16 cm straight, Branch 0,30 mm pointed, universal fit | Bühler Instrumente Medizintechnik GmbH,Tuttlingen, Germany | 08/0016-A | biopolar forceps |
| Bulldog clamp atraumatic,curved, De bakey 78 mm, 3" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | GF0900 | bulldog clamps |
| DE BAKEY-SATINSKY vascular clamp 215mm | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | GF1661 | vascular clamp |
| Dissecting scissors Mayo,250 mm, 10" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | SC2232 | Scissors for dissection |
| Dissecting scissors Metzenbaum-Fino, 260 mm, 101/4" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | SC2290 | Scissors for dissection |
| Draeger CATO Anesthetic machine with PM8050 Monitor | Dräger, Drägerwerk AG & Co. KGaA, Lübeck, Germany | 106782 | Ventilation System |
| Fine Tweezers, ADSON 180 mm | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | ADSONPZ0571 | fine forceps |
| Gosset abdomenal wall spreader | CHIRU-INSTRUMENTE, Kaierstuhl,Germany | 09-621512 | abdominal retractor |
| HALSTEAD MOSQUITO,curved, surgical 125mm | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | KL2291 | mosquite clamps |
| HF surgical device ICC 300, Electrocautery | Erbe Elektromedizin Gmbh; Tübingen, Germany | 20132-043 | cautery, biopolar |
| MICRO HALSTED-MOSQUITO 100mm, curved | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | KL2187 | mosquite clamps |
| Micro steel needle holder straight 0,5mm, with spring lock | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | MN1324D | microsurgical needle holder |
| Microsurgical/watermaker tweezers LINZ 150mm 6" Ergo round handle | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | MN0087 | fine microsurgical forceps |
| needle holder Mayo-hegar,190 mm, 71/2" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | NH1255 | needle holder |
| Overhold Slimline Fig. 0 8 1/2" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | KL4400 | overholds |
| Sterile Gauze 10X10 | Paul HaRTMANN AG,Heidenheim, Germany | 401725 | sterile gauze |
| Suction tip OP-Flex Handpiece Yankauer | Pfm Medical AG, Köln, Germany | 33032182 | suction |
| surgical forceps Standard 5 3/4" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | PZ1260 | surgical forceps |
| surgical scissors standard pointed-blunt (thread/cloth scissors)175 mm, 7" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | SC1522 | surgical Scissors |
| Titanit vascular scissors POTTS-SMITH,185 mm, 71/4"60° | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | SC8562 | Pott scissors |
| Tunneling instrument | Marina Medical Instruments Inc,Davies,US | MM-TUN06025 | subcutaneous tunneling |
| Vessel loops | Medline International Germany GmbH,Kleve, Germany | VLMINB | hold and adjust the vessel |
| Wound spreaders Weitlander, Stump,110 mm, 41/4" | ASANUS Medizintechnik GmbH, Tuttlingen, Germany | WH5210 | wound care |
| Further material | |||
| Heating pad | Eickemeyer - Medizintechnik für Tierärzte KG, Tuttlingen, Germany | 648050 MHP-E1220 |
maintain body temperature during surgery |
| Laryngoscope, customized | Wittex GmbH, Simbach, Germany | 333222230 | expose the vocal cord |
| Rectal temperature probe | Asmuth Medizintechnik, Minden, Germany | ASD-RA4 | measure body temperature |
| Spray wound film | Mepro-Dr. Jaeger und Bergmann GmbH, Vechta, Germany | 2830 | keep sterile condition |
| Sterile organ bag | Raguse Gesellschaft für medizinische Produkte, Ascheberg, Germany | 800059 | organ preservation |
| swine jacket small, adult Landrasse swine 30-50kg, customized for Emka Telemetry and urinary catheterization | Lomir Biomedical Inc., United Kingdom | SS J1LAPMP | swine jackets to pretect implanted catheters and store urine bag |
| Ultrasound device, Sonosite Edge-II | FUJIFILM SonoSite GmbH, Frankfurt, Germany | V21822 | ultrasound and color Doppler |
| Urine bag 2000ml Volume | ASID BONZ GmbH, Herrenberg, Germany | 2062578 | disposable urine bag connected to the uretero-cutaneous fistula catheter |
References
- Watts, G. Joseph Murray: innovative surgeon and pioneer of transplantation. Lancet. 377 (9770), 987 (2011).
- Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. Journal of the American Medical Association. 294 (21), 2726-2733 (2005).
- Jochmans, I., O'Callaghan, J. M., Pirenne, J., Ploeg, R. J. Hypothermic machine perfusion of kidneys retrieved from standard and high-risk donors. Transplant International. 28 (6), 665-676 (2015).
- Czigany, Z., et al. Machine perfusion for liver transplantation in the era of marginal organs-New kids on the block. Liver International. 39 (2), 228-249 (2018).
- Fabrizii, V., et al. Patient and graft survival in older kidney transplant recipients: does age matter. Journal of the American Soceity of Nephrology. 15 (4), 1052-1060 (2004).
- Jochmans, I., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Kidney perfusion: some like it hot others prefer to keep it cool. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (3), 260-266 (2017).
- DSO. DSO Jahresbericht. , Available from: https://www.dso.de/SiteCollectionDocuments/DSO_Jahresbericht_2018.pdf (2018).
- Meister, F. A., et al. Hypothermic Oxygenated Machine Perfusion of Extended Criteria Kidney Allografts from Brain Dead Donors: Protocol for a Prospective Pilot Study. JMIR Research Protocols. 8 (10), 14622 (2019).
- Meister, F. A., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion-Preliminary experience with end-ischemic reconditioning of marginal kidney allografts. Clinical Transplantation. 33 (10), 13673 (2019).
- Siedlecki, A., Irish, W., Brennan, D. C. Delayed graft function in the kidney transplant. American Journal of Transplantation. 11 (11), 2279-2296 (2011).
- Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H.
- Fabry, G., et al. Cold Preflush of Porcine Kidney Grafts Prior to Normothermic Machine Perfusion Aggravates Ischemia Reperfusion Injury. Scientific Reports. 9 (1), 13897 (2019).
- Kalenski, J., et al. Improved preservation of warm ischemia-damaged porcine kidneys after cold storage in Ecosol, a novel preservation solution. Annals of Transplantation. 20, 233-242 (2015).
- Kalenski, J., et al. Comparison of Aerobic Preservation by Venous Systemic Oxygen Persufflation or Oxygenated Machine Perfusion of Warm-Ischemia-Damaged Porcine Kidneys. European Surgical Research. 57 (1-2), 10-21 (2016).
- Kaths, J. M., et al. Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909 (2015).
- Schreinemachers, M. C., et al. Improved preservation and microcirculation with POLYSOL after transplantation in a porcine kidney autotransplantation model. Nephrology Dialysis Transplantation. 24 (3), 816-824 (2009).
- Kaths, J. M., et al. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. Journal of Visualized Experiments. (108), e53765 (2016).
- De Deken, J., et al. Postconditioning effects of argon or xenon on early graft function in a porcine model of kidney autotransplantation. British Journal of Surgery. 105 (8), 1051-1060 (2018).
- Faure, A., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplantation Proceedings. 45 (2), 672-676 (2013).
- Golriz, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clinical Transplantation. 27, Suppl 25 6-15 (2013).
- Gallinat, A., et al. Transplantation of Cold Stored Porcine Kidneys After Controlled Oxygenated Rewarming. Artificial Organs. 42 (6), 647-654 (2018).
- Russell, W. M. S., Burch, R. L. The Principles of Humane Experimental Technique. , Methuen. (1959).
- Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), 1000412 (2010).
- Hagemeister, K., et al. Severity assessment in pigs after partial liver resection: evaluation of a score sheet. Laboratory Animals. 54 (3), (2019).
- Doorschodt, B. M., et al. Hypothermic machine perfusion of kidney grafts: which pressure is preferred. Annals of Biomedical Engineering. 39 (3), 1051-1059 (2011).
- Czigany, Z., et al. Improving Research Practice in Rat Orthotopic and Partial Orthotopic Liver Transplantation: A Review, Recommendation, and Publication Guide. European Surgical Research. 55 (1-2), 119-138 (2015).
- Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (73), e4376 (2013).
- Doorschodt, B. M., et al. Evaluation of a novel system for hypothermic oxygenated pulsatile perfusion preservation. The Internation Journal of Artificial Organs. 32 (10), 728-738 (2009).
- Kaths, J. M., et al. Continuous Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion Is Superior to Brief Normothermic Perfusion Following Static Cold Storage in Donation After Circulatory Death Pig Kidney Transplantation. American Journal of Transplantation. 17 (4), 957-969 (2017).
- Tammaro, V., et al. Prevention of fluid effusion in kidney transplantation with the use of hemostatic biomaterials. Transplantation Proceedings. 46 (7), 2203-2206 (2014).
- Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. European Surgical Research. 49 (3-4), 121-129 (2012).
- Higgins, R., et al. Hyponatraemia and hyperkalaemia are more frequent in renal transplant recipients treated with tacrolimus than with cyclosporin. Further evidence for differences between cyclosporin and tacrolimus nephrotoxicities. Nephrology Dialysis and Transplantation. 19 (2), 444-450 (2004).
- Markert, M., et al. A new telemetry-based system for assessing cardiovascular function in group-housed large animals. Taking the 3Rs to a new level with the evaluation of remote measurement via cloud data transmission. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 93, 90-97 (2018).
- Längin, M., et al. Perioperative Telemetric Monitoring in Pig-to-Baboon Heterotopic Thoracic Cardiac Xenotransplantation. Annals of Transplantation. 23, 491-499 (2018).
- Willens, S., Cox, D. M., Braue, E. H., Myers, T. M., Wegner, M. D. Novel technique for retroperitoneal implantation of telemetry transmitters for physiologic monitoring in Göttingen minipigs (Sus scrofa domesticus). Comparative Medicine. 64 (6), 464-470 (2014).
- van Dijk, R. M., et al. Design of composite measure schemes for comparative severity assessment in animal-based neuroscience research: A case study focussed on rat epilepsy models. PLoS One. 15 (5), 0230141 (2020).
- Zieglowski, L., et al. Severity assessment using three common behavioral or locomotor tests after laparotomy in rats: a pilot study. Laboratory Animals. , (2020).
- Bleich, A., Bankstahl, M., Jirkof, P., Prins, J. B., Tolba, R. H. Severity Assessment in animal based research. Laboratory Animals. 54 (1), 16 (2020).
