Waiting
Traitement de la connexion…

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Visualisation et quantification des tissus adipeux bruns et beiges chez la souris à l’aide de l’imagerie micro-PET/MR [18F]FDG

Published: July 1, 2021 doi: 10.3791/62460
Automatic Translation
*1,2, *3, 3, 3, 1,2,4
1State Key Laboratory of Pharmaceutical Biotechnology, The University of Hong Kong, 2Department of Medicine, Li Ka Shing Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 3Department of Diagnostic Radiology, Li Ka Shing Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 4School of Biomedical Sciences, Institute of Vascular Medicine, Chinese University of Hong Kong
* These authors contributed equally

Summary

Imagerie fonctionnelle et quantification des dépôts adipeux thermogéniques chez la souris à l’aide d’une approche basée sur l’imagerie micro-TEP/IRM.

Abstract

Les adipocytes bruns et beiges sont maintenant reconnus comme des cibles thérapeutiques potentielles pour l’obésité et les syndromes métaboliques. Les méthodes d’imagerie moléculaire non invasives sont essentielles pour fournir des informations essentielles sur ces dépôts adipeux thermogéniques. Ici, le protocole présente une méthode basée sur l’imagerie TEP/IRM pour évaluer l’activité des adipocytes bruns et beiges dans le tissu adipeux brun interscapulaire (iBAT) de souris et le tissu adipeux blanc sous-cutané inguinal (iWAT). La visualisation et la quantification des dépôts adipeux thermogéniques ont été réalisées en utilisant [18F]FDG, l’analogue du glucose non métabolisable, comme radiotraceur, lorsqu’ils sont combinés avec les informations anatomiques précises fournies par imagerie par résonance magnétique. L’imagerie TEP/RM a été réalisée 7 jours après l’acclimatation au froid et la quantification du signal [18F]FDG dans différents dépôts adipeux a été réalisée pour évaluer la mobilisation relative des tissus adipeux thermogéniques. L’élimination de l’iBAT a considérablement augmenté l’absorption de [18F]FDG évoquée par le froid dans l’iWAT des souris.

Introduction

En réponse à l’évolution des besoins nutritionnels, le tissu adipeux sert de cache énergétique pour adopter soit le mode de stockage des lipides, soit le mode de mobilisation pour répondre aux besoins du corps1. De plus, le tissu adipeux joue également un rôle clé dans la thermorégulation, via un processus appelé thermogenèse non frissonnante, également appelée thermogenèse facultative. Ceci est généralement réalisé par le tissu adipeux brun (BAT), qui exprime un niveau abondant de protéine de découplage de la protéine membranaire mitochondriale 1 (UCP1). En tant que vecteur de protons, UCP1 génère de la chaleur en découplant le transport de protons et la production d’ATP2. Lors de la stimulation par le froid, la thermogenèse dans les MTD est déclenchée par l’activation du système nerveux sympathique (SNS), suivie de la libération de noradrénaline (NE). NE se lie aux récepteurs adrénergiques β3 et conduit à une élévation de l’AMP cyclique intracellulaire (AMPc). En conséquence, l’engagement dépendant de l’AMPc/PKA du CREB (cAMP response element-binding protein) stimule la transcription Ucp1 via une liaison directe sur les éléments de réponse CREB (CRE)2. En plus des BAT, les adipocytes bruns se trouvent également dans le tissu adipeux blanc et sont donc appelés cellules beiges ou brite (brun-en-blanc)1,3. En réponse à des stimuli spécifiques (tels que le froid), ces cellules beiges autrement quiescentes sont remodelées pour présenter de multiples caractéristiques brunes, y compris des gouttelettes lipidiques multiloculaires, des mitochondries densément emballées et une expression augmentée d’UCP13,4,5.

Des études animales ont démontré que les adipocytes bruns et beiges possèdent de multiples avantages métaboliques au-delà de son effet de réduction des graisses, y compris la sensibilisation à l’insuline, l’abaissement des lipides, l’anti-inflammation et l’anti-athérosclérose6,7. Chez l’homme, la quantité de graisse beige/brune est inversement corrélée à l’âge, à l’indice de résistance à l’insuline et aux troubles cardiométaboliques8. De plus, l’activation des adipocytes beiges/bruns chez l’homme par acclimatation au froid ou par agoniste des récepteurs adrénergiques β3 confère une protection contre une série de troubles métaboliques4,9,10. Ces éléments de preuve indiquent collectivement que l’induction du tissu adipeux brun et beige est une stratégie thérapeutique potentielle pour la prise en charge de l’obésité et de ses complications médicales connexes8.

Fait intéressant, bien qu’ils partagent une fonction similaire, les adipocytes beiges et bruns classiques sont dérivés de précurseurs différents et activés par des mécanismes qui se chevauchent mais sont distincts1. Par conséquent, l’imagerie in vivo et la quantification des adipocytes bruns et beiges sont essentielles pour mieux comprendre le contrôle moléculaire de ces tissus adipeux. Actuellement, la tomographie par émission de positons (TEP) 18F-fluorodésoxyglucose ([18F]FDG) combinée à la tomodensitométrie (TDM) reste la référence en matière de caractérisation des cellules thermogéniques brunes et beiges dans les études cliniques8. L’imagerie par résonance magnétique (IRM) utilise de puissants champs magnétiques et des impulsions de radiofréquence pour produire des structures anatomiques détaillées. Par rapport à la tomodensitométrie, l’IRM génère des images d’organes et de tissus mous avec une résolution plus élevée. Voici un protocole de visualisation et de quantification des adiposes fonctionnelles brunes et beiges dans des modèles murins après acclimatation à l’exposition au froid, un moyen courant et le plus fiable d’induire un brunissement adipeux. Cette méthode peut être appliquée pour caractériser les dépôts adipeux thermogéniques dans des modèles de petits animaux avec une grande précision.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Le protocole décrit ci-dessous suit les directives de soins aux animaux de l’Université de Hong Kong. Les animaux utilisés dans l’étude étaient des souris C57BL/6J âgées de 8 semaines.

1. Interventions chirurgicales chez les animaux et provocation au froid

  1. Effectuer une dissection interscapulaire BAT (iBAT).
    1. Anesthésier les souris par injection intrapéritonéale de kétamine/xylazine (100 mg/kg de kétamine au poids corporel et 10 mg/kg de xylazine au poids corporel). Après l’anesthésie, rasez les poils de la souris du cou jusqu’à juste en dessous des omoplates.
    2. Placez les souris sur le coussin chauffant après la désinfection et faites une incision de 2 cm le long de la ligne médiane dorsale des souris.
    3. Retirez les tampons iBAT (bilatéraux). Dans le groupe opéré simulé, faites la même incision mais laissez les tampons iBAT intacts.
    4. Fermez l’incision à l’aide de clips en acier inoxydable de 7 mm après l’arrêt du saignement.
    5. Après la chirurgie, donnez du méloxicam (5 mg / kg dans l’eau potable) aux souris pendant 6 jours et hébergez-les dans une unité de soins intensifs (USI) pendant 14 jours. Retirez les clips dès que la plaie est guérie (7-10 jours).
  2. Défi froid des souris: Hébergez les souris à la thermoneutralité (30 ° C) pendant 14 jours. Le jour 13, pré-refroidir les cages d’animaux dans le froid (6 ° C) pendant la nuit. Le jour 14, mettez les souris à 6 °C dans la chambre environnementale pendant 7 jours. Placez deux souris dans chaque cage.

2. Étalonnages micro-PET/MR et configuration du flux de travail

REMARQUE : L’imagerie micro-PET/MR est réalisée à l’aide d’un système PET/MR séquentiel (voir tableau des matériaux). Chaque souris est placée sur le lit d’imagerie; d’abord scanner avec l’IRM pour une référence anatomique (vue éclaireuse) avant d’avancer au centre du champ de vision PET (FOV) pour une acquisition statique [18F]FDG PET, suivie de l’imagerie MR pour référence anatomique. Un flux de travail d’imagerie est créé dans le logiciel d’exploitation du scanner (voir Table des matériaux) pour permettre des scans PET/MR automatisés et séquentiels avant la session d’imagerie.

  1. Créez un flux de travail d’imagerie dans le logiciel d’exploitation qui comprend l’acquisition TEP statique, les acquisitions IRM pour la correction de l’atténuation et la référence anatomique à l’aide de l’imagerie 3D t1 et de l’imagerie 2D pondérée T2, respectivement.
  2. Pour acquérir le PET, définissez une discrimination de niveau de 400 à 600 keV, un isotope d’étude F-18, un mode de coïncidence de 1 à 5 et des balayages de 20 minutes.
  3. Pour acquérir le MR pondéré T1 (pour la correction de l’atténuation), réglez Gradient Echo-3D (TE = 4,3 ms, TR = 16 ms, FOV = 90 x 60 mm, nombre d’excitations (NEX) = 3, 28 tranches d’une épaisseur de 0,9 mm, taille du voxel = 0,375 x 0,375 x 0,9 mm).
  4. Pour acquérir le MR pondéré T2 (référence anatomique), réglez Fast-spin Echo 2D (TE = 71,8 ms, TR = 3000 ms, FOV = 90 x 60 mm, NEX = 5, 32 tranches de 0,9 mm d’épaisseur, taille du voxel = 0,265 x 0,268 x 0,9 mm3).
  5. Pour reconstruire la TEP, utilisez l’algorithme Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 itérations, 6 sous-ensembles) avec un mode coïncidence 1-3 et avec des corrections de désintégration, de temps mort, aléatoires, d’atténuation et de dispersion pour créer des images d’une taille globale de voxel de 0,3 mm3 .
  6. Effectuer un test d’activité PET du scanner micro-PET/MR un jour avant le début de l’étude d’imagerie pour vérifier l’exactitude de la quantification PET.
    1. Préparer une seringue de 5 mL remplie de [18F]FDG comme recommandé par les directives du fabricant (140-220 μCi/5-8 MBq dans de l’eau ou une solution saline).
    2. Enregistrez l’activité de la seringue à l’aide d’un calibrateur de dose (voir tableau des matériaux) et notez l’heure de la mesure.
    3. Sélectionnez Roi de l’ellipse interpolée pour dessiner un volume d’intérêt (VOI) sur l’image reconstruite afin de comparer l’activité récupérée à la valeur mesurée comme décrit ci-dessus. L’activité récupérée pour un scanner bien calibré est précise dans les ±5%.

3. Injection de [18F]FDG

  1. Commandez une dose clinique de [18F]FDG (10 mCi/370 MBq) au fournisseur pour son arrivée au laboratoire d’imagerie environ 30 min avant la première injection prévue. Assurez-vous de porter un équipement de protection individuelle (EPI) approprié, tel qu’un blouse de laboratoire, des gants, un dosimètre de rayonnement personnel, par exemple les doigts, tout le corps lorsque vous recevez le colis contenant des matières radioactives. Changez régulièrement de gants pour éviter la contamination croisée de la radioactivité et augmenter autant que possible la distance par rapport à la source radioactive.
  2. Utilisez les pinces pour transférer soigneusement le flacon de stock [18F]FDG derrière un bouclier de table en L-block.
  3. Distribuer une aliquote de [18F]FDG et diluer avec une solution saline stérilisée pour obtenir une concentration d’activité totale à 200-250 μCi/7-9 MBq) dans 100-150 μL.
  4. Prélever la solution de [18F]FDG dans une seringue de 1 mL avec aiguille (voir tableau des matériaux), mesurer la radioactivité à l’aide d’un étalonneur de dose réglé sur F-18 et enregistrer le temps de mesure.
  5. Enregistrez le poids de la souris avant l’injection. Injecter la solution [18F]FDG préparée par la veine caudale. Prenez note du temps d’injection et des résidus de la radioactivité de la seringue pour permettre la correction de la carie.
  6. Remettez la souris dans la cage et laissez l’absorption de [18F]FDG pendant 60 minutes avant la TEP.
  7. Calculez l’activité [18F]FDG injectée à l’aide de la formule 11 suivante :
    Activité injectée (μCi/MBq)
    = Activité dans la seringue avant l’injection
    - activité dans la seringue après injection

4. Acquisition de micro-PET/MR

  1. Allumez le réchauffeur d’air sur le lit de la souris pour permettre à l’air chaud de le traverser.
  2. Anesthésier la souris à l’aide de 5% d’isoflurane (1 L/min d’O2 médical). Une fois induite, transférez la souris sur le lit chaud de la souris et maintenez l’anesthésie à 2% -3% d’isoflurane via un cône de masque nasal. Positionnez la tête de la souris sur la barre de morsure et assurez-vous que la souris ne dépasse pas du diamètre du lit. Appliquez du lubrifiant pour les yeux pour éviter le dessèchement et la formation d’ulcères cornéens.
  3. Surveillez la température corporelle et la fréquence respiratoire à l’aide d’une sonde thermique et d’une serviette respiratoire, respectivement. Maintenez la température corporelle à 36-37 °C et la fréquence respiratoire à 70-80 respirations par minute (bpm) en ajustant le niveau d’isoflurane.
  4. Effectuez une vue de repérage pour déterminer la position de la souris. Ajustez la position du lit de la souris pour inclure tout le corps de la souris et pour vous assurer que le champ de vision central de MR est au centre du corps de la souris.
  5. Sous Acquisition PET dans la fenêtre de la liste d’études , sélectionnez Plage de balayage lors de l’acquisition précédente pour utiliser la position de vue de repérage décrite ci-dessus. Cliquez sur Préparer pour déplacer le lit d’animaux de MR à PET. Sélectionnez OK pour lancer l’analyse TEP. Enregistrer la dose d’injection et le temps mesurés avant et après l’administration de [18F]FDG dans l’éditeur radiopharmaceutique. Entrez le poids de la souris dans le menu Informations sur l’objet .
  6. Une fois la TEP terminée, sélectionnez Préparer le passage à la RM et terminer toutes les acquisitions de RM dans la fenêtre de la liste d’études. Sélectionnez OK pour démarrer les analyses MR.
  7. Une fois l’ensemble du flux de travail terminé, évaluez brièvement la qualité des images MR acquises à l’aide du logiciel de post-traitement (voir Tableau des matériaux). Cliquez sur le bouton Accueil pour déplacer le lit de la souris de MR à la position d’origine.
  8. Retirez soigneusement la souris du scanner et retournez-la dans une cage de logement propre avec un coussin chauffant en dessous pour permettre la récupération dans un environnement chaud. Fournissez à la souris de la nourriture et de l’eau. Le système est maintenant prêt pour la prochaine souris en file d’attente.
  9. Pour reconstruire les données, sélectionnez Acquisition PET dans le menu Raw Scan pour charger l’analyse PET terminée. Sélectionnez Acquisition MR pondérée T1 pour la création d’une carte des matériaux. Reconstruisez les données comme décrit ci-dessus (voir étape 2.5).
  10. Suivez les réglementations locales et de l’institut concernant les soins et la manipulation de la souris d’imagerie post-TEP. Considérez toutes les seringues/aiguilles, gants, literie et matières fécales usagés comme des déchets radioactifs qui nécessitent une manipulation ou une élimination spéciale conformément à la réglementation locale.

5. Analyse post-imagerie

  1. Ouvrez le logiciel d’analyse d’images (voir Table des matériaux) et cliquez sur Charger les données DICOM pour récupérer les images MR et PET correspondantes.
  2. Effectuez la co-enregistrement des images MR et PET en les faisant glisser vers la fenêtre d’affichage. Cliquez sur la fonction Enregistrement automatique .
    1. Sélectionnez Transformation rigide dans le menu déroulant Configuration de l’enregistrement . Cochez Maj et Rotation dans le menu Rigide/Affine .
    2. Sélectionnez Acquisition MR pondérée T1 comme référence et Acquisition PET comme retranchement dans le menu Sélection globale des rôles .
    3. Inspectez l’enregistrement dans les trois dimensions pour vous assurer d’un alignement parfait entre les images MR et PET. Pour l’ajuster manuellement, cliquez sur Enregistrement manuel.
  3. Utilisez le retour sur investissement de l’ellipse interpolée pour dessiner la VOI sur le tissu d’intérêt, c’est-à-dire l’iBAT et le tissu adipeux blanc inguinal (iWAT) en utilisant l’image MR comme référence. Utilisez l’outil Pinceau et l’outil Gomme pour définir la bordure VOI ; d’où l’anatomie des tissus. Assurez-vous qu’il n’y a pas de chevauchement en utilisant l’image PET pour éviter les débordements des organes voisins. Répétez le processus diapositive par diapositive jusqu’à ce que l’ensemble de la VOI soit délimité. Si nécessaire, modifiez les VOIs pour maintenir des volumes VOI cohérents entre chaque souris.
  4. Utilisez Ellipsoid VOI pour dessiner un VOI de 3 mm3 sur le poumon comme organe de référence. Évitez tout débordement du cœur et des muscles voisins.
  5. Une fois terminé, cliquez sur Afficher la table des retours sur investissement pour renommer chaque VOI. Enregistrez la radioactivité moyenne avec l’VOI et le volume tissulaire dans une feuille de calcul. Archivez les dessins VOI et les données d’imagerie sur un périphérique de stockage de données.
  6. Calculez la valeur d’absorption normalisée (SUV) pour tous les VOI à l’aide de l’équation suivante11 :
    SUVmean = radioactivité VOI en kBq / (Désintégration - dose injectée corrigée en kBq / poids corporel de la souris en kg), en supposant une densité tissulaire de 1 g / mL.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Trois groupes de souris (n = 3 par groupe) ont subi une imagerie micro-TEP/IRM dans cette étude, où elles ont été logées à la thermoneutralité (30 °C) ou au froid (6 °C) pendant 7 jours. Un groupe de souris (n = 3) a vu son iBAT retiré (iBATx) avant le traitement par le froid (Figure 1A). Cette méthode a conduit à une altération de l’activité du tissu adipeux blanc chez les trois souris. En particulier, une augmentation remarquable de l’absorption de [18F]FDG a été observée dans l’iWAT à l’aide de l’imagerie micro-PET/MR (Figure 1B-C). Ces données d’imagerie co-enregistrées sont démontrées sous forme de projection d’intensité maximale (MIP), où l’iWAT a été clairement délimité pour permettre la quantification de l’absorption du [18F]FDG. De manière constante, les adipocytes multiloculaires, qui sont la morphologie caractéristique des adipocytes beiges, étaient plus prononcés dans l’iWAT des souris iBATx, par rapport au groupe opéré simulé (Figure 1D).

Pour vérifier si les changements sur les activités iBAT et iWAT lors de cette induction prolongée du froid peuvent être surveillés par imagerie micro-PET / MR, des études d’imagerie ont été réalisées sur les souris exposées à 30 ° C et 6 ° C et les résultats entre les groupes ont été comparés. L’imagerie TEP/RM a également démontré que les souris soumises à 6 °C ont une absorption nettement élevée de [18F]FDG sur iBAT chez les souris opérées simulées (Figure 2A), ce qui est cohérent avec la littérature rapportée précédemment11. Les souris dont l’iBAT a été retiré (iBATx) avant le traitement par le froid ont montré l’absorption la plus élevée de [18F]FDG dans l’iWAT parmi les groupes à 30 °C et 6 °C (figure 2B). Les images PET ont ensuite été quantifiées à l’aide d’une approche basée sur les SUV. Dans l’iBAT, l’exposition au froid a entraîné une multiplication par 7 de l’absorption de [18F]FDG par rapport au groupe des 30 °C. Dans l’iWAT, l’absorption de [18F]FDG était plus élevée chez les souris iBATx acclimatées au froid que dans les autres groupes (Figure 2C). L’élimination de l’iBAT chez les souris induites par le froid a entraîné une augmentation de 8 fois de l’absorption de l’iWAT par rapport aux souris thermoneutralité, alors que seule une augmentation modeste (2 fois) a été observée lorsque l’iBAT était présent chez la souris.

Figure 1
Figure 1 : Imagerie micro-TEP/IRM du tissu adipeux blanc inguinal (iWAT) chez la souris. Le tissu adipeux brun interscapulaire a été enlevé chirurgicalement (iBATx). Après récupération, les souris ont été logées à 6 °C pendant 7 jours avant l’analyse. (A) Organigramme de la chirurgie et des procédures ultérieures. B) Illustration de la position de la souris et du scanner TEP/RM. (C) Projection d’intensité maximale (PDM) d’images PET/MR coenregistrées. Flèches blanches : Emplacement de l’iWAT. A: L antérieur: Gauche. (D) Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (HE) de l’iWAT chez les souris simulées et iBATx après une exposition au froid. Barre d’échelle = 100 μm. Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Absorption in vivo in vivo [18F]FDG dans le tissu adipeux brun au niveau de la région interscapulaire (iBAT) et du tissu adipeux blanc sous-cutané inguinal (iWAT). Les souris logées à thermoneutralité (30 °C), acclimatées au froid (6 °C) et acclimatées au froid + iBATx ont été soumises à l’imagerie TEP/IRM [18F]FDG. (A) Section sagittale d’images TEP/RM montrant l’iBAT chez la souris. (B) Section axiale d’images PET/MR montrant un iWAT bilatéral. (C) Analyse quantitative de l’absorption du [18F]FDG dans l’iBAT (à gauche) et l’iWAT (à droite). Flèches jaunes : Emplacement de l’iBAT. Flèches blanches : Emplacement de l’iWAT. n = 3 pour chaque groupe. Les valeurs de SUVratio sont présentées comme moyennes ±SD. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dans cette étude, une imagerie et une quantification basées sur la TEP/IRM du tissu adipeux brun et beige fonctionnel chez un petit animal ont été décrites. Cette méthode utilise l’analogue du glucose non métabolisable [18F]FDG comme biomarqueur d’imagerie afin d’identifier les tissus adipeux à forte demande en glucose de manière non invasive. L’IRM offre un bon contraste des tissus mous et peut mieux différencier les tissus adipeux des tissus mous et des muscles voisins. Lorsqu’il est combiné avec la TEP, cela permet l’imagerie et la quantification des adipocytes activés en raison d’une utilisation élevée du glucose de manière précise. Les conditions expérimentales décrites ici soulignent la faisabilité de l’utilisation du [18F]FDG PET pour étudier la régulation ascendante de l’iBAT et de l’iWAT in vivo, et sont potentiellement utiles pour l’évaluation de l’impact thermogénique des nouveaux candidats médicaments. En outre, ce protocole peut être facilement modifié en format à haut débit en imageant simultanément plusieurs souris à l’aide d’un lit d’animaux spécialement conçu, augmentant ainsi la puissance statistique et la confiance dans les données d’imagerie à un coût et un temps réduits12,13.

À l’heure actuelle, [18F]FDG PET/CT demeure l’approche la plus courante pour visualiser les MTD chez les humains et les rongeurs et des protocoles standard ont été bien établis8,11. Au cours des dernières années, plusieurs études ont également utilisé l’imagerie TEP/IRM [18F]FDG pour évaluer les MTD chez l’homme14,15,16. En revanche, aucune description détaillée sur [18F]FDG PET/IRM pour les petits animaux n’est disponible. Décrit ici est un protocole détaillé qui repose sur l’utilisation d’un système d’imagerie combiné TEP et IRM chez la souris. Cette méthode tire parti de la résolution plus élevée de l’IRM, en particulier sur la détection des tissus adipeux, ce qui les rend faciles à identifier et à segmenter par rapport à la méthode de tomodensitométrie couramment utilisée. Par conséquent, l’approche actuelle permet d’améliorer la précision de la quantification du PET par rapport à la méthode PET/CT, qui est d’une grande valeur pour les études sur de petits animaux présentant des dépôts adipeux plus délicats. Lors de l’analyse des résultats des tissus d’intérêt à leur absorption initiale, l’IRM devient un outil essentiel pour dessiner avec précision les VOI afin d’assurer la cohérence de leurs volumes entre les souris et d’éviter l’inclusion d’organes voisins. En outre, un traitement d’image précis tel que l’enregistrement d’image et la délimitation VOI sont importants pour permettre une quantification fiable. L’emplacement anatomique de la MTD sensible au glucose est distinct entre l’homme et la souris. Alors que la MTD fonctionnelle se situe dans la région interscapulaire, l’analyse basée sur l’imagerie TEP/IRM [18F]FDG identifie principalement la MTD fonctionnelle dans la région supraclaviculaire chez l’homme14,15,16.

Le statut de jeûne ou d’alimentation des souris doit également être pris en considération lors de l’expérience d’absorption de [18F]FDG. Dans certaines études, les souris sont à jeun pendant plusieurs heures ou même pendant la nuit avant l’expérience d’absorption, car il est supposé que le glucose endogène sera en concurrence avec le [18F]FDG. Dans le protocole, le [18F]FDG au statut d’alimentation a été mesuré et un signal d’absorption fort a encore été observé dans iBAT et iWAT. Ceci démontre donc qu’il n’est pas nécessaire de mettre les souris à jeun pour des signaux d’absorption robustes, ce qui est moins pertinent physiologiquement. En fait, il faut faire preuve de prudence lors de l’examen des Adipocytes BAT et beiges chez les animaux à jeun, car une découverte antérieure a rapporté que le signal de faim médié par le neuropeptide hypothalamique Y (NPY) agit sur les systèmes moteurs médullaires pour inhiber la thermogenèse BAT en réduisant l’innervation sympathique17. Systématiquement, chez l’homme, il est suggéré que sur les régimes calorigènes élevés, les adipocytes thermogéniques brûlent des calories supplémentaires afin de maintenir l’équilibre énergétique. En revanche, en cas de privation de nutriments, des mécanismes de contre-régulation sont activés pour supprimer le gaspillage d’énergie.

Une autre considération pour l’imagerie TEP [18F]FDG concerne les voies d’administration de radiotraceur chez la souris. Les techniques intrapéritonéales et intraveineuses sont deux façons courantes d’injecter du [18F]FDG chez la souris, et les deux méthodes aboutissent à une biodistribution relativement similaire de [18F]FDG chez la souris 60 min après l’injection18. Bien que la méthode intrapéritonéale soit relativement facile à effectuer et que l’injection puisse être effectuée rapidement pour éviter un stress indésirable imposé aux souris, l’injection directe accidentelle dans l’intestin est courante et n’est pas immédiatement identifiée, ce qui conduit à des résultats PET peu fiables19. La méthode intraveineuse est la méthode préférée et utilisée dans cette étude. Une injection réussie de la veine caudale peut être déterminée lorsqu’un retour de flamme sanguin visible est observé avant la perfusion, indiquant que l’aiguille est correctement positionnée à l’intérieur de la veine pour la perfusion. Une limitation à cette technique est la difficulté de remarquer un flashback sanguin visible, potentiellement dû à une pression artérielle basse et à la présence de poils foncés sur la queue. Cela peut être surmonté en réchauffant la queue avec un gant de toilette chaud pour augmenter le flux sanguin, améliorant ainsi la visibilité de la veine pour l’insertion de l’aiguille.

Un scanner précis et un équipement approprié sont d’autres facteurs importants pour une quantification fiable de l’image PET. Il est impératif d’effectuer des examens de contrôle de la qualité de routine sur les composants PET et MR du scanner. Le contrôle de la qualité par résonance magnétique implique l’évaluation du rapport signal/bruit sur différentes séquences pondérées T1 et T2, qui doit être effectuée sur une base hebdomadaire comme recommandé par le fabricant du scanner. Pour la TEP, l’exactitude de l’activité doit être déterminée à l’aide d’une seringue contenant une concentration connue de radioactivité sur une base hebdomadaire ou avant le début d’une étude importante. Ce test de contrôle de la qualité permet également de déterminer le co-enregistrement des images PET et MR. L’étalonnage doit être effectué si l’activité récupérée se situe en dehors de la plage recommandée ou si un enregistrement erroné entre les images PET et MR est constaté. En outre, l’étalonneur de dose doit être régulièrement étalonné conformément aux directives du fabricant, car il s’agit d’un outil important pour le contrôle de la qualité du scanner ainsi que pour la mesure de la radioactivité pour l’imagerie TEP.

Cette étude montre que l’activation des dépôts adipeux dans l’iBAT et l’iWAT chez la souris peut être visualisée et quantifiée à l’aide de l’imagerie TEP/IRM [18F]FDG lors de l’exposition à une température froide. Cependant, la présente étude est limitée par le fait que l’absorption de [18F]FDG dans l’iWAT était relativement faible, sauf en l’absence d’iBAT. Cela indique que par rapport à l’iBAT qui est facilement activé par le stimulus froid, les adipocytes beiges sont relativement réticents à être mobilisés et agissent davantage comme un dépôt thermogénique de secours d’iBAT chez la souris. Des méthodes plus efficaces pour induire le signal [18F]FDG dans l’iWAT et/ou d’autres dépôts adipeux chez des souris normales, telles que l’utilisation d’activateurs spécifiques au beige ou une condition de provocation au froid plus forte, doivent être identifiées, ce qui dépasse la portée de la présente étude.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Acknowledgments

Nous remercions le soutien de la National Natural Science Foundation of China (NSFC) - Excellent Young Scientists Fund (Hong Kong et Macao) (81922079), hongkongais Research Grants Council General Research Fund (GRF 17121520 et 17123419) et Hong Kong Research Grants Council Collaborative Research Fund (CRF C7018-14E) pour les expériences d’imagerie de petits animaux.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% sterile saline BBraun 0.9% sodium chloride intravenous infusion, 500 mL
5 mL syringe Terumo SS05L 5 mL syringe Luer Lock
Dose Calibrator Biodex Atomlab 500
Eye lubricant Alcon Duratears Sterile ocular lubricant ointment, 3.5 g
Insulin syringe Terumo 10ME2913 1 mL insulin syringe with needle
InterView Fusion software Mediso Version 3.03 Post-processing and image analysis software
Isoflurane Chanelle Pharma Iso-Vet, inhalation anesthetic, 250 mL
Ketamine Alfasan International B.V. HK-37715 Ketamine 10% injection solution, 10 mL
Medical oxygen Linde HKO 101-HR compressed gas, 99.5% purity
Metacam Boehringer Ingelheim 5 mg/mL Meloxicam solution for injection for dogs and cats, 10 mL
nanoScan PET/MR Scanner Mediso 3 Tesla MR
Nucline nanoScan software Mediso Version 3.0 Scanner operating software
Wound clips Reflex 7 203-100 7mm Stainless steel wound clips, 20 clips
Xylazine Alfasan International B.V. HK-56179 Xylazine 2% injection solution, 30 mL

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
  2. Cannon, B., Brown Nedergaard, J. adipose tissue: function and physiological significance. Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).
  3. Jal Wu,, et al. Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and. 150 (2), 366-376 (2012).
  4. Cypess, A. M., et al. Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist. Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).
  5. Ishibashi, J., Seale, P. Beige can be slimming. Science. 328 (5982), 1113-1114 (2010).
  6. Jal Schulz, T., et al. Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat. Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).
  7. Pal Cohen,, et al. Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch. Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).
  8. Mal Cypess, A., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  9. Aal vander Lans, A., et al. Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis. Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).
  10. Jal Hanssen, M., et al. Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus. Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).
  11. Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).
  12. Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).
  13. Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. 3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).
  14. Jal Andersson,, et al. Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI. Scientific Reports. 9 (18), 12358 (2019).
  15. Eal Lundstrom,, et al. Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents. Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).
  16. Eal Lundstrom,, et al. Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue. PLoS One. 10 (4), 0126705 (2015).
  17. Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication. Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).
  18. Jal Fueger, B., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  19. Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans. Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).

Tags

Biologie numéro 173 tissu adipeux brun adipocytes beiges thermogenèse absorption du glucose imagerie micro-TEP/IRM [18F]FDG
Visualisation et quantification des tissus adipeux bruns et beiges chez la souris à l’aide de l’imagerie micro-PET/MR [<sup>18F</sup>]FDG
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Liu, Q., Tan, K. V., Chang, H. C.,… More

Liu, Q., Tan, K. V., Chang, H. C., Khong, P. L., Hui, X. Visualization and Quantification of Brown and Beige Adipose Tissues in Mice using [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging. J. Vis. Exp. (173), e62460, doi:10.3791/62460 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter