Waiting
Traitement de la connexion…

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Bedömning av förändringar i synaptisk plasticitet med hjälp av en vaken sluten huvudskademodell av mild traumatisk hjärnskada

Published: January 20, 2023 doi: 10.3791/64592
Automatic Translation
1,2, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1
1Division of Medical Sciences, University of Victoria, 2Island Medical Program, University of British Columbia

Summary

Här demonstreras hur en vaken sluten huvudskademodell kan användas för att undersöka effekterna av upprepad mild traumatisk hjärnskada (r-mTBI) på synaptisk plasticitet i hippocampus. Modellen replikerar viktiga egenskaper hos r-mTBI hos patienter och används tillsammans med in vitro elektrofysiologi.

Abstract

Milda traumatiska hjärnskador (mTBI) är ett vanligt hälsoproblem i Nordamerika. Det finns ett ökande tryck att använda ekologiskt giltiga modeller av mTBI med stängt huvud i den prekliniska miljön för att öka översättbarheten till den kliniska populationen. ACHI-modellen (Awake Closed-headed Injury) använder en modifierad kontrollerad kortikal slaganordning för att leverera sluten huvudskada, vilket inducerar kliniskt relevanta beteendeunderskott utan behov av kraniotomi eller användning av ett bedövningsmedel.

Denna teknik inducerar normalt inte dödsfall, skallfrakturer eller hjärnblödningar och är mer förenlig med att vara en mild skada. Faktum är att ACCHI-procedurens milda karaktär gör den idealisk för studier som undersöker repetitiv mTBI (r-mTBI). Växande bevis tyder på att r-mTBI kan resultera i en kumulativ skada som ger beteendemässiga symptom, neuropatologiska förändringar och neurodegeneration. r-mTBI är vanligt hos ungdomar som idrottar, och dessa skador uppstår under en period av robust synaptisk omorganisation och myelinisering, vilket gör den yngre befolkningen särskilt sårbar för de långsiktiga influenserna av r-mTBI.

Vidare förekommer r-mTBI i fall av våld i nära relationer, ett tillstånd för vilket det finns få objektiva screeningåtgärder. I dessa experiment utvärderades synaptisk funktion i hippocampus hos unga råttor som hade upplevt r-mTBI med hjälp av ACHI-modellen. Efter skadorna användes en vävnadsskivare för att göra hippocampus skivor för att utvärdera dubbelriktad synaptisk plasticitet i hippocampus antingen 1 eller 7 dagar efter r-mTBI. Sammantaget ger ACCHI-modellen forskare en ekologiskt giltig modell för att studera förändringar i synaptisk plasticitet efter mTBI och r-mTBI.

Introduction

Traumatisk hjärnskada (TBI) är ett betydande hälsoproblem, med ~ 2 miljoner fall i Kanada och USA varje år 1,2. TBI påverkar alla åldersgrupper och kön och har en incidens som är större än någon annan sjukdom, särskilt bröstcancer, aids, Parkinsons sjukdom och multipel skleros3. Trots förekomsten av TBI är dess patofysiologi fortfarande dåligt förstådd och behandlingsalternativen är begränsade. Delvis beror detta på att 85% av alla TBI klassificeras som milda (mTBI), och mTBI har tidigare ansetts ge endast begränsade och övergående beteendeförändringar utan långsiktiga neuropsykiatriska konsekvenser 4,5. Det är nu erkänt att mTBI-återhämtning kan ta veckor till år5,6, utlösa allvarligare neurologiska tillstånd4, och att även upprepade "sub-hjärnskakning" effekter påverkar hjärnan7. Detta är alarmerande eftersom idrottare i sporter som hockey / fotboll har >10 huvud sub-hjärnskakningseffekter per match / träningspass 7,8,9,10.

Ungdomar har den högsta förekomsten av mTBI, och i Kanada kommer ungefär en av 10 tonåringar att söka vård för en sportrelaterad hjärnskakning årligen11,12. I verkligheten kan varje sub-hjärnskakande huvudkollision eller mTBI orsaka diffus skada på hjärnan, och detta kan också skapa ett mer sårbart tillstånd för efterföljande skador och / eller allvarligare neurologiska tillstånd 13,14,15,16,17. I Kanada erkänns det juridiskt via Rowans lag att tidigare skada kan öka hjärnans sårbarhet för ytterligare skada18, men mekanistisk förståelse av r-mTBI är fortfarande sorgligt otillräcklig. Det är dock tydligt att singel och r-mTBI kan påverka inlärningsförmågan under skolår 19,20, ha könsspecifika resultat 21,22,23,2 4 och försämra kognitiv kapacitet senare i livet16,25,26. Faktum är att kohortanalyser starkt associerar r-mTBI tidigt i livet med demens senare på27,28. r-mTBI är också potentiellt associerad med kronisk traumatisk encefalopati (CTE), som kännetecknas av ackumulering av hyperfosforylerat tauprotein och progressiv kortikalatrofi och utfälls av signifikant inflammation 27,29,30,31. Även om kopplingarna mellan r-mTBI och CTE för närvarande är kontroversiella32, kommer denna modell att göra det möjligt att utforska dem mer detaljerat i en preklinisk miljö.

En mTBI beskrivs ofta som en "osynlig skada", eftersom den förekommer i en sluten skalle och är svår att upptäcka även med moderna bildtekniker33,34. En exakt experimentell modell av mTBI bör följa två principer. Först bör den rekapitulera de biomekaniska krafter som normalt observeras i den kliniska populationen35. För det andra bör modellen inducera heterogena beteendemässiga resultat, något som också är mycket vanligt i kliniska populationer36,37,38. För närvarande tenderar majoriteten av prekliniska modeller att vara allvarligare, med kraniotomi, stereotaktiskt huvudstöd, anestesi och kontrollerade kortikala effekter (CCI) som ger betydande strukturella skador och mer omfattande beteendeunderskott än normalt observerade kliniskt33. Ett annat problem med många prekliniska modeller av hjärnskakning som involverar kraniotomier är att denna procedur i sig skapar inflammation i hjärnan, och detta kan förvärra mTBI-symtom och neuropatologi från eventuell efterföljande skada39,40. Anestesi introducerar också flera komplexa förvirringar, inklusive att minska inflammation 41,42,43, modulerande mikroglialfunktion44, glutamatfrisättning45, Ca2+ inträde genom NMDA-receptorer 46, intrakraniellt tryck och cerebral metabolism 47. Anestesi introducerar ytterligare förvirringar genom att öka permeabiliteten för blod-hjärnbarriären (BBB), tau-hyperfosforylering och kortikosteroidnivåer, samtidigt som kognitiv funktion minskas 48,49,50,51. Dessutom utgör diffusa, slutna huvudskador den stora majoriteten av kliniska mTBI52. De tillåter också en att bättre studera de många faktorer som kan påverka beteendemässiga resultat, inklusive kön21, 53 år, intervall mellan skador15, svårighetsgrad54 och antalet skador23.

Riktningen för de accelererande / retardativa krafterna (vertikal eller horisontell) är också en viktig faktor för beteendemässiga och molekylära resultat. Forskning från Mychasiuk och kollegor har jämfört två modeller av diffus mTBI med stängt huvud: viktfall (vertikala krafter) och sidopåverkan (horisontella krafter)55. Både beteendemässiga och molekylära analyser avslöjade heterogena modell- och könsberoende resultat efter mTBI. Således är djurmodeller som hjälper till att undvika kirurgiska ingrepp, samtidigt som de innehåller linjära och rotationskrafter, mer representativa för de fysiologiska förhållanden under vilka dessa skador normalt uppträder33,56. ACHI-modellen skapades som svar på detta behov, vilket möjliggör snabb och reproducerbar induktion av mTBI hos råttor samtidigt som man undviker procedurer (dvs. anestesi) som är kända för att snedvrida könsskillnader57.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Godkännande för alla djurförsök gavs av University of Victoria Animal Care Committee i enlighet med Canadian Council on Animal Care (CCAC) standarder. Alla hanråttor av Long-Evans föddes upp internt eller köptes (se materialtabellen).

1. Inhysnings- och avelsförhållanden

  1. Låt djuren acklimatisera sig till sin inhysningsmiljö i 1 vecka före avvänjning på postnatal dag (PND) 21.
  2. Håll råttorna i standardburhus vid 22,5 °C ± 2,5 °C, med fri tillgång till mat och vatten, under en 12 timmars ljus/mörk cykel.
  3. Gruppera och hysa djuren med två eller tre könsmatchade kullkamrater och tilldela dem slumpmässigt till antingen sken- eller r-mTBI-förhållanden.
  4. Utför alla procedurer mellan 07:30 och 23:30.

2. Inställning av vaken sluten huvudskada

  1. Position a 2,75 tum. Skumdyna med låg densitet (100 cm x 15 cm x 7 cm) under slaganordningen för att möjliggöra rotationshuvudrörelser.
    OBS: Skumdynan hade en fjäderkonstant på ~ 2 500 N / m men kan variera mellan 3 100 och 5 600 N / m58. Fasthetsnivån (låg, medel och hög) har inte visat sig vara prediktiv för skadeutfall59. Skumdynan är ett icke-förbrukningsbart material. Det byts normalt ut årligen eller om det är smutsigt eller skadat.
  2. Slå på den modifierade kortikala islagsanordningen (figur 1A) och ställ in hastigheten på 6 m/s.
    OBS: Dessa specifikationer är utformade för att framkalla akut neurologisk funktionsnedsättning hos unga och unga råttor som är analoga med egenskaperna hos en mTBI, men sådana parametrar kanske inte är lämpliga för äldre djur eller andra arter (t.ex. möss eller illrar). För en genomgång av vanliga ACHI-parametrar, se60.

3. Induktion av mTBI

  1. När råttorna når PND 24, flytta dem in i procedurrummet där procedurerna kommer att utföras. Se till att detta rum är separat från deras normala bostadsmiljö.
  2. Placera försiktigt råttan i en fasthållningskon och se till att nos och näsborrar är nära konens lilla öppning för att möjliggöra tillräcklig ventilation. Använd en hårklämma av plast för att hålla konen stängd vid den kaudala änden för att förhindra rörelse när råttan placeras i fasthållningskonen.
    1. Använd fasthållningspoäng för att registrera djurens överensstämmelse eller tolerans med fasthållningskonen och ACHI-proceduren.
      OBS: Fasthållningspoängen kan användas som en bedömning av stress hos djuren. Således kan uteslutningskriterier utvecklas med hjälp av fasthållningspoängen för att minska variationen mellan ämnen som uppstår på grund av ett alltför stort stressrespons.
      1. Ge en poäng från 0 till 4 baserat på djurets vilja att komma in i konen, deras rörelser och vokaliseringar. Ge en poäng på 0 om det inte finns något motstånd mot fasthållningen, medan en poäng på 1 motsvarar att djuret vrider 1-2x och lite eller ingen vokalisering eller snurrning. Ge en poäng på 2 om djuret har blivit 2-3x och uppvisar någon vokalisering eller snurrning. Ge en fasthållningspoäng på 3 om djuret har vänt 5-10x och uppvisar fler läten och snurrande. Slutligen, ge en poäng på 4 om djuret har vänt mer än 10x med frekventa vokaliseringar och snurrning.
        OBS: Denna information finns också på själva poängbladet (kompletterande tabell S1 och kompletterande tabell S2).
  3. Medan råttan är fastspänd, placera hjälmen manuellt (figur 1B) över mittlinjen, med målskivan över vänster parietallob (figur 1C, D).
  4. Placera råttan på skumdynan och ställ manuellt in slaganordningen i läget Förläng . Sänk provkroppens spets manuellt så att den kommer i kontakt med målskivan på hjälmen. Ställ in provkroppen manuellt i infällbart läge så att provkroppen drar sig tillbaka 10 mm ovanför hjälmen.
  5. Använd ratten på den stereotaxiska armen för att sänka islagsspetsen med 10 mm så att den återigen vidrör målskivan på hjälmen. Vrid slagbrytaren så att djurets huvud snabbt accelereras i 10 mm vid 6 m/s.
  6. När anordningen har aktiverats ska djuret omedelbart avlägsnas från fasthållningskonen och omedelbart genomgå ett neurologiskt bedömningsprotokoll (NAP).
    OBS: För de aktuella experimenten upprepades detta protokoll totalt åtta gånger med 2 timmars intervall.

4. Induktion av skenskada

  1. Följ alla experimentella procedurer som beskrivs ovan i avsnitt 3 men placera råttan intill islagskolvens väg så att ingen skada uppstår.

5. Neurologiskt bedömningsprotokoll

OBS: NAP kan användas för att mäta medvetandenivån, såväl som kognitiv och sensorimotorisk funktion.

  1. Vid baseline och omedelbart efter induktion av mTBI eller skenskada, bedöm råttorna med hjälp av NAP enligt beskrivningen i56,61. På ett bord placerar du råttornas bur och en återhämtningsbur med 100 cm mellanrum. Centrera balansstrålen jämnt ovanpå båda burarna. Lägg dessutom en vikt handduk eller extra dämpning under balansbalken.
  2. Om det behövs, bedöma medvetenhetsnivån. Om djuren inte svarar efter mTBI, bedöm apné (andningsuppehåll) och eventuell fördröjning i rätningsreflexen genom att använda ett stoppur för att registrera den tid det tar för djuret att återuppta andningen och/eller räta sig från liggande till liggande läge.
    OBS: Förlust av rätningsreflex och apné är sällsynta med ACHI-modellen men de kan ibland observeras hos unga djur.
  3. Bedöm råttans kognitiva och sensorimotoriska funktion med hjälp av följande testsekvens. Administrera dessa tester snabbt i följd efter bedömning av medvetandet.
    OBS: Summeringen av dessa fyra tester ger en total poäng av 12, om det inte finns några observerade beteendemässiga underskott. Underskott försämrar denna poäng.
    1. Skrämselsvar
      1. Placera råttan i den tomma återhämtningsburen och klappa högt (50 cm) över buren. Registrera djurets reaktion på bullret med hjälp av följande poängsystem:
        3 = Snabb skrämselreaktion på ljud (t.ex. öronrörelse/ryckningar, hopp, hela kroppen fryser).
        2 = Långsam reaktion eller lätt frysande reaktion på ljud.
        1 = Endast observerade öronrörelser.
        0 = Ingen reaktion på ljud.
    2. Förlängning av lemmar
      1. Med balken (100 cm lång x 2 cm bred x 0,75 cm tjock) placerad horisontellt över råttans hem och återhämtningsburar, plocka upp råttan vid svansbasen och håll den nära strålen. Se till att råttan är tillräckligt nära för att lätt kunna greppa den. Bedöm råttans förmåga att sträcka ut båda extremiteterna till strålen med följande poängsystem:
        3 = Full förlängning av båda frambenen och greppar balken.
        2 = Endast en lem är utsträckt.
        1 = Intermittent förlängning eller indragning av frambenen.
        0 = Frambenen är slappa/ingen förlängning.
    3. Stråle promenad
      1. Placera djuret i mitten av den horisontella strålen vid 50 cm-märket mot sitt hembur. Se till att strålen är jämnt fördelad mellan råttans hembur och återhämtningsbur (placerad ~ 80 cm från varandra). Låt råttan gå över strålen. Bedöm råttans förmåga att balansera och gå med följande poängsystem:
        3 = Går framgångsrikt över balken med mindre än två fotglidningar inom 10 s.
        2 = Går framgångsrikt strålen, men mer än två fotglidningar observeras.
        1 = Icke-lokomotivrörelse, "simning" rörelse.
        0 = Kan inte gå längs strålen eller kan inte röra sig inom 10 s.
    4. Roterande balk
      1. Placera råttan i mitten av strålen och se till att råttan är balanserad. Lyft balken 80 cm ovanför en handduk eller vadderad yta och börja manuellt rotera strålen med en rotation per sekund i 4 s (totalt fyra varv). Bedöm råttans förmåga att stanna kvar på strålen när den roterar med följande poängsystem:
        3 = Råtta kvar på strålen under alla fyra rotationerna.
        2 = Råtta faller på den fjärde rotationen.
        1 = Råtta faller vid andra eller tredje rotationen.
        0 = Råtta faller under den första rotationen.
  4. När den nationella handlingsplanen är klar ska mTBI och skenråttor skickas tillbaka till burarna. Upprepa vid behov för r-mTBI-procedurer. Övervaka djurens välbefinnande efter skador med checklistan för övervakning av buren (kompletterande fil 1). Om det finns någon indikation på abnormitet (någon poäng som inte är N) under övervakning av bursidan, bör en fullständig smärtpoäng tas med smärtskalan och avancerad övervakningschecklista efter huvudpåverkan (kompletterande fil 2).

6. Förberedelse av skiva

OBS: I den aktuella studien utvärderades synaptisk plasticitet hos djur efter r-mTBI antingen 1 eller 7 dagar efter mTBI. På dessa dagar fördes djuren individuellt till laboratoriet i täckta burar före avlivning.

  1. Kyl (-20 °C) över natten alla kirurgiska verktyg (figur 2A) som krävs för att göra hippocampusskivor: standardsax, dissekeringssax, pincett, rongeur, spatlar och kylblock.
    OBS: Vävnadslimmet och inkubationskammaren ska inte kylas.
  2. Bered artificiell cerebrospinalvätska (aCSF) innehållande 125 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaHPO 4, 25 mM NaHCO 3, 2 mM CaCl 2,1,3 mM MgCl 2 och 10 mM dextros (300 ± 10 mOsm; pH 7,2-7,4).
    OBS: Huvudlösningen av aCSF måste kontinuerligt bubblas med carbogen (95% O 2/5% CO2) under protokollets varaktighet.
  3. Innan du avlivar djuret (steg 6.8), förbered 12,5 ml agaros. Lös 0,25 g agaros i 12,5 ml fosfatbuffrad saltlösning (1x PBS) genom mikrovågsugn i ett 50 ml koniskt rör i steg om 10 s.
  4. Håll agarosen varm (42 °C) och skaka i en värmeplatta för att förhindra att den stelnar.
  5. Ställ in en skärstation på is, inklusive en petriskål och en liten bägare (50 ml) fylld med iskall aCSF (4 °C) och en vält petriskål med en bit fuktat filterpapper ovanpå (figur 2A). Bubbla kontinuerligt aCSF i den lilla bägaren med karbogen.
  6. Värm vattenbadet till 32 °C. Fyll uppvakningskammaren med aCSF och bubbla kontinuerligt med karbogen (figur 2B).
  7. Transportera djuret till experimentrummet.
  8. Bedöva djuret med 5% isofluran som inhalationsmedel (tills det saknas abstinensreflex) och halshugg det sedan snabbt med en liten giljotin.
  9. Dissekera hjärnan från skallen i petriskålen fylld med iskall (4 °C) aCSF och håll skallen nedsänkt i aCSF för att snabbt kyla vävnaden.
    OBS: Denna procedur kräver normalt under 5 minuter, men hastigheten för hjärnavlägsnande är inte en kritisk faktor om hjärnan är nedsänkt i kyld aCSF.
  10. Placera hjärnan i den lilla bägaren av kyld och karbogen aCSF för att ytterligare rengöra och kyla provet.
  11. Flytta hjärnan till den upp och ner petriskålen och placera den på filterpapperet. Använd en skarp skalpell för att ta bort cerebellum och prefrontal cortex för att "blockera" hjärnan. Separera de två halvkloten genom att göra ett snitt ner hjärnans mittlinje.
    OBS: Följande protokoll utförs en halvklot i taget. Det är absolut nödvändigt att den halvklot som för närvarande inte förbereds förblir nedsänkt i bägaren av iskall (4 °C) karbogenerad aCSF.
  12. För att skapa tvärgående hippocampusskivor, placera halvklotet på den mediala ytan. Luta bladet på en skalpell vid ~ 30 ° inåt och ta bort en tunn skiva från hjärnans dorsala yta för att ge en plan yta för hjärnan som ska monteras på kolven som används av utsnittet. Vänd hjärnan på ryggytan och badda försiktigt vävnaden på torrt filterpapper för att ta bort eventuellt överskott av aCSF. Använd cyanoakrylatlim, fäst hjärnans dorsala yta på kolven och lämna den ventrala ytan upprätt.
    OBS: Se till att limet inte löper över kolvens kant, eftersom det kommer att få det att fästa vid metallröret som används för att innehålla agarosen och förhindra kolvens rörelse.
  13. Förläng kolvens yttre rör över hjärnan och häll den flytande agarosen i röret tills hjärnan är helt täckt. Stelna agarosen snabbt genom att klämma fast ett kylblock över kolvröret (figur 2A).
  14. Placera kolven i skivkammaren och säkra kammaren med en skruv. Fäst bladet och tillsätt iskall, syresatt aCSF till skivkammaren.
  15. På utsnittet (bild 2B) ställer du in skärhastigheten på 4, svängningen på 6 och växlar omkopplaren för kontinuerlig/enkel skivning till kontinuerlig. Tryck på start för att börja sektionera hjärnan vid 400 μm.
  16. När utsnittet delar hjärnan, använd en Pasteurpipett med stor diameter för att överföra varje skiva till återhämtningsbadet av syresatt aCSF när den är snittad (figur 2C).
    OBS: När varje skiva skärs kan den placeras sekventiellt i de olika brunnarna i återhämtningsbadet. Detta protokoll ger vanligtvis mellan sex och åtta skivor, innehållande hippocampus för varje halvklot. En råttatlas62 kan användas för att identifiera den dorsala ventrala positionen för enskilda skivor i råtthjärnan.
  17. Låt skivorna dra sig vid 32 °C i 30 minuter och låt sedan dra sig i ytterligare 30 minuter vid rumstemperatur (23 °C).
  18. Upprepa dessa steg för att skapa segment från den andra halvklotet.

7. Fältelektrofysiologi

OBS: För att hämta extracellulära fältinspelningar från dentate gyrus (DG), utför följande steg. Efter 60 minuters återhämtning är enskilda hippocampusskivor redo för extracellulära fältinspelningar.

  1. Använd en kommersiellt tillgänglig mikropipettavdragare, dra registreringselektroder (1-2 MΩ) från 10 cm borosilikatglaskapillärer med en ytterdiameter på 1,5 mm och en innerdiameter på 1,1 mm.
    OBS: Inspelningselektroden ska ha ett motstånd på ~ 1 MΩ och spetsarna ska vara ~ 1 mm i storlek. Konsistens i elektrodparametrar är viktigt för bra inspelningar.
  2. Slå på datorn och utrustningen som ska användas för inspelningar: förstärkaren, digitaliseraren, stimulatorn, mikromanipulatorn, temperaturregulatorn, mikroskopljuset och vakuumpumpen.
  3. Fyll en bägare med aCSF och anslut den till ett gravitationsstyrt perfusionssystem. Öppna aCSF-ventilen på perfusionssystemet för att påbörja ett flöde av aCSF genom perfusionskammaren. Håll en flödeshastighet på ungefär en eller två droppar/s eller 2 ml/min. Karbonagenital aCSF kontinuerligt under elektrofysiologiska inspelningar.
    OBS: Det är absolut nödvändigt att upprätthålla en konstant dropphastighet av karbogenererad aCSF under fältinspelningar. Det är också absolut nödvändigt att referenselektroden är helt nedsänkt i aCSF.
  4. Använd en Pasteurpipett för att överföra en hippocampus skiva från återhämtningsbadet till perfusionskammaren som kontinuerligt perfuseras med karbogenerad aCSF och hålls vid 30 ± 0,5 °C. Orientera hjärnskivan så att dentate gyrus och granulcellskiktet är synliga i synfältet. Stabilisera skivan med böjda trådvikter. Starta datorprogramvaran för datainsamling.
    OBS: Det kan vara till hjälp att stänga av vakuumpumpen under detta steg för att möjliggöra fri manipulation av vävnaden. Detta bör göras snabbt eftersom för mycket manipulation kan skada vävnaden. Dessutom kan perfusionskammaren svämma över med aCSF om det tar för lång tid. När vävnaden är ordentligt orienterad och stabiliserad, slå på vakuumpumpen.
  5. Använd ett upprätt mikroskop för att visualisera DG med sned optik. Placera en koncentrisk bipolär stimulerande elektrod för att aktivera MPP-fibrerna (medial perforant path) i den mellersta tredjedelen av molekylskiktet. Placera sedan en glasmikropipett, fylld med aCSF i MPP (figur 3A, B). Börja med elektroderna längre ifrån varandra (dvs den stimulerande elektroden nära CA3 och inspelningselektroden strax ovanför DG: s genu), eftersom beröring av vävnaden kommer att orsaka skador på fibrerna.
    OBS: Optimalt bör alla inspelningar ha elektroderna placerade på samma avstånd från cellskiktet, ungefär 200 μm från varandra.
  6. När de stimulerande och registrerande elektroderna är placerade, visualisera de framkallade fältsvaren med hjälp av en förstärkare, en digitaliserare och inspelningsprogramvara.
  7. För att hitta en lämplig fältexcitatorisk postsynaptisk potential (fEPSP), stimulera vävnaden med 0,12 ms strömpulser vid 0,2 Hz (var 5: e s) när användaren är skicklig på att hitta svar, eller vid 0,067 Hz (var 15: e s) för mindre skickliga användare för att undvika överstimulering. Se till att fEPSP har en minsta amplitud på 0,7 mV med en klar fibervolley som är mindre än fEPSP.
    OBS: Det är viktigt att placera båda elektroderna lika långt från cellskiktet för att erhålla maximal fältrespons och tillräckligt långt ifrån varandra (dvs ~ 200 μm) för att generera en liten fibervolley. Små justeringar i elektrodpositionen kan bidra till att öka responsens amplitud, även om dessa bör hållas till ett minimum för att undvika vävnadsskada.
  8. Bestäm den maximala fEPSP-amplituden genom att öka stimuleringsintensiteten och ställ sedan in simuleringsintensiteten så att fEPSP är vid 70% av den maximala amplituden.
    OBS: Den maximala amplituden är satt till 70% för studier av långvarig depression (LTD) och till 50% för studier av långtidspotentiering (LTP). Den maximala amplituden bestäms genom att justera stimuleringsstyrkan tills fEPSP inte längre ökar i amplitud. För en fEPSP med en maximal amplitud på 2 mV skulle svarsstorleken sedan justeras till 1,4 mV för LTD-studier och 1,0 mV för LTP-studier, för att ge utrymme för fEPSP att trycka ner eller potentiera (respektive).
  9. Upprätta en stabil baslinje för förkonditionering i 20 minuter med 0,12 ms pulser levererade vid 0,067 Hz. För att segment ska betraktas som stabila, leta efter <10% variabilitet i den ursprungliga lutningen av fEPSP och för lutningen på linjen för bästa passform genom de plottade fEPSP-sluttningarna att vara <0,5. Fortsätt med nästa steg i inspelningen när EPSP har verifierats vara stabila i 20 minuter.
    OBS: Olika receptorantagonister kan läggas till aCSF för att blockera eller förbättra LTD och LTP. Om så krävs, se till att skivorna exponeras för dessa farmakologiska medel under denna referensperiod och att kraven för stabila registreringar är uppfyllda. För exempel, se63,64,65.
  10. Först bestämma förändringar i grundläggande synaptiska egenskaper genom att använda parade pulsstimuli och genom att konstruera stimulus-respons input-outputkurvor. För parningspulstestet, applicera en serie parade pulser med ett interpulsintervall på 50 ms vid 0,033 Hz. För input-outputkurvorna, använd en serie (10) av ökande stimulusintensiteter (0,0-0,24 ms) vid 0,033 Hz för att plotta förändringen av fEPSP-svarsstorleken.
  11. För att studera LTD som primärt är beroende av aktivering av CB1-receptorer64,66, använd ett 10 Hz-protokoll (6 000 pulser vid 10 Hz). Detta protokoll tar 10 minuter att administrera.
  12. För efterkonditioneringsinspelningar, fortsätt med enkelpulsstimulering (0,12 ms vid en frekvens på 0,067 Hz) i ytterligare 60 minuter.
  13. Efter efterkonditioneringsregistreringen, administrera igen de parade pulsstimuli, följt av en input-output-kurva. Jämför dessa med baslinjeinspelningar för att observera förändringar i presynaptiska frisättningsegenskaper och hjälpa till att bedöma segmentets hälsa för långsiktiga inspelningar.
  14. Under analysen, var konservativ och följ uteslutningskriterierna när du bestämmer om data från enskilda skivor ska behållas i datauppsättningen för synaptisk plasticitet. Exkludera segment som visar en stor lutning i en linje med bästa passform för fEPSP-sluttningar under förkonditioneringsbaslinjen (lutning >0,5), instabilitet i förkonditioneringsbaslinjen (>10 % förändring) och eller instabilitet under efterkonditioneringsperioden (lutning >1,5 i 50–60 minuter efter efterkonditionering).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Den vakna slutna huvudskademodellen är en livskraftig metod för att inducera r-mTBI hos unga råttor. Råttor som exponerades för r-mTBI med ACHI-modellen visade inte uppenbara beteendemässiga underskott. Ämnen i dessa experiment uppvisade inte latens till höger eller apné vid någon tidpunkt under r-mTBI-proceduren, vilket indikerar att detta verkligen var en mild TBI-procedur. Subtila beteendemässiga skillnader framkom i den nationella handlingsplanen. Som beskrivits ovan poängsattes råttorna på fyra sensorimotoriska uppgifter (skrämselrespons, lemförlängning, strålgång och roterande stråle) på en skala från 0 till 3, där 3 inte representerade någon försämring med uppgiften. Ju lägre NAP-poängen desto mer nedsatt var djuret. Vid baslinjen fanns det inga skillnader i NAP-poängen mellan sham och r-mTBI råttor. Efter alla ACHI-sessioner visade r-mTBI-råttorna signifikanta försämringar inom NAP-uppgifterna jämfört med bluffar (figur 4). Men som rapporterats tidigare för effekter som levererats under flera dagar (dvs. 2 eller 4 dagar), förvärrade eller producerade det efterföljande tillägget av skador under dagen inte eller producerade ytterligare beteendeunderskott. Således producerar ACCHI-modellen av r-mTBI subtila, men ändå signifikanta, beteendemässiga underskott under dessa akuta tidpunkter efter skada.

Efter skadeprotokollet undersöktes framkallade fältsvar och synaptisk plasticitet i MPP-ingången till hippocampus på efterskadedag 1 (PID1) och PID7. Skivhälsa undersöktes med hjälp av fEPSP som svar på en stigande serie pulsbredder i varje segment. Som visas i figur 3C var det ingen skillnad i input-outputkurvorna som genererades i skivor erhållna från sham och r-mTBI råttor. För att undersöka presynaptisk sändarfrisättning administrerades en serie parade pulser (50 ms interpulsintervall) och förhållandet mellan storleken på den andra fEPSP beräknades i förhållande till den första fEPSP. De parade pulsförhållandena skilde sig inte mellan skenråttor och r-mTBI-råttor (figur 3D). Således indikerar dessa data att r-mTBI inte förändrade grundläggande synaptisk fysiologi i MPP-ingången till DG. För att undersöka LTD administrerades ett 10 Hz LTD-protokoll för att inducera en LTD beroende av endocannabinoider64. När det gäller PID1 skedde en betydande minskning av kapaciteten hos MPP-insatsen till generaldirektoratet för att upprätthålla LTD (figur 3E). Denna minskning av LTD var dock övergående och med PID7 uppvisade skivor från sken- och r-mTBI-djur motsvarande LTD (figur 3F), även om det fanns en indikation på en liten trend för skivor från r-mTBI-djur att uppvisa en ökning av LTD.

Figure 1
Bild 1: ACHI-procedurinställningen som används för att modellera r-mTBI . (A) En modifierad kontrollerad kortikal provkropp användes för att snabbt förskjuta djurets huvud 10 mm med en hastighet av 6,0 m/s. (B, C) Anpassad 3D-tryckt hjälm med en vänster parietal cortex målplats. (D) Försökspersonerna placerades i en fasthållningspåse av plast på en skumplattform, med hjälmen placerad runt fasthållningskonen och placerad så att målplatsen är direkt under provkroppens spets. Förkortningar: ACHI = vaken sluten huvudskada; r-mTBI = upprepad mild traumatisk hjärnskada. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 2
Figur 2: Material och installation som krävs för skivberedning. (A) Verktyg som används för hjärnextraktion, montering, skivning och inkubation: a) Odlingsskål med filterpapper. b) olika dissektionsverktyg, inklusive standardsax, dissekeringssax, pincett, en rongeur och spatlar, c) Vävnadslim. d) Komprimeratomekolv och provrör. e) fjäderblad och bladhållare, f) Kylblock. g) Inkubationskammare för skivor. (B) Komprimerat vävnadsskärare. c) Skivor som inkuberas i ett bad innehållande konstgjord cerebrospinalvätska som kontinuerligt syresätts med 95 % O 2/5 % CO2. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 3
Figur 3: Akuta försämringar av synaptisk plasticitet hos unga hanråttor på grund av r-mTBI med användning av ACHI-modellen . (A) De viktigaste hippocampusvägarna. Den mediala perforantvägen består av inmatningen från entorhinal cortex till dentate gyrus (blå). Den mediala perforantvägen matar in synaps på granulceller i dentate gyrus (lila). (B) Brightfield mikrofotografi av en hippocampus hjärnskiva (4x förstoring), som visar den faktiska placeringen av en bipolär stimulerande elektrod (vänster) och en glasinspelningselektrodpipett (höger) i dentatgyrusens mediala performantväg. (C) Input-output-diagram (fEPSP-lutning) för olika simuleringsintensiteter (10–300 μs) på PID1 och PID7 för skenråttor och r-mTBI-råttor. d) Parningspulsförhållanden för skenråttor och r-mTBI-råttor (50 ms interpulsintervall). (E) Tidsförloppet för fEPSP förändras före och efter administrering av ett LTD-induktionsparadigm i hippocampusskivor erhållna från sham och r-mTBI råttor vid PID1. (F) Tidsförloppet för fEPSP förändras före och efter administrering av ett LTD-induktionsparadigm i hippocampusskivor erhållna från sham och r-mTBI råttor vid PID7. Förkortningar: ACHI = vaken sluten huvudskada; r-mTBI = upprepad mild traumatisk hjärnskada; PID = efter skadedag; fEPSP = fältexcitatorisk postsynaptisk potential. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Figure 4
Figur 4: Akut neurologisk funktionsnedsättning hos unga hanråttor på grund av r-mTBI med användning av ACHI-modellen. Råttorna genomgick åtta ACHI-procedurer med 2 timmars intervall under 1 dag, med ett neurologiskt bedömningsprotokoll utfört vid baslinjen och efter varje skada. NAP bestod av fyra uppgifter: skrämselrespons, lemförlängning, strålgång och roterande stråle. Varje uppgift poängsattes av 3, vilket gav en total möjlig poäng på 12 för varje session. Data presenterade som medelvärde ± SEM. (*) indikerar p < 0,05. Förkortningar: ACHI = vaken sluten huvudskada; r-mTBI = upprepad mild traumatisk hjärnskada; NAP = neurologiskt bedömningsprotokoll. Klicka här för att se en större version av denna figur.

Kompletterande tabell S1: ACHI-förfarande djur- och konsekvensinformation. Förkortning: ACHI = vaken sluten huvudskada. Klicka här för att ladda ner den här filen.

Kompletterande tabell S2: Bedömning av fasthållning för vaken mTBI. Förkortning: mTBI = mild traumatisk hjärnskada. "Vänd dig om i fasthållning" avser forskaren som placerar djuret i fasthållningen innan påsen stängs runt svansen. Efter att påsen är stängd ska djuret inte kunna vända sig. Vokalisering och squirming bör poängsättas efter att påsen är stängd. Klicka här för att ladda ner den här filen.

Kompletterande fil 1: Checklista för övervakning av burar. Klicka här för att ladda ner den här filen.

Kompletterande fil 2: Smärtskala och avancerad checklista för övervakning. Klicka här för att ladda ner den här filen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De flesta prekliniska undersökningar har använt modeller av mTBI som inte rekapitulerar de biomekaniska krafter som ses i den kliniska populationen. Här visas hur ACCHI-modellen kan användas för att inducera r-mTBI hos unga råttor. Denna slutna modell av r-mTBI har betydande fördelar jämfört med mer invasiva procedurer. För det första orsakar ACHI normalt inte skallfrakturer, hjärnblödningar eller dödsfall, som alla skulle vara kontraindikationer av en "mild" TBI i kliniska populationer61. För det andra kräver ACHI inte användning av kraniotomier, vilket är signifikant eftersom de är kända för att orsaka inflammatoriska reaktioner som kan förvärra symptomologier och neuropatologi67. För det tredje kräver ACHI inte användning av anestesi. Detta är också viktigt, eftersom anestesi kan ha neuroprotektiva egenskaper och kan försämra synaptisk plasticitet, förutom inlärnings- och minnesprestanda 48,49,50,51,68. Slutligen kan ACHI producera subtila övergående förändringar i neurologisk funktion som kan bedömas omedelbart efter skada.

Eftersom ACHI normalt inte inducerar medvetslöshet eller apné, efterliknar denna modell mTBI i en betydande andel av den kliniska populationen 69,70,71. Trots detta gav ACHI-modellen en betydande minskning av NAP-poängen. Denna minskning kvarstod vid upprepad administrering av ACHI-proceduren men förvärrade inte sensorimotoriska funktionsnedsättningar inom r-mTBI-gruppen. Detta indikerar att ACCHI-modellen inducerar en mild skada analog med den som observerades efter hjärnskakning eller sub-hjärnskakning huvudkollisioner i kliniska populationer72,73. En primär fördel med NAP är upptäckten av subtila beteendemässiga underskott som ses i den akuta tidsramen efter r-mTBI. Denna snabba undersökning kan göra det möjligt för forskare att kategorisera råttor baserat på deras beteendemässiga svar. Användningen av mer robusta beteendetester vid subakuta och kroniska tidpunkter kan dock vara nödvändig för att upptäcka motoriska, kognitiva och affektiva symptomologier74,75,76. Det är viktigt att notera att även om det inte fanns några skillnader i NAP-poäng över de åtta skadorna, kan gnagarbeteende påverkas av förändringar i miljö och förtrogenhet med experimentet77,78. Råttor bör tillåtas att acklimatisera sig till procedurrummet före administrering av r-mTBI eller skenskador. Dessutom är det viktigt att en individ ansvarar för att administrera effekterna för att säkerställa konsekvens.

Trots de tidigare nämnda fördelarna med ACHI-modellen är det inte utan begränsningar. För det första utformades paradigmet för att efterlikna ackumuleringen av effekter i en enda session och inte repetitiva skador efter en återhämtningsperiod. Efter skada ligger hjärnan i ett fönster av cerebral sårbarhet som sträcker sig från 1 till 5 dagar efter skada hos gnagare 15,79,80. Att ta emot åtta skador på en enda dag tillåter inte akuta och subakuta skadekaskader att utvecklas. Beroende på vilken forskningsfråga som är av intresse kan skadeparadigmet därför behöva justeras inom sårbarhetsfönstret. För det andra, medan det är fördelaktigt att begränsa användningen av bedövningsmedel, är en oavsiktlig konsekvens av ACCHI-modellen att utsätta råttorna för fasthållningsstress. Det har visats att exponering för akuta och kroniska stressfaktorer kan initiera ett inflammatoriskt svar, påverka en mängd olika beteenden och förändra synaptisk plasticitet i hippocampus81,82,83.

Protokollet som beskrivs ovan ger en tydlig metod för att producera högkvalitativa tvärgående hippocampusskivor från r-mTBI-administrerade djur med ACCHI-modellen. Dessutom möjliggör protokollet stabila elektrofysiologiska inspelningar och visar att hippocampus fortfarande kan uppvisa synaptisk plasticitet efter r-mTBI, även om det kan finnas övergående störningar. Med alla elektrofysiologiska inspelningar är skivhälsa avgörande för förmågan att registrera lämpliga fEPSP. För att bevara hjärnvävnaden, före skivning, är det absolut nödvändigt att hjärnan förblir iskall i karbogenerad aCSF. Hjärnans borttagning och skivning bör göras snabbt, men inte om det sker på bekostnad av vården. Detta protokoll på unga djur använder aCSF som skärlösning, men beroende på djurets ålder kan skyddande skärlösningar (såsom kolin-, sackaros-, NMDG- eller glycerolbaserade lösningar) krävas84,85,86.

Fältelektrofysiologiska inspelningar gör det möjligt för forskare att mäta hippocampus synaptisk plasticitet. Det finns dock ett antal begränsningar för tekniken. Processen att skära hjärnan har visat sig orsaka förändringar i ryggraden nummer87, vilket kan påverka synaptisk plasticitet. Användningen av in vivo-registreringar skulle bevara vägar och möjliggöra mätning av synaptisk plasticitet hos sövda eller levande djur88. Dessutom undersöker användningen av fältinspelningar egenskaperna hos grupper av neuroner men informerar inte om förändringar i enskilda neuroner. Användningen av helcellspatch-clamp-inspelningar kan ge tidsmässigt detaljerad information om neuronala egenskaper som svar på farmakologiska eller optogenetiska manipulationer89. Dessutom skulle kombinationen av elektrofysiologiska inspelningar med komplementära tekniker, såsom kalciumavbildning, västerländsk blotting, immunohistokemi eller elektronmikroskopi, göra det möjligt för forskare att få insikt i verkningsmekanismerna.

Kognitiva underskott rapporteras vanligen efter r-mTBI, och det nuvarande protokollet kan hjälpa till att undersöka några av de underliggande fysiologiska processerna i samband med dessa underskott. I synnerhet öppnar ACHI-förfarandets milda karaktär möjligheten att undersöka förändringar i synaptisk fysiologi under livslängden hos djur som har ådragit sig r-mTBI. ACHI-modellen verkar vara en ekologiskt giltig modell av mTBI än vad som kan användas för att studera r-mTBI. Preliminära studier som använder ACCHI-modellen har visat akut neurologisk försämring utan uppenbar strukturell skada, administrerat ett, fyra och åtta upprepade skadeparadigmer61,90. Framtida studier kommer att undersöka hur are-mTBI kan påverka synaptisk plasticitet under utvecklingsperioder och i den åldrande hjärnan. Genom att bättre förstå patofysiologin hos mTBI och r-mTBI för synaptisk funktion är förhoppningen att bättre rikta potentiella terapeutiska ingrepp för att minska kognitiv funktion.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inga intressekonflikter att avslöja.

Acknowledgments

Vi tackar alla medlemmar i Christie Laboratory vid University of Victoria, tidigare och nuvarande, för deras bidrag till utvecklingen av detta protokoll. Detta projekt stöddes med medel från Canadian Institutes for Health Research (CIHR: FRN 175042) och NSERC (RGPIN-06104-2019). Bild 1-dödskallegrafiken skapades med BioRender.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3D-printed helment  Designed and constructed by Christie laboratory (See Specifications in Christie et al. (2019), Current Protocols in Neuroscience) 
Agarose  Fisher Scientific (BioReagents) BP160500
Anesthesia chamber Home Made N/A Plexiglass Container
Automatic Heater Controller Warner Electric TC-324B
Axon Digidata Molecular Devices 1440A Low-noise Data Acquisition System
Balance beam  Can be constructed or purchased (100 cm long x 2 cm wide x 0.75 cm thick)
Calcium Chloride Bio Basic Canada Inc.  CD0050 For aCSF
Camera Dage MTI NC-70
Carbogen tank Praxair MM OXCD5C-K Carbon Dioxide 5%, Oxygen 95%
Clampex Software Molecular Devices Clampex 10.5 Version
Compresstome Vibrating Microtome Precisionary VF 310-0Z
Concentric Bipolar Electrode FHC Inc. CBAPC75
Dextrose (D-Glucose) Fisher Scientific (Chemical) D16-3 aCSF
Digital Stimulus Isolation Amplifier   Getting Instruments, Inc.  Model 4D
Disodium Phosphate Fisher Scientific (Chemical) S373-500 PBS
Dissection Tools
Feather Double Edge Blade Electron Microscopy Sciences 72002-10
Filter Paper Whatman 1 1001-055
Flaming/Brown Micropipette Puller Sutter Instrument P-1000
Hair Claw Clip Can be obtained from any department store
Home and Recovery Cages Normal rat cages from animal care unit.
Hum Bug Noise Eliminator Quest Scientific  726300
Isoflurane USP Fresenius Kabi CP0406V2
Isotemp 215 Digital Water Bath Fisher Scientific  15-462-15
Leica Impact One CCI unit Leica Biosystems Tip is modified to hold 7mm rubber impact tip
Long-Evans rats, male Charles River Laboratories (St. Constant, PQ)
Low-Density Foam Pad 3" polyurethane foam sheet 
Magnesium Chloride Fisher Scientific (Chemical) M33-500 aCSF
Male Long Evans Rats Charles River Laboratories Animals ordered from Charles River Laboratories, or pups bred at the University of Victoria
MultiClamp 700B Amplifier Molecular Devices Model 700B
pH Test Strips VWR Chemicals BDH BDH83931.601
Potassium Chloride Fisher Scientific (Chemical) P217-500 aCSF, PBS
Potassium Phosphate Sigma P9791-500G PBS
Push Button Controller Siskiyou Corporation  MC1000e Four-axis Closed Loop Controller Push-Button
Sample Discs ELITechGroup SS-033 For use with Vapor Pressure Osmometer
Small towel
Sodium Bicarbonate Fisher Scientific (Chemical) S233-500 aCSF
Sodium Chloride Fisher Scientific (Chemical) S271-3 For aCSF, PBS
Sodium Phosphate Fisher Scientific (Chemical) S369-500 aCSF
Soft Plastic Restraint Cones Braintree Scientific model DC-200
Stopwatch Many lab members use their iPhone for this
Table or large cart with raised edges  For NAP and ACHI
Thin Wall Borosilicate Glass (with Filament) Sutter Instrument BF150-110-10 Outside diameter: 1.5 mm; Inside diameter: 1.10 mm; Length: 10 cm
Upright Microscope Olympus Olympus BX5OWI 5x MPlan 0.10 NA Objective lens
Vapor Pressure Osmometer Vapro Model 5600 aCSF should be 300-310 mOSM
Vetbond Tissue Adhesive 3M 1469SB
Vibraplane Vibration Isolation Table Kinetic Systems 9101-01-45

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Fu, T. S., Jing, R., McFaull, S. R., Cusimano, M. D. Health & economic burden of traumatic brain injury in the emergency department. Canadian Journal of Neurological Sciences. 43 (2), 238-247 (2016).
  2. Chen, C., Peng, J., Sribnick, E., Zhu, M., Xiang, H. Trend of age-adjusted rates of pediatric traumatic brain injury in US emergency departments from 2006 to 2013. International journal of environmental research and public health. 15 (6), 1171 (2018).
  3. Prins, M., Greco, T., Alexander, D., Giza, C. C. The pathophysiology of traumatic brain injury at a glance. Disease Models & Mechanisms. 6 (6), 1307-1315 (2013).
  4. Mayer, A. R., Quinn, D. K., Master, C. L. The spectrum of mild traumatic brain injury: a review. Neurology. 89 (6), 623-632 (2017).
  5. Kara, S., et al. Less than half of patients recover within 2 weeks of injury after a sports-related mild traumatic brain injury: a 2-year prospective study. Clinical Journal of Sport Medicine. 30 (2), 96-101 (2020).
  6. Chung, A. W., Mannix, R., Feldman, H. A., Grant, P. E., Im, K. Longitudinal structural connectomic and rich-club analysis in adolescent mTBI reveals persistent, distributed brain alterations acutely through to one year post-injury. arXiv. , (2019).
  7. Crisco, J. J., et al. Frequency and location of head impact exposures in individual collegiate football players. Journal of Athletic Training. 45 (6), 549-559 (2010).
  8. Wilcox, B. J., et al. Head impact exposure in male and female collegiate ice hockey players. Journal of Biomechanics. 47 (1), 109-114 (2014).
  9. Daniel, R. W., Rowson, S., Duma, S. M. Head impact exposure in youth football. Annals of Biomedical Engineering. 40 (4), 976-981 (2012).
  10. Snowden, T., et al. Heading in the right direction: a critical review of studies examining the effects of heading in soccer players. Journal of Neurotrauma. 38 (2), 169-188 (2021).
  11. Zemek, R. L., et al. Annual and seasonal trends in ambulatory visits for pediatric concussion in Ontario between 2003 and 2013. The Journal of Pediatrics. 181, 222-228 (2017).
  12. Zhang, A. L., Sing, D. C., Rugg, C. M., Feeley, B. T., Senter, C. The rise of concussions in the adolescent population. Orthopaedic Journal of Sports Medicine. 4 (8), (2016).
  13. Broglio, S. P., Eckner, J. T., Paulson, H. L., Kutcher, J. S. Cognitive decline and aging: the role of concussive and subconcussive impacts. Exercise and Sport Sciences Reviews. 40 (3), 138 (2012).
  14. Greco, T., Ferguson, L., Giza, C., Prins, M. Mechanisms underlying vulnerabilities after repeat mild traumatic brain injuries. Experimental Neurology. 317, 206-213 (2019).
  15. Longhi, L., et al. Temporal window of vulnerability to repetitive experimental concussive brain injury. Neurosurgery. 56 (2), 364-374 (2005).
  16. Snowden, T. M., Hinde, A. K., Reid, H. M., Christie, B. R. Does mild traumatic brain injury increase the risk for dementia? A systematic review and meta-analysis. Journal of Alzheimer's Disease. 78 (2), 757-775 (2020).
  17. Guskiewicz, K. M., et al. Association between recurrent concussion and late-life cognitive impairment in retired professional football players. Neurosurgery. 57 (4), 719-726 (2005).
  18. McCradden, M. D., Cusimano, M. D. Staying true to Rowan's Law: how changing sport culture can realize the goal of the legislation. Canadian Journal of Public Health. 110 (2), 165-168 (2019).
  19. Carson, J. D., et al. Premature return to play and return to learn after a sport-related concussion: physician's chart review. Canadian Family Physician. 60 (6), 310-315 (2014).
  20. McClincy, M. P., Lovell, M. R., Pardini, J., Collins, M. W., Spore, M. K. Recovery from sports concussion in high school and collegiate athletes. Brain Injury. 20 (1), 33-39 (2006).
  21. Covassin, T., Savage, J. L., Bretzin, A. C., Fox, M. E. Sex differences in sport-related concussion long-term outcomes. International Journal of Psychophysiology. 132, 9-13 (2018).
  22. Frommer, L., et al. Sex differences in concussion symptoms of high school athletes. Journal of Athletic Training. 46 (1), 76-84 (2011).
  23. Wright, D., O'Brien, T., Shultz, S. R., Mychasiuk, R. Sex matters: Repetitive mild traumatic brain injury in adolescent rats. Annals of Clinical and Translational Neurology. 4 (9), 640-654 (2017).
  24. Stone, S., Lee, B., Garrison, J. C., Blueitt, D., Creed, K. Sex differences in time to return-to-play progression after sport-related concussion. Sports Health. 9 (1), 41-44 (2017).
  25. Cunningham, J., Broglio, S. P., O'Grady, M., Wilson, F. History of sport-related concussion and long-term clinical cognitive health outcomes in retired athletes: a systematic review. Journal of Athletic Training. 55 (2), 132-158 (2020).
  26. Montenigro, P. H., et al. Cumulative head impact exposure predicts later-life depression, apathy, executive dysfunction, and cognitive impairment in former high school and college football players. Journal of Neurotrauma. 34 (2), 328-340 (2017).
  27. Lee, E. B., et al. Chronic traumatic encephalopathy is a common co-morbidity, but less frequent primary dementia in former soccer and rugby players. Acta Neuropathologica. 138 (3), 389-399 (2019).
  28. Di Virgilio, T. G., et al. Evidence for acute electrophysiological and cognitive changes following routine soccer heading. EBioMedicine. 13, 66-71 (2016).
  29. Cherry, J. D., et al. Microglial neuroinflammation contributes to tau accumulation in chronic traumatic encephalopathy. Acta Neuropathologica Communications. 4 (1), 1-9 (2016).
  30. Smith, D. H., Johnson, V. E., Stewart, W. Chronic neuropathologies of single and repetitive TBI: substrates of dementia. Nature Reviews Neurology. 9 (4), 211 (2013).
  31. Coughlin, J. M., et al. Neuroinflammation and brain atrophy in former NFL players: an in vivo multimodal imaging pilot study. Neurobiology of Disease. 74, 58-65 (2015).
  32. Wu, L., et al. Repetitive mild closed head injury in adolescent mice is associated with impaired proteostasis, neuroinflammation, and tauopathy. Journal of Neuroscience. 42 (12), 2418-2432 (2022).
  33. Shultz, S. R., et al. The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: translational challenges and strategies. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).
  34. Sharp, D. J., Jenkins, P. O. Concussion is confusing us all. Practical Neurology. 15 (3), 172-186 (2015).
  35. Chen, Y., Huang, W., Constantini, S. The differences between blast-induced and sports-related brain injuries. Frontiers in Neurology. 4, 119 (2013).
  36. Collins, M. W., Kontos, A. P., Reynolds, E., Murawski, C. D., Fu, F. H. A comprehensive, targeted approach to the clinical care of athletes following sport-related concussion. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 22 (2), 235-246 (2014).
  37. Hiploylee, C., et al. Longitudinal study of postconcussion syndrome: not everyone recovers. Journal of Neurotrauma. 34 (8), 1511-1523 (2017).
  38. Rabinowitz, A. R., Fisher, A. J. Person-specific methods for characterizing the course and temporal dynamics of concussion symptomatology: a pilot study. Scientific Reports. 10 (1), 1-9 (2020).
  39. Shultz, S. R., et al. Tibial fracture exacerbates traumatic brain injury outcomes and neuroinflammation in a novel mouse model of multitrauma. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 35 (8), 1339-1347 (2015).
  40. McDonald, S. J., Sun, M., Agoston, D. V., Shultz, S. R. The effect of concomitant peripheral injury on traumatic brain injury pathobiology and outcome. Journal of Neuroinflammation. 13 (1), 1-14 (2016).
  41. Statler, K. D., et al. Isoflurane exerts neuroprotective actions at or near the time of severe traumatic brain injury. Brain Research. 1076 (1), 216-224 (2006).
  42. Rowe, R. K., et al. Using anesthetics and analgesics in experimental traumatic brain injury. Lab Animal. 42 (8), 286-291 (2013).
  43. Luh, C., et al. Influence of a brief episode of anesthesia during the induction of experimental brain trauma on secondary brain damage and inflammation. PLoS One. 6 (5), 19948 (2011).
  44. Madry, C., et al. Microglial ramification, surveillance, and interleukin-1β release are regulated by the two-pore domain K+ channel THIK-1. Neuron. 97 (2), 299-312 (2018).
  45. Patel, P. M., Drummond, J. C., Cole, D. J., Goskowicz, R. L. Isoflurane reduces ischemia-induced glutamate release in rats subjected to forebrain ischemia. The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 82 (4), 996-1003 (1995).
  46. Gray, J. J., Bickler, P. E., Fahlman, C. S., Zhan, X., Schuyler, J. A. Isoflurane neuroprotection in hypoxic hippocampal slice cultures involves increases in intracellular Ca2+ and mitogen-activated protein kinases. The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 102 (3), 606-615 (2005).
  47. Flower, O., Hellings, S. Sedation in traumatic brain injury. Emergency Medicine International. 2012, 637171 (2012).
  48. Wagner, M., Ryu, Y. K., Smith, S. C., Mintz, C. D. Effects of anesthetics on brain circuit formation. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 26 (4), 358 (2014).
  49. Leikas, J. V., et al. Brief isoflurane anesthesia regulates striatal AKT-GSK3β signaling and ameliorates motor deficits in a rat model of early-stage Parkinson′ s disease. Journal of Neurochemistry. 142 (3), 456-463 (2017).
  50. Turek, Z., Sykora, R., Matejovic, M., Cerny, V. Anesthesia and the microcirculation. in Seminars in Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. , Sage CA. Los Angeles, CA. 249-258 (2009).
  51. Yang, S., et al. Anesthesia and surgery impair blood-brain barrier and cognitive function in mice. Frontiers in Immunology. 8, 902 (2017).
  52. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  53. Mannix, R., et al. Adolescent mice demonstrate a distinct pattern of injury after repetitive mild traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 34 (2), 495-504 (2017).
  54. Viano, D. C., Hamberger, A., Bolouri, H., Säljö, A. Evaluation of three animal models for concussion and serious brain injury. Annals of Biomedical Engineering. 40 (1), 213-226 (2012).
  55. Mychasiuk, R., Hehar, H., Candy, S., Ma, I., Esser, M. J. The direction of the acceleration and rotational forces associated with mild traumatic brain injury in rodents effect behavioural and molecular outcomes. Journal of Neuroscience Methods. 257, 168-178 (2016).
  56. Christie, B. R., et al. A rapid neurological assessment protocol for repeated mild traumatic brain injury in awake rats. Current Protocols in Neuroscience. 89 (1), 80 (2019).
  57. Buchanan, F. F., Myles, P. S., Leslie, K., Forbes, A., Cicuttini, F. Gender and recovery after general anesthesia combined with neuromuscular blocking drugs. Anesthesia & Analgesia. 102 (1), 291-297 (2006).
  58. Zhang, L., Gurao, M., Yang, K. H., King, A. I. Material characterization and computer model simulation of low density polyurethane foam used in a rodent traumatic brain injury model. Journal of Neuroscience Methods. 198 (1), 93-98 (2011).
  59. Kikinis, Z., et al. Diffusion imaging of mild traumatic brain injury in the impact accelerated rodent model: A pilot study. Brain Injury. 31 (10), 1376-1381 (2017).
  60. Talty, C. -E., Norris, C., VandeVord, P. Defining experimental variability in actuator-driven closed head impact in rats. Annals of Biomedical Engineering. 50 (10), 1187-1202 (2022).
  61. Meconi, A., et al. Repeated mild traumatic brain injury can cause acute neurologic impairment without overt structural damage in juvenile rats. Plos One. 13 (5), (2018).
  62. Zilles, K. The Cortex of the Rat: a Stereotaxic Atlas. , Springer Science & Business Media. (2012).
  63. Fontaine, C. J., et al. Impaired bidirectional synaptic plasticity in juvenile offspring following prenatal ethanol exposure. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 43 (10), 2153-2166 (2019).
  64. Fontaine, C. J., et al. Endocannabinoid receptors contribute significantly to multiple forms of long-term depression in the rat dentate gyrus. Learning & Memory. 27 (9), 380-389 (2020).
  65. Grafe, E. L., Wade, M. M., Hodson, C. E., Thomas, J. D., Christie, B. R. Postnatal choline supplementation rescues deficits in synaptic plasticity following prenatal ethanol exposure. Nutrients. 14 (10), 2004 (2022).
  66. Peñasco, S., et al. Intermittent ethanol exposure during adolescence impairs cannabinoid type 1 receptor-dependent long-term depression and recognition memory in adult mice. Neuropsychopharmacology. 45 (2), 309-318 (2020).
  67. Cole, J. T., et al. Craniotomy: true sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham. Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).
  68. Long, R. P., et al. Repeated isoflurane exposures impair long-term potentiation and increase basal GABAergic activity in the basolateral amygdala. Neural Plasticity. 2016, (2016).
  69. Meehan, W. P., Mannix, R. C., O'Brien, M. J., Collins, M. W. The prevalence of undiagnosed concussions in athletes. Clinical Journal of Sport Medicine. 23 (5), 339 (2013).
  70. Moore, R. D., Lepine, J., Ellemberg, D. The independent influence of concussive and sub-concussive impacts on soccer players' neurophysiological and neuropsychological function. International Journal of Psychophysiology. 112, 22-30 (2017).
  71. Peltonen, K., et al. On-field signs of concussion predict deficits in cognitive functioning: Loss of consciousness, amnesia, and vacant look. Translational Sports Medicine. 3 (6), 565-573 (2020).
  72. Kontos, A. P., Sufrinko, A., Sandel, N., Emami, K., Collins, M. W. Sport-related concussion clinical profiles: clinical characteristics, targeted treatments, and preliminary evidence. Current Sports Medicine Reports. 18 (3), 82-92 (2019).
  73. Eisenberg, M. A., Meehan, W. P., Mannix, R. Duration and course of post-concussive symptoms. Pediatrics. 133 (6), 999-1006 (2014).
  74. Mychasiuk, R., Farran, A., Esser, M. J. Assessment of an experimental rodent model of pediatric mild traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 31 (8), 749-757 (2014).
  75. Malkesman, O., Tucker, L. B., Ozl, J., McCabe, J. T. Traumatic brain injury-modeling neuropsychiatric symptoms in rodents. Frontiers in Neurology. 4, 157 (2013).
  76. Shultz, S. R., MacFabe, D. F., Foley, K. A., Taylor, R., Cain, D. P. A single mild fluid percussion injury induces short-term behavioral and neuropathological changes in the Long-Evans rat: Support for an animal model of concussion. Behavioural Brain Research. 224 (2), 326-335 (2011).
  77. Sorge, R. E., et al. Olfactory exposure to males, including men, causes stress and related analgesia in rodents. Nature Methods. 11 (6), 629-632 (2014).
  78. van Driel, K. S., Talling, J. C. Familiarity increases consistency in animal tests. Behavioural Brain Research. 159 (2), 243-245 (2005).
  79. Mouzon, B. C., et al. Chronic neuropathological and neurobehavioral changes in a repetitive mild traumatic brain injury model. Annals of Neurology. 75 (2), 241-254 (2014).
  80. Mannix, R., et al. Clinical correlates in an experimental model of repetitive mild brain injury. Annals of Neurology. 74 (1), 65-75 (2013).
  81. Bekhbat, M., et al. Chronic adolescent stress sex-specifically alters central and peripheral neuro-immune reactivity in rats. Brain, Behavior, and Immunity. 76, 248-257 (2019).
  82. Pyter, L. M., Kelly, S. D., Harrell, C. S., Neigh, G. N. Sex differences in the effects of adolescent stress on adult brain inflammatory markers in rats. Brain, Behavior, and Immunity. 30, 88-94 (2013).
  83. MacDougall, M. J., Howland, J. G. Acute stress, but not corticosterone, disrupts short-and long-term synaptic plasticity in rat dorsal subiculum via glucocorticoid receptor activation. Cerebral Cortex. 23 (11), 2611-2619 (2013).
  84. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Acute brain slice methods for adult and aging animals: application of targeted patch clamp analysis and optogenetics. Patch-Clamp Methods and Protocols. , Humana Press. New York, NY. 221-242 (2014).
  85. Ting, J. T., Feng, G. Development of transgenic animals for optogenetic manipulation of mammalian nervous system function: progress and prospects for behavioral neuroscience. Behavioural Brain Research. 255, 3-18 (2013).
  86. Tanaka, Y., Tanaka, Y., Furuta, T., Yanagawa, Y., Kaneko, T. The effects of cutting solutions on the viability of GABAergic interneurons in cerebral cortical slices of adult mice. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 118-125 (2008).
  87. Trivino-Paredes, J. S., Nahirney, P. C., Pinar, C., Grandes, P., Christie, B. R. Acute slice preparation for electrophysiology increases spine numbers equivalently in the male and female juvenile hippocampus: a DiI labeling study. Journal of Neurophysiology. 122 (3), 958-969 (2019).
  88. Bowden, J. B., Abraham, W. C., Harris, K. M. Differential effects of strain, circadian cycle, and stimulation pattern on LTP and concurrent LTD in the dentate gyrus of freely moving rats. Hippocampus. 22 (6), 1363-1370 (2012).
  89. Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. Whole-cell patch-clamp recordings in brain slices. Journal of Visualized Experiments. (112), e54024 (2016).
  90. Pham, L., et al. Mild closed-head injury in conscious rats causes transient neurobehavioral and glial disturbances: a novel experimental model of concussion. Journal of Neurotrauma. 36 (14), 2260-2271 (2019).

Tags

Neurovetenskap nummer 191
Bedömning av förändringar i synaptisk plasticitet med hjälp av en vaken sluten huvudskademodell av mild traumatisk hjärnskada
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Christie, B. R., Gross, A.,… More

Christie, B. R., Gross, A., Willoughby, A., Grafe, E., Brand, J., Bosdachin, E., Reid, H. M. O., Acosta, C., Eyolfson, E. Assessing Changes in Synaptic Plasticity Using an Awake Closed-Head Injury Model of Mild Traumatic Brain Injury. J. Vis. Exp. (191), e64592, doi:10.3791/64592 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter