Spectroscopie proche infrarouge au cours d’une hyperémie réactive pour l’évaluation de la fonction vasculaire des membres inférieurs

Les maladies cardiovasculaires (MCV) sont le principal facteur de mortalité mondiale¹. Alors que l’infarctus du myocarde et l’accident vasculaire cérébral sont les manifestations les plus courantes des MCV, les maladies vasculaires des membres inférieurs, telles que la maladie artérielle périphérique (MAP) et la maladie du pied diabétique, contribuent de manière substantielle au fardeau personnel, social et de santé des MCV ^2,3,4. Il est important de noter que ces états pathologiques sont caractérisés par un dysfonctionnement microvasculaire et macrovasculaire⁵ qui contribuent aux symptômes (par exemple, une claudication intermittente), une déficience fonctionnelle, une faible mobilité ainsi qu’un isolement social et une qualité de vie réduite⁶. Historiquement, les techniques d’évaluation vasculaire des membres supérieurs ont été utilisées comme mesure de la fonction vasculaire systémique et du risque cardiovasculaire associé ; Cependant, ces méthodes ne sont potentiellement pas sensibles aux déficiences locales de la fonction vasculaire des membres inférieurs ^7,8. Bien qu’il existe actuellement une gamme de techniques utilisées pour évaluer la fonction vasculaire du membre inférieur, telles que la dilatation médiée par le flux (FMD) et l’échographie avec produit de contraste, chaque méthode présente des inconvénients et des limites, tels que le coût de l’équipement, les compétences de l’opérateur ou la nécessité d’un accès veineux invasif. Pour ces raisons, il est nécessaire de disposer de techniques normalisées et efficaces pour évaluer la fonction vasculaire des membres inférieurs qui peuvent être plus facilement mises en œuvre dans la recherche et les milieux cliniques.

La spectroscopie proche infrarouge à ondes continues (CW-NIRS) est une méthode non invasive, peu coûteuse et portable qui quantifie les changements relatifs de l’oxygénation de l’hémoglobine in vivo. Comme les signaux d’hémoglobine oxygénée et désoxygénée du SRNI proviennent des petits vaisseaux (<1 mm de diamètre), le métabolisme local des muscles squelettiques et la fonction microvasculaire peuvent être évalués⁹. Plus précisément, l’indice de saturation tissulaire (TSI) [TSI = hémoglobine oxygénée / (hémoglobine oxygénée + hémoglobine désoxygénée) x 100], fournit une mesure quantitative de l’oxygénation tissulaire⁹. Lorsqu’elles sont mesurées avant, pendant et après l’occlusion et l’hyperémie réactive, les modifications de l’ITT indiquent une réactivité vasculaire de l’organe cible, par rapport à la ligne de base avant l’occlusion. Il est important de noter que cette méthode est sensible aux altérations de la réactivité microvasculaire musculaire et de la perfusion associées au vieillissement¹⁰, à la progression de la maladie¹¹ et aux interventions cliniques (par exemple, la chirurgie de revascularisation^12,13 ou la réadaptation par l’exercice 14,15,16,17) chez les personnes atteintes ou à risque de dysfonctionnement microvasculaire.

La disponibilité des systèmes NIRS a entraîné une augmentation rapide du nombre d’études de recherche faisant état de la fonction microvasculaire¹⁸. Cependant, les différences dans les protocoles de test de l’hyperémie réactive, l’omission de méthodes NIRS détaillées et reproductibles, ainsi que le manque d’uniformité dans la description, la présentation et l’analyse des paramètres de réponse NIRS rendent les comparaisons entre les essais individuels difficiles. Cela limite la compilation des données pour la méta-analyse et la formulation de recommandations d’évaluation clinique ^9,15.

Par conséquent, dans cet article, nous décrivons les protocoles standardisés de test NIRS et d’occlusion vasculaire de notre laboratoire pour l’évaluation de l’hyperémie réactive des membres inférieurs. En diffusant ces méthodes, nous visons à contribuer à l’amélioration de la normalisation et de la répétabilité des procédures de collecte de données et à l’harmonisation des rapports.

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le comité d’éthique de la recherche humaine de l’Université de la Sunshine Coast. De plus, tous les participants ont donné leur consentement éclairé écrit à participer aux mesures décrites dans le présent protocole. Veuillez noter que le test d’occlusion vasculaire dans le membre inférieur est contre-indiqué chez les personnes qui ont déjà subi une procédure de revascularisation impliquant une greffe vasculaire ou une endoprothèse des artères fémorales ou poplitées. Après avoir préparé l’équipement, le participant est invité à se reposer en position couchée pendant 10 min. À ce stade, la collecte des données NIRS commence, avec une période initiale de 2 minutes, ce qui permet d’atteindre la stabilité des signaux NIRS. Les données de base sont ensuite recueillies pendant 1 min, après quoi un brassard situé au niveau de la cuisse est rapidement gonflé pour obtenir une occlusion artérielle. L’occlusion est maintenue pendant 5 minutes avant que le brassard ne se dégonfle rapidement. La collecte de données se poursuit tout au long de la période d’hyperémie réactive jusqu’à ce que les signaux soient revenus à la valeur initiale. La figure 1 présente un aperçu du protocole d’hyperémie réactive, et les étapes détaillées sont fournies ci-dessous. Les équipements utilisés pour l’étude sont répertoriés dans la table des matériaux.

Figure 1 : Schéma décrivant le protocole et les délais de mesure de l’hyperémie réactive NIRS. NIRS : spectroscopie proche infrarouge. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

1. Préparation de l’équipement

REMARQUE : Divers systèmes de NIRS, de gonflage/occlusion du brassard et de collecte de données peuvent être utilisés pour obtenir les résultats représentatifs décrits ci-dessous. Il est important que les chercheurs consultent leurs propres manuels d’utilisation et qu’ils soient conscients des logiciels, de l’étalonnage, de la lumière ambiante et des considérations propres aux participants ou à la cohorte.

1. Assurez-vous que toutes les mesures sont effectuées dans une pièce calme et à température contrôlée (21-23 °C).
2. Confirmez que tout l’équipement et les matériaux (voir le tableau des matériaux) sont disponibles.
3. Assurez-vous que le périphérique CW-NIRS et l’ordinateur auquel il transmet sont complètement chargés et sous tension.
4. Vérifiez que le dispositif NIRS est couplé à l’ordinateur affichant les données NIRS via Bluetooth et que les paramètres de mesure de l’unité NIRS sont définis en fonction du site d’expérimentation et du plan d’étude (un exemple : définir le facteur de longueur de trajet différentiel (DPF) de la lumière proche infrarouge).
   REMARQUE : La plupart des étapes du protocole NIRS et des paramètres du système sont basés sur une combinaison de recommandations du fabricant, de l’expérience des chercheurs et de l’opinion d’experts/consensus. Sachez que les valeurs générées lors de la mesure dépendent de l’appareil et des sondes utilisés ainsi que des paramètres choisis dans le logiciel de l’appareil. Il existe également un potentiel de grande variabilité interindividuelle dans les signaux collectés. De plus, afin de permettre une meilleure comparaison entre les études, il est important de communiquer les détails de l’instrumentation NIRS (p. ex., la conception de la sonde, les distances de séparation source-détecteur et les longueurs d’onde utilisées), les paramètres du système, la position et l’orientation de la sonde par rapport à la géométrie musculaire et les paramètres d’analyse et le traitement des données lors de la publication des résultats de ces mesures.
5. Entrez les données du participant en fonction des caractéristiques logicielles du dispositif NIRS.
6. Connectez le gonfleur rapide du brassard à l’air et aux sources d’alimentation.

2. Préparation du participant

1. Assurez-vous que le participant a lu la déclaration d’information et le formulaire de consentement du participant et qu’il a donné son consentement à participer à la mesure avant le début.
2. Expliquez au participant à quoi s’attendre pendant la mesure pendant qu’il enlève ses chaussures et ses chaussettes et se tient immobile pour les mesures anthropométriques pertinentes.
3. Prenez une mesure du pli cutané (en trois exemplaires) sur le site de mesure NIRS prévu (par exemple, sur la face médiale au point de circonférence maximale du mollet).
   REMARQUE : Cela permet de confirmer la profondeur de la peau et du tissu adipeux (communément appelée épaisseur du tissu adipeux - ATT) par rapport à la profondeur de pénétration du signal NIRS. Alternativement, l’échographie peut être utilisée pour déterminer l’épaisseur du tissu adipeux. Gardez toujours à l’esprit que la profondeur du signal/mesure NIRS est d’environ la moitié de la distance récepteur-émetteur⁹.
4. Pour maximiser la qualité du signal, vérifiez l’emplacement prévu de la sonde émettrice/réceptrice NIRS pour tout poil susceptible d’absorber la lumière et éliminez les poils en vous rasant si nécessaire.
   REMARQUE : Si la peau est compromise, par exemple, par une cellulite, ou si un œdème est présent, considérez la pertinence de la mesure, car ces problèmes sont liés à une réduction potentielle de la qualité du signal, à la profondeur de pénétration du signal/au tissu à partir duquel la mesure est prise, ainsi qu’à la stérilité de la plaie du participant.
5. Prendre des mesures et/ou marquer la position de l’emplacement prévu de la sonde NIRS par rapport aux repères anatomiques pertinents (par exemple, la surface supérieure du condyle médial) pour permettre un placement précis de la sonde NIRS entre et à l’intérieur des participants (en fonction de la conception de l’étude et de la conception/forme de la sonde), car les réponses d’oxygénation peuvent présenter une grande hétérogénéité entre différents muscles ou même à l’intérieur des régions d’un même muscle.
6. Demandez au participant de s’allonger en position couchée sur un socle ou un lit d’examen. Le participant se repose ensuite pendant 10 min.
7. Placez un brassard autour de la cuisse, à proximité du genou, en veillant à ce que les tubes n’entrent pas en contact avec le mollet ou le dispositif NIRS (Figure 2).
8. Surélevez la jambe (~10 cm) avec le pied et la cheville sur un support en mousse, en laissant le bas de la jambe stable et accessible pour les mesures (Figure 3).
   REMARQUE : S’il est nécessaire d’effectuer le test dans les deux étapes à plusieurs reprises, l’ordre des tests est aléatoire (avant le test initial) et l’ordre des tests est conservé pour les évaluations ultérieures de chaque participant.
9. Allumez le module de gonflage rapide du brassard.
   REMARQUE : Assurez-vous que les réglages de mode et de pression du gonfleur rapide sont conformes aux instructions du fabricant et aux spécifications du protocole d’occlusion vasculaire.
10. Allumez la source d’air du gonfleur du brassard, vérifiez que l’air peut circuler à travers le tuyau et connectez le tuyau au brassard de cuisse.
11. Assurez-vous que le tuyau du gonfleur du ballonnet n’est toujours pas en contact avec le mollet.
12. Fixez solidement la sonde émettrice/réceptrice NIRS sur la peau recouvrant le(s) site(s) de mesure (généralement la face médiale du gastrocnémien ; cependant, d’autres sites tels que le dos du pied et le tibial antérieur sont également utilisés en fonction de l’étude et des spécificités du participant).
    REMARQUE : Certains systèmes NIRS permettent d’effectuer plusieurs mesures de site simultanément.
13. Couvrez la sonde avec du ruban de kinésiologie noir ou quelque chose de similaire, en prenant soin de sceller les bords pour éviter que la lumière ambiante n’affecte la qualité/les valeurs du signal NIRS (Figure 3).
    REMARQUE : Lors de la fixation de la sonde et du revêtement adhésif, assurez-vous d’éliminer le mouvement de la sonde, mais évitez de comprimer la peau/le tissu adipeux/les muscles.

Figure 2 : Exemple de placement du brassard occlusif au niveau de la cuisse. (A) D’en haut. (B) De côté. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Exemple de position de la sonde de spectroscopie dans le proche infrarouge. (A) Sonde fixée à la peau rasée au niveau du gastrocnémien médial. (B) Placement de la sonde pendant la cheville dans un support en mousse pour permettre l’accès et assurer la stabilité. (C) Blindage contre la lumière ambiante en place. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Collecte de données de référence

1. Demandez au participant de rester détendu, de s’abstenir de parler et de garder sa ou ses jambes immobiles pendant toute la durée de la collecte de données.
2. Démarrez l’enregistrement de l’appareil NIRS via l’interface de l’ordinateur.
   REMARQUE : Si la collecte de données hors ligne est activée et préférée, démarrez directement le périphérique NIRS.
3. Prévoyez d’acquérir au moins 2 minutes de données avant de lancer le début de la mesure. Cela permet de s’assurer que les signaux en régime permanent sont obtenus avant l’acquisition des données.
4. Surveillez l’écran de l’ordinateur pour vous assurer de l’intégrité des données, du signal et des valeurs physiologiquement plausibles. Par exemple, les valeurs d’acquisition de données (DAQ) fournissent des informations sur la qualité du signal et la quantité de lumière ambiante détectée par le dispositif NIRS. Ils doivent être maintenus à une plage acceptable tout au long de la mesure.
5. Si, après 2 minutes, aucune fluctuation du signal NIRS n’est notée (par exemple, en raison d’un artefact de mouvement), réglez la référence des données NIRS en appuyant sur le bouton correspondant de l’ordinateur/de l’appareil/de l’unité de synchronisation. Cette base de référence reflète le point de départ comparatif de la mesure. Les changements dans l’hémoglobine oxygénée et désoxygénée seront interprétés par rapport à cette ligne de base.
   REMARQUE : Pendant la collecte de données, insérez des marqueurs d’événements logiciels pour des étapes spécifiques, à savoir le début et la fin de la ligne de base, le début et la fin de l’occlusion du brassard, etc., pour faciliter l’analyse des données.
6. Collectez au moins 1 minute de données de base, en vous assurant à nouveau qu’il n’y a pas de fluctuations ou d’artefacts de mouvement pendant cette période.
   REMARQUE : Les fluctuations des données de référence auront une incidence sur l’interprétation de certaines variables potentielles, comme la réserve hyperémique (voir la section sur les résultats représentatifs).

4. Occlusion vasculaire

1. Réglez la pression du brassard à 200 mmHg sur le gonfleur rapide du brassard avant de passer en mode brassard (ou réglage approprié sur d’autres systèmes).
   REMARQUE : Bien que certains auteurs recommandent l’inflation à 250 mmHg au niveau de la cuisse ^9,19, d’après notre expérience, cela n’est pas bien toléré par certains participants, ce qui conduit à l’arrêt de la mesure. L’inflation à 200 mmHg est suffisante, dans la plupart des groupes de participants, pour obstruer l’afflux artériel au repos tout en étant tolérable et en n’entraînant pas d’ecchymoses sur la peau. Pour s’assurer qu’une occlusion efficace est atteinte à 200 mmHg, notre groupe utilise régulièrement la pléthysmographie à jauge de contrainte en même temps que la NIRS pour confirmer l’absence de flux sanguin en aval pendant la période de gonflage du ballonnet.
2. Informez le participant de ce à quoi il doit s’attendre (inconfort, sensations de picotement, etc.) pendant le processus de gonflage du brassard à 200 mmHg pendant une période de 5 min, suivi d’un dégonflage total du brassard. Rappelez à nouveau au participant de rester détendu, de s’abstenir de parler et de garder sa ou ses jambes immobiles pendant toute la durée de la collecte de données.
   REMARQUE : D’après notre expérience, les 30 à 60 premières secondes de la période d’occlusion sont les moins confortables pour les participants. Lorsque les participants laissent leurs jambes se détendre, ils ont tendance à trouver l’occlusion plus tolérable.
3. Lorsque vous êtes prêt à lancer le gonflage du brassard, marquez la fin de la période de référence dans le logiciel NIRS.
4. Gonflez le brassard de la cuisse à une pression suprasystolique de 200 mmHg, ou alternativement à 220 mmHg dans les rares cas où 200 mmHg se sont avérés inefficaces.
5. Surveillez l’ordinateur ou l’écran pour garantir l’intégrité des données pendant la période d’occlusion.
6. À l’approche de la fin des 5 minutes d’occlusion du ballonnet, préparez le participant en lui rappelant de garder sa jambe aussi immobile que possible et de s’abstenir de parler pendant environ 3 minutes après le dégonflage du ballonnet (pendant que les données des réponses vasculaires à l’hyperémie réactive sont recueillies).
   REMARQUE : Ce rappel au participant de rester immobile est important, car les participants peuvent être tentés de bouger le membre pour soulager/soulager l’inconfort pendant que la circulation est rétablie.

5. Hyperémie réactive

1. Après 5 minutes d’occlusion, dégonflez rapidement et complètement le brassard de la cuisse (à 0 mmHg). Simultanément, marquez la fin de la période occlusive dans le logiciel NIRS. La réponse réactive de l’hyperémie, due à la reprise du flux sanguin et aux facteurs associés, sera visible sur l’écran du logiciel NIRS (Figure 4).
2. Après un minimum de 3 minutes après l’occlusion, ou alternativement, après que les données NIRS sont revenues à la ligne de base, marquez la fin de la période de récupération dans le logiciel NIRS et arrêtez la mesure.
   REMARQUE : La durée de la récupération dépend, en partie, de la recherche ou de la question clinique étudiée et, par conséquent, des paramètres spécifiques de la SNIR choisis pour l’analyse, ainsi que de la possibilité de mesures concomitantes (comme la fièvre aphteuse) qui peuvent nécessiter une durée de récupération plus longue.
3. Lancer l’enregistrement et l’exportation des résultats NIRS pour le traitement et l’analyse des données.

6. Procédures de suivi

1. Retirez le(s) dispositif(s) NIRS et le brassard du participant.
2. Si nécessaire, nettoyez l’appareil NIRS (et le brassard d’occlusion) en suivant les instructions du fabricant et les normes d’hygiène pertinentes.
3. Inspectez l’appareil NIRS pour vous assurer de l’intégrité de l’émetteur/récepteur et des performances de la batterie pour les mesures futures.

Spectroscopie dans le proche infrarouge
Les appareils de spectroscopie proche infrarouge à ondes continues mesurent les changements relatifs de l’hémoglobine oxygénée (O2Hb) et désoxygénée (HHb), qui reflètent l’administration et l’utilisation locales d’O2 via des sources électroluminescentes et des photodétecteurs, à des distances spécifiques. Des longueurs d’onde de lumière comprises entre ~700 nm et 850 nm sont émises, ce qui correspond à l’absorption maximale de O2Hb et HHb. Une fois que la lumière proche infrarouge a pénétré le muscle squelettique, la diffusion et l’absorption de la lumière dépendent de la longueur d’onde. Le muscle squelettique est un tissu hétérogène, de sorte que les coefficients de diffusion et d’absorption, ainsi que la longueur du trajet par lequel la lumière se déplace, ne peuvent pas être quantifiés. Par conséquent, la technologie CW-NIRS utilise la loi de Lambert-Beer modifiée, qui comprend un facteur différentiel de longueur de trajet (DPF), et permet de calculer les concentrations relatives de O2Hb et HHb. En plus de l’O2Hb et du HHb, les mesures dérivées de CW-NIRS comprennent l’hémoglobine totale (THb = O2Hb + HHb), un marqueur du volume sanguin / de l’intensité du signal total et de l’indice de saturation tissulaire (TSI = O2Hb/THb*100). Le TSI est généré par la technologie de spectroscopie à résolution spatiale (SRS), où les photons sont mesurés à plusieurs espacements de la source, améliorant la précision9 et fournissant une mesure quantitative de l’oxygénation des tissus. De plus, en raison des multiples distances source-détecteur, la SRS améliore la contribution des tissus plus profonds, tout en réduisant la contribution des tissus plus superficiels, comme la peau/le tissu adipeux, aux signaux NIRS. Il convient également de noter que la TSI est alternativement appelée saturation régionale en oxygène (rSO2), indice d’oxygénation tissulaire (TOI) ou saturation en oxygène des tissus musculaires (StO2) dans la littérature. Il est donc suggéré qu’à l’avenir, un terme unique soit adopté pour normaliser la nomenclature et réduire la confusion.

Il est en outre recommandé que toutes les traces NIRS recueillies au cours de la recherche soient analysées et signalées9. Il est également important de comprendre que les spectromètres CW ne fournissent pas de concentrations absolues de chromophores dans les tissus interrogés, car la longueur réelle du trajet de la lumière est inconnue. Au lieu de cela, ces appareils fournissent des modifications par rapport à une base de référence prédéterminée. Par conséquent, comme l’ont noté Cornelis et al.15, il est recommandé d’analyser les signaux NIRS comme des changements à partir d’un point temporel d’intérêt. Il est également recommandé que les amplitudes et les pentes des réponses soient au centre du rapport et de l’interprétation, car ces variables sont moins sensibles aux facteurs de confusion tels que l’épaisseur du tissu adipeux ou les rapports signal/bruit.

Signaux NIRS pendant l’occlusion et l’hyperémie réactive
Cet article se concentrera principalement sur la description des réponses aux signaux TSI pendant l’occlusion et l’hyperémie réactive, car cette mesure SRS est moins sujette aux changements dans les contributions du signal cutané et aux erreurs de mesure par rapport aux signaux bruts O2Hb et HHb.

Une sélection des variables TSI NIRS évaluées au cours de l’occlusion et de l’hyperémie réactive est illustrée à la figure 4. Le TSI de base représente le TSI moyen avant le début de l’occlusion vasculaire (gonflage du ballonnet), régulièrement pendant 1 min. Le taux de désaturation lors de l’occlusion est représenté par Slope 1. En raison de l’occlusion artérielle, les réductions de TSI indiquées par la pente 1 peuvent être attribuées à l’utilisation de l’oxygène/au taux métabolique musculaire au repos. Le TSIMIN est la valeur TSI la plus basse obtenue lors de l’occlusion. Le TSIIMAG (différence entre le TSI de base et le TSIMIN) représente l’ampleur de l’ischémie induite par l’occlusion (et le stimulus pour la vasodilatation et l’hyperémie post-occlusion). La pente 2 indique le taux de reperfusion après le relâchement du ballonnet et représente la réponse réactive de l’hyperémie/réactivité microvasculaire. Alternativement, la pente de reperfusion peut être décrite comme une mi-temps. Le TSIMAX est la valeur TSI la plus élevée obtenue après le relâchement du brassard. L’amplitude de la reperfusion est calculée comme la différence entre TSIMAX et TSIMIN, et le temps jusqu’à TSIMAX est calculé comme la différence de temps (s) entre TSIMIN et TSIMAX. L’aire d’hyperémie réactive TSI sous la courbe (AUC) est calculée à partir du retour à la ligne de base après le relâchement du ballonnet pendant 1 min, 2 min ou 3 min. Enfin, la réserve hyperémique, qui représente la variation de la TSI au-dessus de la ligne de base, peut être calculée comme la différence entre la TSIMAX et la STI de référence, exprimée en pourcentage 9,10,12,20.

Figure 4 : Signal de l’indice de saturation tissulaire (TSI) lors d’un test d’occlusion vasculaire NIRS avec des variables TSI d’intérêt pendant l’hyperémie réactive. Le TSI de base représente le TSI moyen avant le début du gonflage du ballonnet. La pente 1 représente le taux de désaturation lors de l’occlusion. Le TSIMIN est la valeur TSI la plus basse obtenue lors de l’occlusion. La TSIIMAG (différence entre la TSI de base et la TSIMIN) représente l’ampleur de l’ischémie induite par l’occlusion. La pente 2 indique le taux de reperfusion après le relâchement du brassard. Le TSIMAX est la valeur TSI la plus élevée obtenue après le relâchement du brassard. L’amplitude de la reperfusion est calculée comme la différence entre TSIMAX et TSIMIN, et le temps jusqu’à TSIMAX est calculé comme la différence de temps (s) entre TSIMIN et TSIMAX. L’aire d’hyperémie réactive sous la courbe (ASC) TSI est calculée à partir du retour à la ligne de base après le relâchement du brassard pendant 1 min, 2 min ou 3 min. La réserve hyperémique, qui représente la variation de la TSI au-dessus de la ligne de base, peut être calculée comme la différence entre la TSIMAX et la STI de base, exprimée en pourcentage. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

En plus des variables TSI, il est également possible d’estimer l’absorption tissulaire d’oxygène (mVO2) pendant l’occlusion de la coiffe artérielle, compte tenu de l’absence de modifications du volume sanguin, en calculant les pentes de variation de HHb et O2Hb au cours de la partie linéaire initiale des réponses de ces paramètres à l’occlusion (Slope 1), en se basant sur l’hypothèse que le taux de disparition de O2L’Hb (et/ou le taux d’apparition de l’HhB) équivaut au taux d’utilisation de l’oxygène par le muscle interrogé.

Utilisation de la NIRS pour évaluer la réactivité microvasculaire dans les populations cliniques
Il est important de noter que les mesures NIRS pendant les tests d’hyperémie réactive peuvent différencier les réponses microvasculaires des participants apparemment en bonne santé de ceux présentant divers degrés de dysfonctionnement. Les différences de réactivité entre un individu apparemment en bonne santé et un individu atteint d’AOMI sont observées à la figure 5. Plus précisément, des taux de reperfusion plus lents, des temps de récupération plus longs, des réponses hyperémiques maximales plus faibles et des différences dans des variables telles que le temps avant l’obtention de l’ATMMAX et del’AUC de l’ATM sont observés chez un participant représentatif atteint d’AOMI, par rapport au témoin sain20. Il convient de noter que les variables NIRS telles que celles décrites dans cet article sont également utilisées lors de tests d’exercice clinique et d’occlusion standardisés pour évaluer les réponses (micro)vasculaires à un traitement spécifique ou à un stimulus d’activité physique ou pour déterminer le résultat d’un entraînement physique régulier chez les populations en bonne santé17 et les populations MCV21. Pour un résumé récent des paramètres de mesure de la NIRS et des résultats d’études utilisant la NIRS dans la maladie vasculaire périphérique des membres inférieurs pendant l’hyperémie réactive et l’exercice, veuillez vous référer à la revue systématique de Joseph et al.18.

Enfin, lors de la conception d’une recherche qui intègre des mesures NIRS telles que celles présentées à la figure 4 et à la figure 5, sachez qu’une grande variabilité interindividuelle des valeurs absolues a été démontrée dans des populations apparemment en bonne santé et cliniques, ce qui rend difficile, par exemple, la définition de valeurs absolues pour le diagnostic de l’AOMI sur la base des données NIRS22.

Figure 5 : Signal de l’indice de saturation tissulaire (TSI) lors d’un test d’hyperémie réactive. Signal de l’indice de saturation tissulaire (TSI) démontrant la capacité de la NIRS à faire la distinction entre la réactivité vasculaire d’un participant masculin apparemment en bonne santé et celle d’un participant masculin atteint d’une maladie artérielle périphérique (indice de pression systolique = 0,5) lors d’un test d’hyperémie réactive. *Début de la base de référence NIRS ; #Début de l’occlusion artérielle ; ^Fin de l’occlusion artérielle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Mesures sous-optimales
Comme décrit dans la section protocole ci-dessus, une fois que les signaux NIRS sont enregistrés, il est important d’inspecter visuellement les traces de données à la recherche d’artefacts de mouvement avant de définir la référence NIRS pour toutes les traces. La figure 6 représente les artefacts de mouvement dans les traces O,2, Hb et THb.

Figure 6 : Exemple d’artefact de mouvement dans le signal NIRS pendant la période de collecte des données pré-base. #Début de la période de pré-base NIRS. THb : Hémoglobine totale. O2Hb : Hémoglobine oxygénée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Le protocole décrit ci-dessus utilise une pression de 200 mmHg pour obstruer le flux artériel dans le membre inférieur. Très occasionnellement, cette pression n’est pas suffisante pour obstruer le flux sanguin, ce qui compromet la réponse hyperémique. Cela peut se produire, par exemple, chez un participant souffrant d’hypertension de grade 3. En plus d’utiliser d’autres technologies, telles que la pléthysmographie à jauge de contrainte, pour confirmer l’arrêt du flux sanguin, il est important d’être attentif à tout écart par rapport aux réponses NIRS prédites après l’occlusion du brassard (par exemple, Figure 7, panneau B : O2Le signal Hb augmente (ne diminue pas en raison de l’hypoxie et de l’utilisation de l’oxygène dans les tissus comme prévu) et THb augmente également (ne reste pas relativement linéaire en raison de la stabilité du volume sanguin). La constatation de ces écarts par rapport aux réponses attendues permet à l’intervention précoce d’arrêter la mesure actuelle / permet d’augmenter la pression d’occlusion jusqu’à ce qu’il soit évident que l’artère a été occluse lors des mesures ultérieures.

Figure 7 : Exemple de traces d’hémoglobine totale (THb) et d’hémoglobine oxygénée (O2Hb). (A) Occlusion artérielle réussie et (B) Occlusion artérielle infructueuse. #Début de l’occlusion artérielle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Les auteurs n’ont pas de divulgations ou d’intérêts concurrents.