Name: Délivrance dagents thérapeutiques à travers intracérébroventriculaire (ICV) et intraveineuse (IV) par injection chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-03T12:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 55 s
Description: Apprenez les techniques d'injection intracérébroventriculaire et intraveineuse chez les souris néonatales. Ces méthodes permettent de délivrer des agents thérapeutiques dans le système nerveux central avec précision.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs tiennent à remercier John Marston pour l&#39;expert de l&#39;élevage et le Dr Marco A. Passini de l&#39;assistance technique dans les premiers stades de ce projet. Ce travail a été financé par la subvention de la National Institutes of Health à CLL (R01NS41584; R01HD054413).

1. Injection intracérébroventriculaire <ol><li> La première étape est la préparation des solutions mères d'injection; ces solutions sont un vecteur viral, l'ADN plasmidique, la drogue, et doit être injecté dans des conditions stériles. </li><li> Mélangez un titre désiré de vecteurs viraux (5-7 au total ul) avec 0,05% p / v bleu trypan dans du PBS pour la visualisation du site d'injection. </li><li> Solution de l'ADN plasmidique (5 au total l uL) contient du D-(+)-glucose à 20% (p / v) (1 pl), le bleu trypan (0,05%) PBS (1 pl), un plasmide (~ 5 ~ g / ~ L ) (2 ~ L), et 2,5 kDa linéaires PEI homopolymère (150 mm) (1 ~ L). </li><li> Immobiliser le PND 2 nouveau-nés par l'intermédiaire cryo-anesthésie pendant 1-2 minutes. </li><li> L'aiguille utilisée pour cette injection est un micro-litre micropipette calibrée en verre stérilisé qui est attachée à une seringue de 3 ml 3 ml de Hamilton grâce à un long tube. </li><li> Pause de la pointe de l'aiguille (avec une spatule) pour ajuster la pénétration de 2 mm dans le crâne. Placez l'aiguille en diagonale dans le microtube contenant la solution injectable. Chargez la solution injectable dans l'aiguille en tirant délicatement sur le piston de la seringue. </li><li> Après l'absorption de la solution, dissocier la seringue dans le tube, puis tirer le piston plus loin et puis l'attacher à l'aiguille de nouveau. </li><li> Tenez l'aiguille dans la main droite entre le pouce et l'index et le lieu de la seringue entre le majeur et l'annulaire avec le plongeur de toucher la paume de la main droite. </li><li> Saisir la souris immobilisé fermement par la peau derrière la tête avec la main gauche et placer sur une lumière à fibre optique pour éclairer les structures anatomiques pertinents qui peuvent être utilisées comme guide. </li><li> Insérez l'aiguille de 2 mm de profondeur, perpendiculairement à la surface du crâne, à un emplacement d'environ 0,25 mm latéralement à la suture sagittale et 0.50 à 0.75 mm rostrale à la suture néonatale coronaire (figure 1A). Ensuite, poussez le piston à l'aide de la paume de la la main droite très lentement et prudemment. Moniteur pour les bateaux de rupture ou une enflure du visage. </li><li> Retirez les aiguille 15 secondes après l'arrêt du mouvement du piston pour empêcher le retour. </li><li> Pour récupérer, garder la souris pendant 5-10 minutes dans un récipient chauffé jusqu'à ce mouvement et la réactivité générale est restaurée. </li></ol> 2. L'injection intraveineuse via la veine temporale / du visage <ol><li> La solution à injecter doit être préparée et complétée par des colorants alimentaires, filtrée vert à dilution 1:100 et injecté dans des conditions stériles. </li><li> Joindre un petit plastique Luer à l'extrémité d'une seringue en verre 100 uL de Hamilton. Pour l'Luer, joignez une jauge de 33 pouces 0,25 aiguille hypodermique. S'assurer que toutes les pièces sont correctement connectés. </li><li> Charger la seringue avec le volume à injecter, assurant qu'il n'y a pas d'air dans la seringue d'injection d'air dans le récipient est létale. Il est souvent utile de pipette le volume à injecter jusqu'à un morceau de parafilm. Cela permet la visualisation claire de l'absorption de la solution dans la seringue. </li><li> Un Transilluminateur Sight Wee est utilisée pour visualiser facilement la veine temporale superficielle, ou veine faciale, dans le nouveau-né (figure 2A). Avant l'injection, sécuriser le nouveau-né à l'aide de ruban transilluminateur chirurgicale. Gaze doit être placé entre le nouveau-né et le ruban adhésif pour éviter d'endommager le ruban de la peau de l'animal. Fixez l'animal à l'transilluminateur de son côté, veillant à ce que la bande ne pas empêcher la respiration. Le cou du nouveau-né doit être doucement tournées de telle sorte que la veine faciale est facilement visible et le nez doivent être scellés pour stabiliser la tête. </li><li> En utilisant une loupe bandeau 2.25x pour permettre une visualisation plus facile, lentement insérer l'aiguille dans la veine. La veine est très superficielle si l'aiguille doit rester visible sous la peau. </li><li> Lentement infuser le volume de la solution dans la veine. Le colorant vert permet une visualisation facile de l'injection. </li><li> Attendez 15 secondes avant de retirer l'aiguille car il ya un décalage entre totalement enfoncer le piston de la seringue et l'expulsion de la solution restante due à l'alésage aiguille extrêmement étroites. </li><li> Après avoir retiré l'aiguille, l'utilisation de gaze pour appliquer une pression au site d'injection jusqu'à ce que le saignement cesse. </li><li> Surveiller le nouveau-né pour des signes de détresse. Après une injection correcte, pas de détresse manifeste doit être observé. Le nouveau-né doit être donné à environ 5 minutes pour récupérer avant qu'il ne soit retourné à la cage. </li><li> Rincer l'unité d'aiguille / seringue avec du PBS dans entre les injections de sang dans l'aiguille rapidement obstruer due à petit alésage. </li></ol> 3. Les résultats représentatifs: ICV injection: Le cerveau peut être récoltée à des moments différents post-injection et visualisées à démontrer la technique d'injection réussie. Si le colorant n'est pas ajouté à la solution injectable, il sera difficile de vérifier l'exactitude de l'enprojection. Injection appropriée d'un des ventricules permettra la distribution du bleu trypan sur le côté injecté du cerveau environ 10-15 minutes après l'injection (figure 1B). Une distribution uniforme de bleu trypan dans les deux hémisphères droit et gauche cérébrale et bulbes olfactifs seront visibles environ 60 minutes après l'injection (figure 1C). Cela est dû à la connectivité des ventricules cérébraux qui va permettre la diffusion du colorant bleu pour le ventricule adjacent. Injections précises peuvent également être visualisés par la dispersion du colorant bleu dans le canal rachidien rostral centrale d'environ un délai de 12 heures après l'injection (figure 1D). Injections inexactes peuvent être distingués par le manque de couleur bleue dans les hémisphères cérébraux. Dans ce cas, la profondeur de l'aiguille n'était pas suffisante et la solution injectable a probablement distribués sous la peau. Une autre possibilité est que l'aiguille pénètre trop profondément dans le cerveau, ce qui passe au-delà du ventricule et la solution est vidé sous les ventricules cérébraux. Injection IV: Précis et efficace injection dans la veine temporale / du visage peuvent être visualisées immédiatement après l'injection. Comme la solution est injectée, le colorant vert permet la visualisation de la solution de saisie et qui coule à travers la veine faciale (figure 2A). De plus, la couleur de peau altérée de la souris seront observées après l'injection. Normales du nouveau-né de couleur rose est converti en vert, en raison de la présence de colorant alimentaire vert dans la solution injectable (figure 2B). La mesure du changement de couleur verte observée dans le nouveau-né dépend de la concentration de colorant utilisé. Pour la visualisation simple de l'injection et pendant une période de pratique, une dilution de 1:50 est recommandée. Cependant, la tonicité de la peau considérablement modifié se traduit souvent par le chiot d'être rejeté par la mère et donc, la suppression de la teinture ou une concentration significativement réduit doit être considérée lors des procédures expérimentales. Une injection inexact entraînera l'accumulation de colorant vert sous la peau au site d'injection. D'injection incomplète, ce qui se produit lorsque l'ouverture de l'aiguille n'est pas complètement insérée dans la veine, est vu quand une solution flux dans la veine et quelques s'accumule sous la peau. Si ce n'est observée, l'aiguille doit être introduite plus loin dans le navire. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Démonstration d'injections ICV réussi à PDN2 souris. Un Schéma) des sites d'injection utilisés dans les injections ICV dans les ventricules. B) du cerveau de l'ICV injecté Pup au bleu trypan dans du PBS sur le ventricule gauche, photo prise 15 minutes après l'injection. C ) du cerveau de l'ICV injecté Pup au bleu trypan dans du PBS sur le ventricule gauche, photo prise 60 minutes après l'injection. D) Rostral centrale du canal rachidien est montré dans ICV injecté chiot avec du bleu trypan dans du PBS sur le ventricule gauche, photo prise 12 heures après l'injection. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Démonstration d'injections IV réussi à PDN2 souris. Un Schéma) de veine faciale utilisés pour injections IV. B) Pup IV injectés avec un colorant vert dans PBS par rapport aux non-injecté congénères, Photo prise injection immédiatement après.

<ol><li>Blanchette, M., Fortin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+disruption+in+the+treatment+of+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier disruption in the treatment of brain tumors.</a> Methods Mol. Biol. 686, 447-463 (2011).</li>
<li>Foust, K. D., Kaspar, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Over+the+barrier+and+through+the+blood%3A+to+CNS+delivery+we+go%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Cycle%22%5BJournal%5D)">Over the barrier and through the blood: to CNS delivery we go.</a> Cell Cycle. 24, 4017-4018 (2009).</li>
<li>Snyder, E. Y., Taylor, R. M., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+progenitor+cell+engraftment+corrects+lysosomal+storage+throughout+the+MPS+VII+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Neural progenitor cell engraftment corrects lysosomal storage throughout the MPS VII mouse brain.</a> Nature. 374, 367-370 (1995).</li>
<li>Passini, M. A., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Widespread+gene+delivery+and+structure-specific+patterns+of+expression+in+the+brain+after+intraventricular+injections+of+neonatal+mice+with+an+adeno-associated+virus+vector%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector.</a> J. Virol. 24, 12382-12392 (2001).</li>
<li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+neonatal+intravascular+injections%3A+modeling+newborn+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Assoc.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> J. Am. Assoc. Lab. Anim. Sci. 46, 50-54 (2007).</li>
<li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Lab. Anim. Sci. 49, 328-330 (1999).</li>
<li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat. Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li>
<li>Foust, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nat. Biotechnol. 27, 59-65 (2009).</li>
<li>Passini, M. A., Watson, D. J., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+delivery+to+the+mouse+brain+with+adeno-associated+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Gene delivery to the mouse brain with adeno-associated virus.</a> Methods Mol. Biol. 246, 225-236 (2004).</li>
<li>Coady, T. H., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trans-splicing-mediated+improvement+in+a+severe+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Trans-splicing-mediated improvement in a severe mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 30, 126-130 (2010).</li>
<li>Baughan, T. D., Dickson, A., Osman, E. Y., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+bifunctional+RNAs+that+target+an+intronic+repressor+and+increase+SMN+levels+in+an+animal+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Mol.+Genet%22%5BJournal%5D)">Delivery of bifunctional RNAs that target an intronic repressor and increase SMN levels in an animal model of spinal muscular atrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 1600-1611 (2009).</li>
<li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li>
<li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene.+Ther%22%5BJournal%5D)">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 Forthcoming.</li>
<li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+a+read-through+inducing+compound%2C+TC007%2C+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Mol.+Genet%22%5BJournal%5D)">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li>
<li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li>
<li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li>
<li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene.+Ther%22%5BJournal%5D)">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Les recherches utilisant des modèles murins de la maladie nécessite souvent l&#39;administration de drogues ou autres substances aux nouveau-nés. Dans cette vidéo, nous démontrons l&#39;étape par étape des procédures impliquant deux types de stratégies d&#39;injection qui peut être utilisé pour cibler le système nerveux central: 1) l&#39;injection directe dans le SNC en utilisant intracérébroventriculaire (ICV) d&#39;injection, ou 2) par injection IV ciblant temporel / veine faciale. Le calendrier de ces injections est ...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commentaires (optionnel) </th></tr><tr><td> Colorant alimentaire vert </td><td> McCormick </td><td> n / a </td><td> Doit être filtrée </td></tr><tr><td> Hamilton verre seringue (100 pi) </td><td> Sigma Aldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> Discussion LuerMxF White Style Nylon </td><td> Petites pièces, Inc </td><td> VPLF-LC78-1-25 </td><td></td></tr><tr><td> Beaux aiguilles hypodermiques de calibre </td><td> Popper </td><td> 7111 </td><td> Taille: 33 (GTS) x ¼ &quot;(6,35 mm) </td></tr><tr><td> Transilluminateur Sight Wee </td><td> Respironics </td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2.25x Bandeau Loupe </td><td> MagEyes </td><td> Modèle n ° 5 </td><td> Sélectionnez un grossissement d&#39;ajustement des préférences individuelles </td></tr></tbody></table>

délivrance d&#39;agents thérapeutiques à travers intracérébroventriculaire (icv) et intraveineuse (iv) par injection chez la souris

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Malgré le rôle protecteur que barrière hémato-encéphalique joue dans le blindage du cerveau, il limite l&#39;accès au système nerveux central (SNC) qui résulte le plus souvent par un échec des thérapeutiques potentiels conçu pour 1,2 des troubles neurodégénératifs. Les maladies neurodégénératives comme l&#39;atrophie musculaire spinale (SMA), dans lequel les neurones moteurs inférieurs sont touchés, peuvent grandement bénéficier de l&#39;introduction des agents thérapeutiques dans le SNC. Le but de cette vidéo est de démontrer deux paradigmes d&#39;injection différents pour livrer le matériel thérapeutiques dans des souris néonatales tôt après la naissance. Une de ces méthodes consiste à injecter directement dans cérébrale ventricules latéraux (intracérébroventriculaire) qui se traduit par la livraison des matériaux dans le SNC à travers le liquide céphalo-rachidien 3,4. La deuxième méthode est une injection dans la veine temporale (intraveineuse) qui peuvent introduire des produits thérapeutiques différentes dans le système circulatoire, conduisant à une administration systémique, y compris les 5 SNC. Transduction généralisée du SNC est réalisable si un vecteur approprié virale et le sérotype viral est utilisé. Visualisation et utilisation de la veine temporale pour injection est faisable à jour postnatal 6. Toutefois, si le matériel livré est destiné à atteindre le SNC, ces injections devraient avoir lieu pendant que la barrière hémato-encéphalique est plus perméable à cause de son statut immatures, de préférence avant le jour après la naissance 2. La barrière hémato pleinement développé du cerveau limite grandement l&#39;efficacité de l&#39;administration par voie intraveineuse. Les deux systèmes de livraison sont simples et efficaces une fois que les aptitudes chirurgicale est réalisée. Ils ne nécessitent pas de dispositifs de grande chirurgie et peut être réalisée par une seule personne. Toutefois, ces techniques ne sont pas sans défis. La petite taille du postnatale jour 2 chiots et les domaines ultérieurs petite cible peut faire les injections difficiles à réaliser et d&#39;abord difficile à reproduire.

Cet article illustre deux méthodes très différentes d&#39;injection: 1) dans le cerveau (intracérébroventriculaire) et 2) systémique (intraveineuse) d&#39;introduire des agents thérapeutiques dans le système nerveux central de souris néonatales.

Délivrance d&#39;agents thérapeutiques à travers intracérébroventriculaire (ICV) et intraveineuse (IV) par injection chez la souris

Malgré le rôle protecteur de la barrière hémato-encéphalique dans la protection du cerveau, celle-ci limite l'accès au système nerveux central (SNC), ce qui, pour la plupart...

Dans cette vidéo, les méthodes d'injection intra-ventriculaire cérébrale et intraveineuse seront démontrées chez des souriceaux néonatals. Pour l'injection intra-ventriculaire cérébrale, la souris anesthésiée est d'abord placée au-dessus d'une source lumineuse à fibre optique afin d'éclairer les sinus sagittal et transverse. L'inoculum est ensuite injecté avec précaution au niveau d'un point latéral par rapport à la suture sagittale et rostral par rapport à la suture coronale.Si elle est effectuée correctement, l'inoculation sera d'abord distribuée dans le ventricule injecté et atteindra éventuellement l'autre ventricule pour l'injection intraveineuse. La souris est fixée sur un transilluminateur de manière à exposer la veine faciale. L'inoculum est ensuite injecté lentement directement dans la veine et se répartit systémiquement.Les implications de ces techniques s'étendent à la thérapie de nombreuses maladies et affections, car elles permettent un positionnement optimal des agents thérapeutiques. La technique ICV offre un moyen de franchir la barrière hémato-encéphalique, tandis que la technique IV permet une administration thérapeutique systémique. Préparez d'abord la solution d'injection dans un tube de microcentrifugeuse.Dans cet exemple, les inoculums contiennent du bleu de tripan pour une meilleure visualisation du site d'injection. Pour injecter les souris, utilisez une aiguille en verre stérilisée et calibrée fixée à une série de tubes en plastique dont le diamètre augmente progressivement et qui se termine par une seringue en plastique de trois millilitres. À l’aide de pinces à extrémité plate, cassez l’extrémité de l’aiguille en verre de manière à ce qu’elle mesure trois millimètres de long.Ceci permettra une pénétration d'au moins deux millimètres dans le cerveau. Charger soigneusement la solution à injecter dans l'aiguille en micropipette en verre en la plaçant en diagonale dans le tube de microcentrifugeuse et en tirant sur le piston de la seringue. Cesser de tirer sur le piston dès que le chargement de l'aiguille est terminé.Pour éviter de contaminer le tube, retirez la seringue du système de tubulure fixé au micropipet en verre. Sortez complètement le piston et réinsérez fermement l'aiguille. Tenez l'aiguille en verre du micropipet entre le pouce et l'index.Placez la seringue entre les doigts annulaire et auriculaire, le piston touchant la paume de la main d'injection, puis anesthésiez par congélation la souris âgée de deux jours. Saisissez ensuite fermement la souris anesthésiée par congélation par la peau à la base de la tête, et placez-la sur une source lumineuse à fibre optique afin d'illuminer les sinus sagittal supérieur et transverse. Le site d'injection se situe à environ un quart de millimètre latéralement de chaque côté de la confluence de ces sinus, en tenant la seringue perpendiculaire à la surface du crâne.Insérez l'aiguille en la pénétrant sur une profondeur de deux millimètres. À l'aide de la paume de la main qui effectue l'injection, abaissez lentement le piston pour injecter la solution. Attendez 15 secondes avant de retirer l'aiguille afin d'éviter tout reflux, et surveillez la souris pour détecter un gonflement crânien ou des signes de rupture des vaisseaux.Une fois la souris injectée, placez-la dans un récipient préchauffé pendant cinq à dix minutes afin de lui permettre de se remettre. Comparez la souris injectée à une souris non injectée. Dix à quinze minutes après l'injection intracérébroventriculaire d'inoculum contenant du bleu de tripan.Le liquide devrait être distribué dans le côté du cerveau injecté après 60 minutes en raison de la connectivité des ventricules cérébraux ; une distribution uniforme du bleu de tripan dans les deux hémisphères cérébraux et les bulbes olfactifs devrait être visible. Enfin, après 12 heures, l'inoculum sera visible dans le canal rachidien central rostral. Préparez la solution d'injection et ajoutez du colorant alimentaire vert à une dilution de un à cent.Pour visualiser l'injection, fixez un petit leurre en plastique à l'extrémité d'une seringue en verre Hamilton de 100 microlitres. Équipez la seringue d'une aiguille hypodermique de calibre 33 et de 0,25 pouce, et assurez-vous que toutes les pièces sont solidement connectées. Chargez la seringue avec le volume à injecter.Veillez à éliminer toutes les bulles d'air de l'inoculum, car l'injection d'air par voie intraveineuse est létale. Utilisez du ruban chirurgical et de la gaze pour fixer le nouveau-né sur le transilluminateur. Commencez par fixer l'avant-bras et le corps sur le transilluminateur, puis fixez la tête de manière à rendre la veine faciale visible.Veillez à ce que le ruban adhésif soit suffisamment lâche pour que l'animal puisse toujours respirer. À l'aide d'une loupe de tête 2,25 x pour une meilleure visualisation, insérez lentement l'aiguille dans la veine. Étant donné que la veine est superficielle, l'aiguille restera visible sous la peau.Injecter lentement l'inoculum dans la veine. Attendre 15 secondes avant de retirer l'aiguille afin de permettre l'expulsion complète du liquide. Une fois l'aiguille retirée, appliquer une compresse de gaze sur le site d'injection jusqu'à l'arrêt du saignement.Replacer le nouveau-né dans un endroit chaud et lui laisser cinq minutes pour qu’il se remette. Le surveiller pour détecter des signes de détresse. Si l’injection a été effectuée correctement, l’animal ne devrait pas présenter de signes d’inconfort.Une fois que la souris s'est remise, remettez-la dans sa cage. Si l'injection intraveineuse a été effectuée correctement, le nouveau-né deviendra vert. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment administrer des injections ICV et IV chez les souriceaux.Ces techniques peuvent être utilisées comme moyen d'injecter l'agent thérapeutique de votre choix.

delivery-therapeutic-agents-through-intracerebroventricular-icv

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Cette vidéo montre l’injection intra-ventriculaire médiée par l’ommaya dans un modèle murin. La méthode permet l’administration localisée de candidats médicaments potentiels et échappe à la barrière hémato-encéphalique.

Injection intra-ventriculaire chez la souris : une méthode d’administration directe de médicaments médiée par Ommaya pour administrer des médicaments aux ventricules cérébraux du cerveau de souris

Dans cette vidéo, nous décrivons une méthode d’implantation d’un cathéter dans la veine jugulaire d’un modèle murin à travers lequel des agents expérimentaux tels que des médicaments et des colorants traceurs peuvent être administrés par voie intraveineuse in vivo. Une telle disposition, lorsqu’elle est connectée à d’autres systèmes, peut également être utilisée pour la surveillance de l’hémodynamique et des prélèvements sanguins.

Injection intraveineuse d’agents expérimentaux par cathéter : une technique d’administration d’agents expérimentaux par voie intraveineuse à travers la veine jugulaire dans un modèle murin

Source : Li, D., et al. Injection intrathécale directe de virus adéno-associés recombinants chez des souris adultes. J. Vis. Exp. (2019)Cette vidéo montre la procédure d’injection intrathécale de virus adéno-associés (AAV) dans le liquide céphalo-rachidien (LCR) d’une souris éveillée, couvrant la préparation de la seringue, l’alignement de la colonne vertébrale et l’insertion précise de l’aiguille. Cette méthode valide l’administration ciblée de gènes, soutenant ainsi son potentiel pour les...

Administration intrathécale de virus dans un modèle murin pour le traitement de maladies du système nerveux central

Les modèles animaux de la maladie pédiatrique peuvent éprouver précoce et la progression de la maladie agressive. Cliniquement l'administration du traitement pertinent de jeunes modèles de souris peut être techniquement difficile. Ce protocole décrit une méthode d'injection intraveineuse non-invasive pour les souris nouveau-nés dans les deux premiers jours après la naissance de la vie.

Les injections intraveineuses de souriceaux nouveau-nés

Ici, nous décrivons une méthode simple d’injection intraventriculaire et intravasculaire de particules virales ou de microbilles fluorescentes dans le cerveau de souris néonatale. Le modèle de localisation du virus et des nanoparticules a pu être détecté par évaluation microscopique ou par hybridation in situ.

Intracérébroventriculaire et intravasculaire Injection de particules virales et fluorescentes microbilles dans le cerveau néonatal

Une méthode pour fournir des cellules souches neurales, adaptable pour injecter des solutions ou des suspensions, par l’artère carotide commune (souris) ou l’artère carotide externe (rat) après un AVC ischémique est rapporté. Les cellules injectées sont réparties largement dans tout le parenchyme cérébral et peuvent être détectées jusqu’à 30 d après l’accouchement.

Livraison intra-artérielle de cellules souches neuronales au cerveau du rat et de la souris : application à l’ischémie cérébrale

Ici, une approche simple et rapide pour effectuer des injections intra-ventriculaires chez la souris en utilisant une approche à main levée (c’est-à-dire sans dispositif stéréotaxique) est décrite.

Injections intracérébrales intra-ventriculaires à main levée chez la souris

Le présent protocole décrit les instructions étape par étape pour effectuer des injections intrathécales chez les souris néonatales pour l’édition de gènes et l’administration de médicaments.

Injection intrathécale de souris nouveau-née pour l’édition du génome et l’administration de médicaments

La réparation de l’artère intracarotide dans un modèle murin après injection ramène le flux sanguin vers l’artère sans affecter négativement la distribution du matériau injecté. La réparation du site d’injection facilite les injections ultérieures par la même artère et prévient l’ischémie cérébrale chez les souches de souris qui n’ont pas un cercle complet de Willis.

Facilitation des injections intracarotidiennes répétées dans des modèles murins par une nouvelle technique de réparation du site d’injection

Une injection intrathécale lombaire représente une voie d’administration pertinente sur le plan translationnel pour l’administration de la thérapie génique au système nerveux central. Ce protocole standardisé complet pour les injections intrathécales lombaires chez les souris et les rats néonatals, juvéniles et adultes vise à guider les chercheurs dans l’adoption de cette technique pour les études précliniques de thérapie génique.

Injection intrathécale lombaire de vecteurs de thérapie génique pour le ciblage du système nerveux central chez la souris et le rat

Apprenez les techniques d'injection intracérébroventriculaire et intraveineuse chez les souris néonatales. Ces méthodes permettent de délivrer des agents thérapeutiques dans le système nerveux central avec précision.

Délivrance d'agents thérapeutiques à travers intracérébroventriculaire (ICV) et intraveineuse (IV) par injection chez la souris

Explorer plus de vidéos