Name: Microélectrodes guidée implantation délectrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 52 s
Description: Apprenez l'implantation guidée par microenregistrement d'électrodes dans le noyau sous-thalamique du rat pour une stimulation cérébrale profonde à long terme. Cette méthode améliore la précision du placement électrodes.

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Nous tenons à remercier M. Wabbel pour la préparation des fils et M. Tietsch pour la construction des prises et des cages selon nos plans. Ce travail a été soutenu par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (Sonderforschungsbereich 688). Felix Fluri est titulaire d’une bourse de l’Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), University Clinics Würzburg, Allemagne.

Les expérimentations animales ont été approuvés par l&#39;Université de Würzburg et les autorités de l&#39;Etat de droit (Basse-Franconie, numéro d&#39;agrément: 54-2531.01-102 / 13) et réalisée selon les recommandations pour la recherche dans l&#39;AVC études expérimentales 17 et le courant de recherche animale: la déclaration des En Vivo Directives Experiments (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines). 1. Anesthésie <ol><li> Vérifiez le système anesthésique pour assurer des quantités suffisantes de gaz d&#39;alimentation (oxygène) et de l&#39;isoflurane pendant la durée de la procédure. Branchez la coiffe avec la barre d&#39;incisive de l&#39;instrument stéréotaxique et de mettre la barre incisive sur -3.3 mm. </li><li> Ouvrez le gaz d&#39;alimentation (2 L / min). Placez le rat dans une boîte et sceller le dessus. Allumez le vaporisateur isoflurane à 3,5%. </li><li> Lorsque le rat est couché, changer le système de sorte que le flux de gaz d&#39;anesthésie à la coiffe qui est fixé à la barre de l&#39;incisive. </li><li> Retirez le rat de la chambre de boîte et raser la zone entre les oreilles et les yeux; l&#39;aide d&#39;un coton-tige imbibé d&#39;Jodosept PVP, nettoyer la zone rasée pour enlever toute cheveux dénoués. </li><li> Placez le rat dans la coiffe (Figure 1) et continuer l&#39;anesthésie avec de l&#39;isoflurane 2,5% en O 2 (1 L / min). Vérifier le niveau de l&#39;anesthésie en pinçant la zone interdigitale. Si le rat est anesthésié convenablement, les réflexes de défense sont supprimés (par exemple, le retrait du pied). </li><li> Surveiller la respiration et la réponse à la stimulation durant la procédure et ajuster le vaporisateur au besoin. </li><li> Appliquer vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse tandis que sous anesthésie. Surveiller et maintenir la température corporelle à 37 ° C ± 0,5 ° C par un système de chauffage asservi. </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Gardez le champ opératoire stérile durant toute la chirurgie. Une fois entre les mains surgeon&#39;s sont stériles et le champ opératoire est stérile, déplacer uniquement savouet rappelez-vous lly à ne pas casser la stérilité. Cela comprend aussi avoir un champ stérile (c.-à-rideaux imperméables stériles) sur lequel on peut déposer les instruments. </li><li> Injecter voie sous-cutanée 0,2 ml de mépivacaïne dans le centre de la zone rasée. Mépivacaïne est un anesthésique local qui a une durée d&#39;action allant jusqu&#39;à 3 heures. Il sera en outre anesthésier la zone chirurgicale. </li><li> En utilisant un scalpel, faire une incision médiane de départ entre les oreilles et se prolongeant en direction de 2 cm. Assurez-vous que le périoste (membrane brillante sous la peau) est également incisée. Exposer le crâne avec quatre pinces (figure 2). </li><li> En utilisant un coton-tige, retirez délicatement le périoste jusqu&#39;à ce que les sutures frontal et sagittal sont exposés; par la suite, étancher le sang avec de la laine de coton. </li><li> Déterminer les coordonnées du bregma aide d&#39;une aiguille fixée à un support de sonde, puis marquer de la pointe de l&#39;aiguille avec un stylo-feutre noir. Utilisation de l&#39;antérieur / postérieure (AP), la ligne médiane / latérale(ML) et dorsoventraux vis (DV) d&#39;entraînement, positionner la pointe de l&#39;aiguille directement sur le bregma. </li><li> Prenez l&#39;AP et ML lectures d&#39;échelle à coulisse: soustraire 3,6 mm de la lecture AP et 2,5 mm de la lecture ML pour l&#39;implantation d&#39;électrodes dans le droit STN, ou ajouter 2,5 mm pour l&#39;implantation d&#39;électrodes dans le STN gauche. Cette position sera marquée par le colorant de feutre après l&#39;abaissement de la pointe de l&#39;aiguille à la surface du crâne. </li><li> Fixer la fraise de dentiste sur la grande porte de la sonde de l&#39;instrument stéréotaxique. Déplacez le forage dentaire à la surface calculée - dire, le point marqué sur le crâne. En regardant à travers le microscope, percer un trou (diamètre d&#39;environ 1 mm) à travers le crâne jusqu&#39;à ce que la dure-mère est visible (le crâne est d&#39;environ 1 mm d&#39;épaisseur). Rétracter la dure-mère en utilisant une pince micro-dissection ou une aiguille stérile. La dure-mère est assez difficile à détruire la pointe de l&#39;électrode. </li><li> Percez un trou avec la perceuse dentaire dans chaque écaille frontale, et dans l&#39;interparietal squames opposée à l&#39;orifice de l&#39;électrode. Débranchez le support de sonde de l&#39;instrument stéréotaxique. Ne pas percer sur une suture du crâne comme vaisseaux veineux suivent les sutures sous le crâne. </li><li> Visser une vis à os dans chacun des cinq trous. Évitez enfilant les vis trop profond. Pour les vis en acier inoxydable (M1.6), 2-3 tours de la vis tiendra adéquatement la vis sans mettre la pression sur le cerveau. Le nombre de spires dépendra du pas de la vis. Fixer le support de sonde avec l&#39;électrode dans le micromanipulateur (Figure 3). </li><li> En utilisant les vis d&#39;entraînement AP, ML et DV, déplacer le support de la sonde avec l&#39;électrode jusqu&#39;à ce que la pointe est presque toucher le bregma. Notez les AP, ML et DV lectures d&#39;échelle de vernier au bregma. Lorsque les lectures sont faites, soulever l&#39;électrode de quelques millimètres pour empêcher l&#39;électrode de grattage du crâne au cours du mouvement. Pour déterminer les coordonnées de la position où l&#39;électrode doit être inséré dansau trou, ajouter 3,6 mm à la lecture AP et ajouter (ou soustraire) de 2,5 mm à la lecture ML. </li><li> Utilisation de l&#39;AP et entraînement ML vis, déplacer l&#39;électrode à la position calculée. À ce stade, la pointe de l&#39;électrode doit être situé directement sur le trou de l&#39;électrode foré. Puis, en regardant à travers le microscope, abaisser l&#39;électrode au niveau de la dure-mère (figure 4). Ce niveau sert de niveau zéro dans la direction DV. Ensuite, insérer délicatement la pointe de l&#39;électrode dans le cerveau en regardant à travers le microscope. </li><li> Raccorder la broche d&#39;électrode au connecteur du système d&#39;enregistrement. Mettez une cage de Faraday (ou le remplacer par une feuille d&#39;aluminium) sur le rat dans l&#39;instrument stéréotaxique (Figure 5). Rez de l&#39;instrument stéréotaxique avec le contrepoids de la salle qui est travaillé dans. </li><li> Démarrer le système d&#39;enregistrement. Si possible, utilisez également un haut-parleur pour obtenir un signal acoustique de décharges / baumes d&#39;unités simples au cours advancing l&#39;électrode. </li><li> Introduire lentement l&#39;électrode dans le cerveau par l&#39;enregistrement de l&#39;activité électrique au cours de l&#39;avancement de l&#39;électrode. A une profondeur comprise entre 7,5 et 8,1 mm à partir de la dure-mère, l&#39;activité électrique spécifique de la STN est habituellement détectable (figure 6). L&#39;activité typique des neurones dans le STN se caractérise par un motif de licenciement irrégulier et une cadence de tir élevée (fréquence moyenne: 40,9 ± 12,9 Hz) 18. </li><li> Lors de l&#39;enregistrement, de réduire l&#39;anesthésie autant que possible (par exemple, à 0,8-1,0%); animaux faibles anesthésiés montrent une activité plus claire électrique cérébrale. </li><li> Tamponner à une distance de tout le sang ou le liquide céphalo-rachidien a été déplacée à ce que la surface du crâne lors de la descente de l&#39;électrode. </li><li> Mélangez une petite quantité de ciment dentaire et de l&#39;appliquer autour de l&#39;électrode et autour de quatre des cinq vis à l&#39;aide d&#39;une petite spatule (figure 7). Le cinquième vis sera utilisée pour fixer le fil de terre de la prise. </li><li> Déconnecter la broche de l&#39;électrode de porte-électrode et le connecteur du système d&#39;enregistrement lorsque le ciment dentaire est fixe. </li><li> Dévisser la vis qui n&#39;a pas été fixé par un ciment dentaire. Mettez le bouchon sur l&#39;axe de l&#39;électrode. Fixer le fil de terre de la prise de la cinquième vis (figure 8). </li><li> Mélangez ciment dentaire et de l&#39;appliquer autour de la bougie. Comme le ciment épaissit, modeler autour de la bougie pour former un bouchon. Évitez les angles vifs du ciment dentaire qui peuvent nuire à l&#39;animal et de les supprimer lors de la trempe (Figure 9A et B). </li><li> Débrider bords de la plaie et les fermer avec une suture à l&#39;avant et derrière le capuchon. Désinfecter les bords de la plaie. </li><li> Branchez la prise de tête pour le fil qui est fixé sur un pivot. Retirer le rat de l&#39;instrument stéréotaxique. </li><li> Appliquer tramadol (12,5 mg / kg, par voie intraperitoneale) à la fin de l&#39;intervention, puis une fois par jour pendant 2-3 jours. Placez le rat dans une cage propre avec Thermal appui, fixer le pivot de cette cage (Figure 10) et inspectez soigneusement pendant 1 heure. </li><li> Ne pas laisser un animal sans surveillance tant qu&#39;il a repris conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal. Ne retournez pas un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à guérison complète. </li></ol> 3. Stimulation <ol><li> Déterminer la résistance à l&#39;animal avant la stimulation en utilisant un appareil de mesure d&#39;impédance. </li><li> Connecter le bouchon de la tête d&#39;injection avec un fil métallique et les bouchons à l&#39;autre extrémité du fil à la sortie de courant et la sortie pour le fil de terre du stimulateur. Connectez le stimulateur avec un ordinateur afin de programmer le stimulateur. </li><li> Choisissez les paramètres de stimulation dans le programme; par exemple, les paramètres utilisés dans la maladie de Parkinson sont de longueur de l&#39;impulsion: 60 ps; fréquence: 130 Hz. Stimuler le rat avec une amplitude de courant de plus en plus jusqu&#39;à ce que la dyskinésie sont reconnus. Réduire ee intensité électrique de 10-20% inférieur à l&#39;intensité qui a suscité la dyskinésie ou jusqu&#39;à ce que des signes neurologiques disparaissent et l&#39;animal est à l&#39;aise. Des impulsions rectangulaires monophasiques ont été utilisés dans cette étude. </li><li> Après avoir terminé l&#39;expérience, euthanasier l&#39;animal avec de l&#39;isoflurane: Réglez le débit isofurane ou la concentration de 5% ou plus. Continuer exposition isoflurane jusqu&#39;à 1 min après l&#39;arrêt respiratoire. </li></ol>

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Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

<html> Cette étude présente un ensemble étape-par-étape d&#39;instructions pour l&#39;implantation d&#39;une électrode monopolaire chronique dans le STN des rats. Bien que les électrodes de tungstène à basse impédance sont souvent utilisés pour DBS 18,19, une électrode monopolaire en platine / iridium (Pt / Ir) qui a été employé avait une impédance d&#39;environ 1 MQ. Électrodes Pt / IR sont également utilisés chez les patients atteints de la maladie de Parkinson en raison de leurs propriétés favorables: ils d...

La stimulation cérébrale profonde (DBS) est un traitement basé sur la prestation des impulsions électriques via des électrodes implantées à structures cérébrales spécifiques, tels que le globus pallidus interne 1, le noyau sous-thalamique (STN) 2 - 4 ou le thalamus ventral intermédiaire 5. Dans les deux dernières décennies, ce traitement a été établi comme un outil thérapeutique puissant pour la maladie de Parkinson: 1 - 4, dystonie 6 et le tremblement 7, et est également utilisé pour moduler la douleur chronique 7, troubles psychiatriques (ie, le trouble obsessionnel-compulsif 8, dépression majeure 9) ou d&#39;épilepsie réfractaire 10,11. En outre, DBS pourrait, à l&#39;avenir, devenir une option de traitement pour l&#39;hypertension artérielle réfractaire 12 ou hypotension orthostatique 13. Les mécanismes physiologiques sous-jacents aux effetsde DBS demeurent mal compris. Les études chez les rongeurs anesthésiés ont donné un aperçu des réponses neuronales à la stimulation à haute fréquence qui imitent cliniquement appliquée DBS 14. Toutefois, ces études ne manquent pas corroboration du comportement de l&#39;effet DBS mais entraînent également une grande variabilité selon les paramètres de stimulation appliqué 14. Pour étudier de façon plus concise les effets sur le comportement et les mécanismes sous-jacents de DBS à rongeurs conscients, une stimulation set-up est nécessaire qui répond à des exigences spécifiques. DBS est principalement utilisé comme une thérapie à long terme (par exemple, la maladie de Parkinson, la douleur chronique). Ainsi, la mise en place stimulation chez les rongeurs doit être conçu de sorte que l&#39;unité est constituée d&#39;une électrode avec un bouchon, ainsi qu&#39;un fil de la bougie à un stimulateur externe; et cette unité doit être léger mais incassable lorsqu&#39;il est fixé sur le crâne. En outre, la liberté de mouvement est indispensable pour les rats pendant stimulation sur une période prolongée. Les structures cibles de DBS sont de petite taille; par exemple, la STN chez le rat a une longueur de 1,2 mm et un volume de 0,8 mm 3,15. Par conséquent, les électrodes doivent être conçus de telle sorte que le noyau ne soit pas lésé pendant l&#39;insertion et le ciblage doit être précis. Comme la plupart des études menées chez les rongeurs DBS ont utilisé repère basé insertion stéréotaxique de l&#39;électrode à la structure cible, le taux d&#39;erreur peut être relativement élevé, même en utilisant les coordonnées selon Paxinos et Watson 16. Cela se traduit par un plus grand nombre d&#39;animaux nécessaires pour parvenir à un résultat statistiquement significatif. Dans la présente étude, une technique d&#39;implantation de l&#39;électrode est introduite, qui cible le STN avec une grande précision à l&#39;aide d&#39;un système de microfiche tout en faisant avancer l&#39;électrode. En outre, un système de stimulation est présenté qui ne permet pas seulement un haut degré de mobilité de l&#39;animal stimulé mais garantit également stimulati continuvia une fixation sûre du fil de stimulation (qui est protégée par un ressort en acier inoxydable) sur la tête du rat.

<table><tbody><tr><td>Électrode Pt/Ir</td><td>FHC Inc.</td><td>UE</td><td>Sur mesure : Spécification : UEPSEGSECN1M</td></tr><tr><td>Fiches</td><td>GT Labortechnik (Arnstein/Allemagne)</td><td></td><td>Embase à</td></tr><tr><td>broches</td><td>sur mesure DISTRELEC</td><td>143-95-324</td><td>monorangée, 90&deg ; 1x3 datamate, Type M80-8420342</td></tr><tr><td>Douille</td><td>DISTRELEC</td><td>143-95-621</td><td>simple rangée, droite 2 mm pôle n° 1 x 3 datamate, Type M80-8400342</td></tr><tr><td>Ressort en acier inoxydable</td><td>Plastiques ONE</td><td>SS0102</td><td>Pièce-# : .120 X .156 ID du ressort (mm) : 3.0&nbsp ; Diamètre extérieur du ressort (mm) : 4.0</td></tr><tr><td>Ciment dentaire/Paladur</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>64707938</td><td>liquide, 500 ml</td></tr><tr><td>Ciment dentaire/Paladur</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>64707954</td><td>poudre, rose, 500 g</td></tr><tr><td>Vis à tête</td><td>Hummer & Reiss</td><td>V2ADIN84 M1.6x3</td><td></td></tr><tr><td>Jodosept PVP</td><td>Vetoquinol</td><td></td><td>435678/E04</td></tr><tr><td>Mepivacain 1 %</td><td>AstraZeneca</td><td></td><td>PZN03338515</td></tr><tr><td>Épinéphrine</td><td>Sanofi-Aventis</td><td></td><td>PZN00176118</td></tr><tr><td>Tramadolhydrochloride</td><td>Rotexmedica</td><td></td><td>38449.00.00</td></tr></tbody></table>

microélectrodes guidée implantation d&#39;électrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

La stimulation cérébrale profonde (DBS) est une thérapie largement utilisé et efficace pour plusieurs troubles neurologiques, comme la maladie, la dystonie ou tremblements de Parkinson idiopathique. DBS est basé sur la prestation des stimuli électriques à des structures anatomiques profondes spécifiques du système nerveux central. Cependant, les mécanismes sous-jacents de l&#39;effet de DBS restent énigmatiques. Cela a conduit à un intérêt dans l&#39;enquête de l&#39;impact de DBS dans des modèles animaux, en particulier chez les rats. Comme DBS est une thérapie à long terme, la recherche devrait être axée sur les changements de génétique moléculaire de circuits neuronaux qui se produisent plusieurs semaines après DBS. À long terme chez les rats DBS est difficile parce que les rats se déplacent dans leur cage, ce qui provoque des problèmes à maintenir en place le fil qui mène de la tête de l&#39;animal au stimulateur. En outre, des structures cibles de stimulation dans le cerveau de rat sont de petite taille et par conséquent les électrodes peuvent pas facilement être mis à la position requise. Ainsi, un set-up pour longue durée stimulation des rats en utilisant des électrodes de platine / iridium avec une impédance d&#39;environ 1 MQ a été développé pour cette étude. Une électrode à ces spécifications permet non seulement une stimulation adéquate, mais aussi l&#39;enregistrement des structures profondes du cerveau pour identifier la zone cible pour DBS. Dans notre set-up, une électrode avec un bouchon pour le fil a été enrobé dans un ciment dentaire avec quatre vis d&#39;ancrage fixé sur le crâne. Le fil de la bougie pour le stimulateur a été protégé par un ressort en acier inoxydable. Un pivot est relié au circuit pour empêcher le fil de emmêlement. Dans l&#39;ensemble, cette stimulation set-up offre un degré élevé de mobilité libre pour le rat et permet la prise de tête, ainsi que la connexion du fil entre le bouchon et le stimulateur, de conserver la force de longue durée.

L&#39;implantation d&#39;une électrode dans le STN d&#39;un rat en utilisant un système d&#39;enregistrement - comme présenté ici - est un procédé efficace et précis pour DBS qui prend environ une heure par animal. Ce modèle est une procédure assez mineur: sur 10 rats soumis à une intervention chirurgicale, ont tous survécu à l&#39;intervention. Vingt-quatre heures après l&#39;intervention, l&#39;état de chaque rat a été contrôlée et aucun animal atteint plus de 3 points de 1 en fonction du code de gravité. Pendant la p...

Une méthode d’implantation d’électrodes dans le noyau sous-thalamique (STN) de rats est décrite. Une meilleure localisation du STN a été obtenue grâce à l’utilisation d’un système de microenregistrement. De plus, une configuration de stimulation est présentée qui se caractérise par des connexions durables entre la tête de l’animal et le stimulateur.

Microélectrodes guidée implantation d&#39;électrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

L'objectif général de cette procédure est d'effectuer un implantation guidée par enregistrement d'électrodes microscopiques dans le noyau sous-thalamique de rats, puis une stimulation à long terme de ce noyau. Cette opération s'effectue tout d'abord en perçant un orifice pour l'électrode à travers le crâne exposé. La deuxième étape consiste à avancer l'électrode à travers cet orifice dans le cerveau, tout en enregistrant simultanément l'activité électrique dans différentes régions du cerveau, jusqu'à ce que l'activité spécifique du STN soit détectable.Ensuite, l'électrode est fixée en appliquant du ciment dentaire autour de sa tige, et la fiche crânienne est rattachée à la broche de l'électrode. La dernière étape consiste à fixer la fiche avec du ciment dentaire et à la relier au fil menant au stimulateur. Enfin, le cerveau prélevé est coupé en tranches de huit micromètres d'épaisseur et coloré à l'hémat, à la toïne et à l'éosine afin de montrer que la pointe de l'électrode est positionnée dans le noyau sous-thalamique.L'avantage principal de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que l'implantation d'électrode aveugle, est que l'implantation guidée par enregistrement des microélectrodes améliore le ciblage du noyau sous-thalamique avec une grande précision. Les expériences animales ont été approuvées par l'Université de Burg et les autorités légales compétentes, et ont été réalisées conformément aux recommandations pour la recherche dans les études expérimentales d'accident vasculaire cérébral et aux directives actuelles en matière de rapport sur les expériences animales in vivo. Les directives commencent par anesthésier le rat dans une chambre d'induction avec de l'air délivré à deux litres par minute et de l'isoflurane à 3,5 %. Retirer le rat de la chambre d'induction et raser la zone comprise entre les oreilles et les yeux. Utiliser un coton-tige imbibé de solution antiseptique pour nettoyer la zone rasée.Pour éliminer tout poil lâche, orientez le flux d'air vers le cône nasal et réglez l'anesthésie à 2,5 % d'isoflurane délivré à un débit de un litre par minute. Placez le rat sur le cône nasal, puis insérez-le dans le cadre stéréotaxique. Vérifiez le niveau d'anesthésie en pinçant la zone interdigitale.Si le rat est correctement anesthésié, les réflexes de défense sont abolis. Appliquer un onguent vétérinaire sur les yeux pour prévenir le dessèchement pendant l'anesthésie. Surveiller et maintenir la température corporelle du rat à 37 degrés Celsius.Injecter 0,2 millilitre de mepivacaïne par voie sous-cutanée au centre de la zone rasée afin d'anesthésier la zone chirurgicale, en assurant la stérilité à partir de ce moment. Utiliser un scalpel pour pratiquer une incision médiane commençant entre les oreilles et s'étendant vers l'avant sur environ deux centimètres. S'assurer que le périoste est également incisé, puis exposer le crâne à l'aide de quatre pinces.Utilisez un coton-tige pour retirer délicatement le périoste jusqu'à ce que les sutures coronale et sagittale soient exposées. Épongez tout saignement avec de la ouate. Fixez une aiguille sur un support de sonde, puis marquez la pointe de l'aiguille avec un stylo-feutre noir.À l'aide des vis de réglage antéro-postérieure, latérale et dorso-ventrale, positionner la pointe de l'aiguille directement au-dessus du BGMA. Prendre les mesures sur les échelles antéro-postérieure et méso-latérale.Soustraire 3,6 millimètres de la mesure AP et 2,5 millimètres de la mesure ML pour l'implantation de l'électrode dans le noyau sous-thalamique droit. Abaisser la pointe de l'aiguille jusqu'à la surface du crâne afin de marquer le site d'injection avec l'encre du stylo-feutre, puis fixer la fraise dentaire sur le support de grande sonde de l'instrument stéréotaxique. Déplacer la fraise dentaire jusqu'au point marqué sur le crâne et, tout en regardant à travers le microscope, percer un trou d'environ un millimètre de diamètre à travers le crâne jusqu'à ce que la dure-mère soit visible.Ceci est le trou pour l'électrode. Rétracter la dure-mère à l’aide de pinces de microdissection ou d’une aiguille stérile, car la dure-mère est suffisamment résistante pour endommager la pointe de l’électrode. Percer un trou avec la fraise dentaire dans chaque squame frontale et dans la squame pariétale opposée au trou destiné à l’électrode.Ensuite, percer un trou dans chaque écaille interpariétale. Visser une vis osseuse dans chacun des cinq trous. Éviter de visser les vis trop profondément, ce qui exercerait une pression sur le cerveau.Le nombre de tours dépendra du pas de la vis. Deux à trois tours de chaque vis sont utilisés ici. Déconnectez le support de sonde de l'instrument stéréotaxique et fixez le support de sonde avec l'électrode dans le micromanipulateur.À l’aide des vis de commande AP ML et DV, déplacez le porte-sonde avec l’électrode jusqu’à ce que la pointe soit presque en contact avec le bregma. Notez les valeurs indiquées sur les échelles AP ML et DV au niveau du bregma. Ensuite, relevez l’électrode de quelques millimètres afin d’éviter qu’elle ne racle le crâne pendant le déplacement.Pour déterminer les coordonnées de la position où l'électrode doit être insérée dans le trou, ajouter 3,6 millimètres à la mesure AP et ajouter 2,5 millimètres à la mesure ML. À l'aide des vis de réglage AP et ML, déplacer l'électrode jusqu'à la position calculée. À ce stade, l'extrémité de l'électrode doit se trouver directement au-dessus du trou percé pour l'électrode.Ensuite, tout en regardant à travers le microscope, abaissez l'électrode au niveau de la dure-mère. Notez cette position comme zéro dans la direction dorso-ventrale (DV). Insérez ensuite délicatement la pointe de l'électrode dans le cerveau.En regardant à travers le microscope, reliez la broche de l'électrode au connecteur du système d'enregistrement. Reliez l'instrument stéréotaxique à la masse avec le contrepoids de la pièce. Ensuite, placez une cage de Faraday autour du rat placé dans l'instrument stéréotaxique à la place d'une cage de Faraday.Vous pouvez également utiliser du papier d'aluminium comme illustré ici, car son effet est identique à celui d'une cage de Faraday. Démarrez le système d'enregistrement, s'il est disponible. Utilisez un haut-parleur pour obtenir un signal acoustique des décharges unitaires individuelles tout en avançant l'électrode.Insérez lentement l'électrode dans le cerveau tout en enregistrant l'activité électrique pendant la progression de l'électrode. Pendant l'enregistrement, réduisez l'anesthésie au minimum, entre 0,8 et 1 %, car les animaux moins anesthésiés présentent une activité cérébrale électrique plus nette. L'activité électrique spécifique du noyau sous-thalamique (STN) est généralement détectable à une profondeur comprise entre 7,5 et 8,1 millimètres de la dure-mère.L'activité typique des neurones dans le noyau sous-thalamique se caractérise par un patron de décharge irrégulier et une fréquence de décharge élevée. Maintenant, essuyez tout sang ou liquide céphalorachidien qui aurait été déplacé à la surface du crâne lors de la descente de l'électrode, puis préparez une petite quantité de ciment dentaire et utilisez une petite spatule pour l'appliquer autour de l'électrode ainsi que autour de quatre des cinq vis. Une fois que le ciment dentaire est durci, déconnectez la broche de l'électrode du support d'électrode et du connecteur du système d'enregistrement.Ensuite, dévissez la cinquième vis qui n'avait pas été fixée avec le ciment dentaire. Placez le bouchon sur la broche de l'électrode et fixez le fil de masse du bouchon à l'aide de la quatrième vis. Appliquez du ciment dentaire autour du bouchon au fur et à mesure que le ciment épaissit.Modelez-le autour du bouchon pour former un capuchon. Évitez les bords tranchants du ciment dentaire qui pourraient nuire à l'animal, et éliminez-les pendant la prise. Nettoyez les bords de la plaie et refermez-les avec un point de suture derrière le capuchon, puis désinfectez les bords de la plaie à l'avant.Connecter la fiche de la sonde au fil fixé sur un rotule. Ensuite, retirer le rat de l'instrument stéréotaxique et administrer une analgésie postopératoire appropriée. 12,5 milligrammes par kilogramme.On utilise ici du tramadol. Placer le rat dans une cage propre équipée d'un support thermique et fixer le rotateur sur cette cage. Observer la récupération de l'animal.Cette image montre une coupe de huit micromètres d'épaisseur, colorée à l'hémat, à la toïne et à l'éosine, prélevée sur un animal sacrifié 14 jours après l'implantation et une stimulation continue, afin de visualiser la position où se trouvait l'extrémité de l'électrode. Une ligne continue entoure le noyau sous-thalamique (STN). Une petite lésion est visible à l'endroit où l'extrémité de l'électrode était placée pendant une période de stimulation de 14 jours.Il est à noter qu'aucun canal de pénétration de l'électrode n'est visible, ce qui indique que l'électrode ne perturbe pas les tissus environnants. Cette image montre la même région à un grossissement plus élevé. Un petit nombre de cellules inflammatoires a été détecté autour de la lésion, en raison de la réaction du tissu cérébral à l'extrémité de l'électrode.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en une heure et quart si elle est effectuée correctement.

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JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Source : Batra, V., et al. Une méthode générale pour évaluer les effets de la stimulation cérébrale profonde sur l’auto-administration de méthamphétamine par voie intraveineuse. J. Vis. Exp. (2016).Cette vidéo démontre un modèle de toxicomanie chez le rat dans lequel l’animal s’auto-administre de la méthamphétamine par voie intraveineuse en appuyant sur un levier, conduisant à un comportement compulsif de recherche de drogue entraîné par la libération de dopamine dans le noyau accumbens. Pour...

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Microélectrodes guidée implantation délectrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde (Vidéo) | JoVE Journal

Microélectrodes guidée implantation d'électrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde

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