Microélectrodes guidée implantation d'électrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde

Une méthode d’implantation d’électrodes dans le noyau sous-thalamique (STN) de rats est décrite. Une meilleure localisation du STN a été obtenue grâce à l’utilisation d’un système de microenregistrement. De plus, une configuration de stimulation est présentée qui se caractérise par des connexions durables entre la tête de l’animal et le stimulateur.

L’objectif global de cette procédure est d’effectuer une implantation guidée par enregistrement de micro-électrodes dans le noyau sous-thalamique de rats, puis une stimulation à long terme de ce noyau. Ceci est accompli en perçant d’abord un trou d’électrode à travers le crâne exposé. La deuxième étape consiste à faire passer l’électrode à travers le trou de l’électrode dans le cerveau et à enregistrer simultanément l’activité électrique dans différentes régions du cerveau jusqu’à ce que l’activité spécifique du STN soit détectable.

Ensuite, l’électrode est fixée en appliquant du ciment dentaire autour de la tige de l’électrode, et le bouchon de tête est fixé à la broche de l’électrode. La dernière étape consiste à fixer le bouchon à l’aide de ciment dentaire et à le connecter au fil menant au stimulateur. En fin de compte, le cerveau récolté est coupé en tranches de huit microns d’épaisseur et coloré avec de l’hémat, du toïn et de l’éoïne pour montrer que l’extrémité de l’électrode est placée dans le noyau sous-thalamique.

Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que l’implantation aveugle d’électrodes, est que l’enregistrement de l’implantation guidée de micro-électrodes améliore le ciblage du noyau sous-thalamique avec une grande précision. Les expériences animales ont été approuvées par l’Université de Burg et les autorités légales de l’État et réalisées conformément aux recommandations de recherche dans les études expérimentales sur les accidents vasculaires cérébraux et les rapports actuels de recherche sur les animaux des expériences in vivo. Les directives commencent par anesthésier le rat dans une chambre d’induction avec de l’air délivré à deux litres par minute et du fluor à 3,5 %Retirez le rat de la chambre d’induction et rasez la zone entre les oreilles et les yeux. Utilisez un coton-tige imbibé d’une solution antiseptique pour frotter la zone rasée.

Pour éliminer les poils lâches, basculez le flux d’air vers le cône nasal et ajustez l’anesthésie à 2,5 % de fluor délivré à un débit d’un litre par minute. Positionnez le rat sur le cône nasal et placez-le dans le cadre stéréotaxique. Vérifiez le niveau d’anesthésie en pinçant la zone interdigitale.

Si le rat est anesthésié de manière adéquate, les réflexes défensifs sont abolis. Appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. Surveillez et maintenez la température corporelle du rat à 37 degrés Celsius.

Injectez 0,2 millilitres de mépivacaïne par voie sous-cutanée au centre de la zone rasée pour anesthésier la zone chirurgicale, en assurant la stérilité à partir de ce moment. À l’aide d’un scalpel, faites une incision médiane commençant entre les oreilles et s’étendant vers l’avant sur environ deux centimètres. Assurez-vous que le périoste est également incisé, puis exposez le crâne à l’aide de quatre pinces.

À l’aide d’un coton-tige, vous retirez délicatement le périoste jusqu’à ce que les sutures coronaire et sagittale soient exposées. Épongez le sang avec du coton. Fixez une aiguille sur un porte-sonde, puis marquez la pointe de l’aiguille avec un feutre noir.

À l’aide des vis d’entraînement avant-postérieure, médiane, latérale et dorso-ventrale. Positionnez la pointe de l’aiguille directement sur bgma. Prenez les lectures de l’échelle de placage AP et ML.

Soustrayez 3,6 millimètres de la lecture AP et 2,5 millimètres de la lecture ML pour l’implantation de l’électrode dans le STN droit. Abaissez la pointe de l’aiguille à la surface du crâne pour marquer le site d’injection avec le colorant du stylo-feutre, fixez la perceuse dentaire sur le grand porte-sonde de l’instrument stéréotaxique. Déplacez la fraise dentaire jusqu’au point marqué sur le crâne et, tout en regardant au microscope, percez un trou d’environ un millimètre de diamètre à travers le crâne jusqu’à ce que la dure-mère soit visible.

C’est le trou pour l’électrode. Rétractez la dure-mère à l’aide d’une pince de microdissection ou d’une aiguille stérile car la dure-mère est suffisamment dure pour détruire l’extrémité de l’électrode. Percez un trou avec la fraise dentaire dans chaque squama frontal et dans le squama pariétal opposé au trou de l’électrode.

Par la suite, percez un trou dans chaque squama interpariétal. Vissez une vis à os dans chacun des cinq trous. Évitez d’enfiler les vis trop profondément, ce qui exercerait une pression sur le cerveau.

Le nombre de tours dépendra du pas de la vis. Deux à trois tours de chaque vis sont utilisés ici. Débranchez le support de sonde de l’instrument stéréotaxique et fixez le support de sonde avec l’électrode dans le micromanipulateur.

À l’aide des vis d’entraînement AP ML et DV, déplacez le support de sonde avec l’électrode jusqu’à ce que la pointe touche presque Breg ma. Notez les lectures de l’échelle de placage AP ML et DV à breg ma. Soulevez ensuite l’électrode de quelques millimètres pour éviter que l’électrode ne gratte le crâne pendant le mouvement.

Pour déterminer les coordonnées de la position où l’électrode doit être insérée dans le trou, ajoutez 3,6 millimètres à la lecture AP et ajoutez 2,5 millimètres à la lecture ML. À l’aide des vis d’entraînement AP et ML, déplacez l’électrode dans la position calculée. À ce stade, la pointe de l’électrode doit être située directement au-dessus du trou d’électrode percé.

Ensuite, tout en regardant au microscope, abaissez l’électrode au niveau de la dure-mère. Notez que c’est zéro dans la direction DV. Insérez ensuite doucement l’extrémité de l’électrode dans le cerveau.

Tout en regardant à travers le microscope, connectez la broche de l’électrode au connecteur du système d’enregistrement. Mettez l’instrument stéréotaxique à la base du contrepoids de la pièce. Placez ensuite une cage de Faraday sur le rat dans l’instrument stéréotaxique à la place d’une cage de Faraday.

Vous pouvez également utiliser du papier d’aluminium comme indiqué ici car son effet est le même que celui d’une cage de Faraday. Démarrez le système d’enregistrement si disponible. Utilisez un haut-parleur pour obtenir un signal acoustique de décharges d’unités individuelles tout en avançant l’électrode.

Insérez lentement l’électrode dans le cerveau tout en enregistrant l’activité électrique pendant l’avancement de l’électrode. Pendant l’enregistrement, réduisez autant que possible l’anesthésie à 0,8 à 1 %, car les animaux faiblement anesthésiés montrent une activité cérébrale électrique plus claire. L’activité électrique spécifique du STN est généralement détectable à une profondeur comprise entre 7,5 et 8,1 millimètres de la dure-mère.

L’activité typique des neurones dans le STN est caractérisée par un schéma de décharge irrégulier et un taux de décharge élevé. Maintenant, écouvillonnez tout le sang ou le liquide céphalo-rachidien qui a été déplacé à la surface du crâne lors de l’abaissement de l’électrode, puis mélangez une petite quantité de ciment dentaire, puis utilisez une petite spatule pour l’appliquer autour de l’électrode et autour de quatre des cinq vis. Lorsque le ciment dentaire a durci, débranchez la goupille de l’électrode du porte-électrode et du connecteur du système d’enregistrement.

Dévissez ensuite la cinquième vis qui n’a pas été fixée par du ciment dentaire. Placez la fiche sur la broche de l’électrode et fixez le fil de terre de la fiche avec la quatrième vis. Appliquez du ciment dentaire autour du bouchon à mesure que le ciment s’épaissit.

Moulez-le autour du bouchon pour former un capuchon. Évitez les bords tranchants du ciment dentaire qui pourraient nuire à l’animal et retirez-les pendant le durcissement. Débridez les bords de la plaie et fermez-les avec une suture derrière le capuchon et à l’avant, désinfectez les bords de la plaie.

Connectez la prise de tête au fil fixé sur un émerillon. Retirez ensuite le rat de l’instrument stéréotaxique, administrez une analgésie postopératoire appropriée. 12,5 milligrammes par kilogramme.

Le tramadol est utilisé ici. Placez le rat dans une cage propre avec support thermique et fixez l’émerillon sur cette cage. Observez la récupération de l’animal.

Cette image montre une section de huit microns d’épaisseur colorée à l’hémat, au toïn et à l’eoïne d’un animal sacrifié 14 jours après l’implantation et une stimulation continue pour visualiser la position où se trouvait l’extrémité de l’électrode. Une ligne continue entoure le STN. Une petite lésion est visible à l’endroit où se trouvait l’extrémité de l’électrode pendant une période de stimulation de 14 jours.

Il est à noter qu’il n’y a pas de canal de pénétration de l’électrode visible, ce qui indique que l’électrode ne perturbe pas les tissus environnants. Cette image montre la même région à un grossissement plus élevé. Un petit nombre de cellules inflammatoires ont été détectées autour de la lésion en raison de la réaction du tissu cérébral à l’extrémité de l’électrode.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en une heure et quart si elle est exécutée correctement.