Name: A Mimic du microenvironnement de la tumeur: Une méthode simple pour générer des populations de cellules enrichies et enquête intercellulaire Communication (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-20T08:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
Description: Découvrez un modèle de coculture in vitro simple pour imiter le microenvironnement tumoral in vivo et enrichir des populations cellulaires individuelles. Cette méthode permet d'étudier la communication intercellulaire sans marquage fluorescent stressant.

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Cette recherche a été financée par des subventions de la Commission du New Jersey sur la recherche sur le cancer (bourse pré-doctorale DFHS13PPCO17), des National Institutes of Health (CA049062) et de la National Aeronautics and Space Administration (NNX15AD62G).

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun conflit d&#39;intérêts ou contradictoires.

Le protocole décrit ici est un simple, adaptable au mode opératoire in vitro (figure 1) qui utilise un insert de membrane microporeuse perméable pour générer des populations de cellules individuelles hautement enrichis à partir d&#39; une co-culture de cellules hétérotypiques. De manière significative, le modèle est adapté pour étudier les différents modes de communication intercellulaire. Les étapes critiques comprennent la sélection de l&#39;insert de taille de pore appropriée pour u...

Le microenvironnement de la tumeur (TME) est un système très complexe composé de cellules de carcinome qui co-exister et d&#39;évoluer aux côtés de stroma hôte. Ce composant de stroma est typiquement constitué de fibroblastes, les myofibroblastes, les cellules endothéliales, les divers composants du système immunitaire, ainsi qu&#39;une matrice extracellulaire 1. Un constituant important, souvent la majorité de ce stroma, sont des fibroblastes activés, souvent appelé fibroblastes associés au cancer ou des fibroblastes de carcinome associées (CAF) 2,3. A la différence, les fibroblastes normaux non activés, CAFs contribuent à l&#39; initiation d&#39; une tumeur, la progression, l&#39; angiogénèse, l&#39; invasion, la métastase et la récurrence 4-11 dans une grande variété de cancers, y compris du sein, de la prostate, du poumon, du pancréas, de la peau, du côlon, de l&#39; œsophage, et ovaire 5,6,12-17. Pourtant, la nature exacte de la contribution de la CAF à travers la pathogenèse du cancer reste mal défini. En outre, la preuve clinique a démontré une valeur pronostique de CAFs, Corréler leur présence à des tumeurs malignes de haut grade, échec thérapeutique, et la mauvaise 10,18,19 globale de pronostic. De toute évidence, l&#39;amélioration de notre compréhension des événements initiateurs dans le développement de la CAF, ainsi que les communications intercellulaires médiatrices leur rôle au sein de la TME, peuvent fournir de nouvelles cibles thérapeutiques intéressantes et des stratégies améliorées qui pourraient améliorer les résultats des patients. Pour atteindre cet objectif, plusieurs in vivo et in vitro , des modèles ont été développés. Alors que les approches in vivo sont plus représentatives de la TME de patients, ils possèdent des limitations, y compris l&#39;immense complexité et l&#39; hétérogénéité à l&#39;intérieur et entre les tumeurs. En outre, des échantillons de tumeurs provenant de sujets humains représentent souvent très développés TME et ne permettent pas une bonne compréhension des événements initiateurs TME. Des études expérimentales chez l&#39;animal offrent certains avantages, mais la généralisation des données animales aux humains doit être fait avec prudence en raison des différences de phylogie entre les humains et les animaux tels que les rongeurs (par exemple, la chimie thiol 20, le taux métabolique 21, la tolérance au stress 22, etc.). En outre, contrairement à la population humaine, qui est génétiquement hétérogène dans la nature, les animaux de laboratoire sont généralement élevés jusqu&#39;à homogénéité. En outre, il est souvent difficile d&#39;examiner les variations physiologiques transitoires et des modifications du phénotype des cellules, ainsi que pour contrôler les paramètres expérimentaux spécifiques en utilisant des animaux tels que les rongeurs. Ainsi, in vitro 2 et 3 dimensions (2D et 3D) des modèles de culture de tissus sont fréquemment utilisés pour faire avancer la compréhension de base du développement TME. En dépit de leur manque d&#39;une représentation exacte de la complexité des systèmes in vivo, ces modèles offrent des avantages qui facilitent grandement les enquêtes mécanistes. In vitro modèles permettent une analyse plus simplifiée, ciblée et rentable de la TME, de sorte que statistiquement significative les données peuvent être généréescellules libres des variations systémiques qui surviennent chez les animaux. Il existe plusieurs variétés de systèmes in vitro. Les deux TME modèles les plus couramment utilisés in vitro consistent en monocouche mixte ou des cultures de cellules sphéroïdes. Les deux méthodes de culture sont avantageux pour les études de base des interactions intercellulaires (par exemple, les cellules normales avec des cellules tumorales) et pour l&#39;analyse des divers changements de phénotype cellulaire spécifiques TME (par exemple, l&#39; apparition de fibroblastes associés au cancer de fibroblastes normaux). En outre, les sphéroïdes sont capables de créer une structure de TME tissu ressemblant plus réfléchi, et peuvent être représentatifs de l&#39; hétérogénéité tumorale 23. Cependant sphéroïdes produisent souvent très différents gradients de tension d&#39;oxygène à travers les couches, ce qui peut compliquer les conclusions expérimentales 24. Malheureusement, les deux modèles sont extrêmement limitées dans leur capacité à isoler des populations cellulaires pures pour une caractérisation plus poussée et l&#39;étude suivante coopérationCulture. Pour ce faire, il faudrait au moins un type de cellule à être marqués par fluorescence ou marqué avec un fabricant identifiant, puis en soumettant le mélange co-culture extensive de traitement et de tri cellulaire pour séparer les populations de cellules. Alors un trieur de cellules est capable d&#39;isoler une population de cellules plutôt pure, il faut être conscient du stress cellulaire et la contamination microbienne risques potentiels 25. Pour faciliter la compréhension de la communication intercellulaire, de grands efforts ont été consacrés au développement et l&#39; optimisation des systèmes in vitro qui imitent étroitement l&#39;environnement in vivo, tout en permettant une approche simplifiée. Un tel outil est l&#39;insert microporeux perméable, un substrat de membrane qui a été développé en 1953 26 et ensuite adapté pour des applications diverses et des études (par exemple, la polarité cellulaire 27, endocytose 28, le transport de la drogue 29, la modélisation des tissus 30, FERTilization 31, effet bystander 32,33, etc.). Ce système permet la croissance des cellules in vivo avec anatomique -like et la différenciation fonctionnelle, ainsi que l&#39; expression d&#39; un grand nombre in vivo , les marqueurs 34,35 qui ne sont pas observées lorsqu&#39;il est cultivé sur plasticware imperméable. En outre, la membrane poreuse extrêmement mince (10 um d&#39; épaisseur) permet la diffusion rapide des molécules et des temps d&#39;équilibrage, qui simule l&#39;environnement in vivo et permet le fonctionnement cellulaire indépendante à la fois les domaines de la cellule apicale et basolatérale. Un avantage supplémentaire de l&#39;utilité de l&#39;insert comme un système TME est la séparation physique des deux populations de cellules cultivées hétérotypiques de part et d&#39;autre de la membrane dans les mêmes conditions environnementales, tout en maintenant les différents modes de communication intercellulaire à travers les pores de la membrane. Bien qu&#39;ils soient séparés physiquement, les deux populations de cellules sont métaboliquement couplés par l&#39;intermédiaire d&#39;éléments sécrétées et, dedécrit ici, aussi, par la voie de l&#39;écart-jonctionnel. En outre, en maintenant les plaquettes in vivo à la pression d&#39;oxygène partielle (PO 2), le modèle réduit les complications des gradients d&#39;oxygène et chimiques observés dans d&#39; autres systèmes. Au contraire, elle augmente la compréhension des mécanismes naturels de contrôle TME. En particulier, les deux populations de cellules peuvent être facilement isolées avec une pureté élevée, sans marquage fluorescent et / ou le tri cellulaire après une longue période de co-culture. Nous décrivons ici un protocole de TME in vitro comprenant des cellules de carcinome du sein humain et des fibroblastes humains cultivés, respectivement, de part et d&#39; autre d&#39;un insert de membrane microporeuse perméable, mais encore dans une communication bidirectionnelle continue à travers les pores de la membrane. Nous montrons que l&#39;utilisation de membranes avec différentes tailles de pores, la contribution d&#39;un type spécifique de la communication intercellulaire (par exemple, des facteurs sécrétés par rapport à jonctions gap) pour le développementdu TME peut être étudiée.

<table><tbody><tr><td>For Cell Culture</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>AG01522 (i.e., AG1522) fibroblaste diploïde humain</td><td>Coriell</td><td>107661</td><td>Passage 8-13</td></tr><tr><td>MDA-MB-231-luc-D3H1 lignée cellulaire d’adénocarcinome du sein</td><td>PerkinElmer</td><td>119261</td><td>Lignée parentale : ATCC (#HTB-26)</td></tr><tr><td>MDA-MB-231/GFP lignée cellulaire d’adénocarcinome du sein</td><td>Cell Biolabs</td><td>AKR-201</td><td></td></tr><tr><td>Eagle’s minimal essential medium (MEM)</td><td>Corning Cellgro</td><td>15-010-CV</td><td></td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin (FBS), qualifié</td><td>Sigma</td><td>F6178-500mL</td><td></td></tr><tr><td>Corning Glutagro Supplement (200 mM L-alanyl-L-glutamine)</td><td>Corning Cellgro</td><td>25-015-Cl</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline Streptomycine Solution, 100x</td><td>Corning Cellgro</td><td>30-002-CL</td><td></td></tr><tr><td>Insert Transwell (i.e., insert de membrane microporeuse perméable) (0,4 &mu ; m pore)</td><td>Costar</td><td>3450</td><td></td></tr><tr><td>Transwell Insert (c’est-à-dire , insert de membrane microporeuse perméable) (1 &mu ; m pore)</td><td>Greiner bio-one</td><td>657610</td><td></td></tr><tr><td>Transwell Insert (c’est-à-dire , insert de membrane microporeuse perméable) (3 &mu ; Costar</td><td></td> <td>3452</td><td></td></tr><tr><td>Plaque de culture 6 puits</td><td>Greiner Bio-One Cellstar</td><td>657160-01</td><td></td></tr><tr><td>75 cm2 CellStar</td><td></td><td>658 170</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au phosphate (PBS), 1x</td><td>Corning Cellgro</td><td>21-040-CV</td><td>sans calcium ni magnésium</td></tr><tr><td>0,25 % (vol/vol) Trypsine, 2,21 mM EDTA, 1x</td><td>Corning Cellgro</td><td>25-053-Cl</td><td></td></tr><tr><td>15 ml Tube à centrifuger</td><td>CellTreat</td><td>229411</td><td></td></tr><tr><td>35 mm x 10 mm Plat de culture cellulaire</td><td>Greiner bio-one</td><td>627 160</td><td></td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Pour la microscopie immunofluorescente</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti-Caveolin 1</td><td>BD Transduction Laboratories</td><td>610406</td><td>In situ Immunofluorescence - 1:5 000</td></tr><tr><td>Anticorps secondaire anti-IgG (H+L) de chèvre, conjugué Alexa Fluor 488</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A-11029</td><td>In situ Immunofluorescence - 1:2 000</td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine - Fraction V</td><td>Rockland</td><td>BSA-50</td><td>Sans immunoglobulines ni protéases</td></tr><tr><td>16 % (poids/vol) Solution de formaldéhyde</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>28908</td><td>Diluer à 4 % avec 1x verre de protection PBS</td></tr><tr><td>Premium (22 mm x 22 mm n° 1)</td><td>Fisher</td><td>12548B</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>T8787-50ML</td><td></td></tr><tr><td>Réactif anti-décoloration SlowFade Gold avec DAPI</td><td>Invitrogen</td><td>S36938</td><td></td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</strong</td><td>>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Pour l’analyse cytométrique en flux</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Calcein,</td><td>Sondes moléculaires</td> AM <td>C3100MP</td><td></td></tr><tr><td>la solution saline équilibrée de Hanks (HBSS)</td><td>Gibco</td><td>14025-076</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>For Western Blot Analysis</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti-Caveolin 1</td><td>BD Transduction Laboratories</td><td>610406</td><td>Western Blot - 1:1,000</td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>BioRad</td><td>170-6531</td><td></td></tr><tr><td>Membrane nitrocellulosique (0,2 &mu ; m)</td><td>BioRad</td><td>162-0112</td><td></td></tr><tr><td>Western Lightning Plus-ECL</td><td>PerkinElmer</td><td>NEL104001EA</td><td></td></tr><tr><td>BioRad DC Protein Assay</td><td>BioRad</td><td>500-0116</td><td></td></tr><tr><td>Dodécylsulfate de sodium (SDS)</td><td>BioRad</td><td>161-0302</td><td></td></tr><tr><td>Désoxycholate de sodium monohydraté (DOC)</td><td>Sigma</td><td>D5670</td><td></td></tr><tr><td>IGEPAL CA-630 (NP40)</td><td>Sigma</td><td>I8896</td><td></td></tr><tr><td>Solution d’acrylamide/Bis à 30 %, 37,5:1</td><td>BioRad</td><td>161-0158</td><td></td></tr></tbody></table>

a mimic du microenvironnement de la tumeur: une méthode simple pour générer des populations de cellules enrichies et enquête intercellulaire communication

A Mimic of the Tumor Microenvironment: A Simple Method for Generating Enriched Cell Populations and Investigating Intercellular Communication

Comprendre les interactions hétérotypiques précoces entre les cellules cancéreuses et le stroma non-cancéreuse environnante est important pour élucider les événements qui ont conduit à l&#39;activation du stroma et l&#39;établissement du microenvironnement de la tumeur (TME). Plusieurs in vitro et dans des modèles in vivo de TME ont été développés; cependant, en général, ces modèles ne permettent pas facilement l&#39;isolement des populations de cellules individuelles, dans des conditions non-perturbation, pour une étude plus approfondie. Pour contourner cette difficulté, nous avons utilisé un modèle in vitro de TME en utilisant un substrat de croissance cellulaire consistant en un insert de membrane microporeuse perméable qui permet la génération simple de populations de cellules hautement enrichis cultivés intimement, mais séparément, de part et d&#39; autre de la membrane de l&#39;insert de coopération élargie -Culture fois. Grâce à l&#39;utilisation de ce modèle, nous sommes capables de générer des fibroblastes associés au cancer grandement enrichi (CAF) populations de fibroblastes humains diploïdes normaux suivanteco-culture (120 h) avec des cellules fortement métastatiques de cancer du sein humain, sans l&#39;utilisation d&#39;un marquage fluorescent et / ou le tri cellulaire. En outre, en modulant la taille des pores de la pièce, on peut contrôler le mode de communication intercellulaire (par exemple, la communication de l&#39; écart-jonction, les facteurs sécrétés) entre les deux populations de cellules hétérotypiques, ce qui permet d&#39; étudier les mécanismes sous - jacents au développement du TME, y compris le rôle de l&#39;écart-perméabilité de la jonction. Ce modèle est un outil précieux pour améliorer notre compréhension des événements initiaux conduisant au cancer-stroma initiation, l&#39;évolution rapide de la TME, et l&#39;effet de modulation du stroma sur les réponses des cellules cancéreuses à des agents thérapeutiques.

Ici , nous avons adapté un insert de membrane microporeuse perméable à mettre au point un système cellulaire hétérotypique co-culture in vitro qui imite le microenvironnement de tumeur in vivo (figure 1). Ce système permet de deux populations de cellules différentes pour être cultivées sur chaque côté de la membrane poreuse de l&#39;insert pendant des périodes de temps prolongées (jusqu&#39;à 120 h, dans l&#39;utilisation). Il est important que le systè...

Nous avons adapté un insert de membrane microporeuse perméable pour imiter le microenvironnement tumoral (TME). Le modèle consiste en une culture cellulaire mixte, permet la génération simplifiée de populations cellulaires individuelles hautement enrichies sans utiliser le marquage fluorescent ou le tri cellulaire, et permet d’étudier la communication intercellulaire au sein du TME dans des conditions normales ou de stress.

A Mimic du microenvironnement de la tumeur: Une méthode simple pour générer des populations de cellules enrichies et enquête intercellulaire Communication

Understanding the early heterotypic interactions between cancer cells and the surrounding non-cancerous stroma is important in elucidating the events ...

L'objectif général de ce modèle simple de coculture in vitro est de reproduire les caractéristiques d'un microenvironnement tumoral in vivo, d'enrichir des populations cellulaires individuelles et d'étudier divers modes de communication intercellulaire. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans les domaines de l'oncologie et de la radiobiologie, notamment concernant les facteurs impliqués dans la formation des fibroblastes associés au cancer et les réponses aux agents thérapeutiques. Le principal avantage de cette technique réside dans sa capacité à générer des populations cellulaires individuelles à partir d'une culture cellulaire mixte, sans recourir à un marquage fluorescent ou à un tri cellulaire induisant un stress.Commencez par laver la culture cellulaire d'intérêt deux fois avec cinq millilitres de PBS. Après le deuxième lavage, détachez les cellules à l'aide d'un millilitre de trypsine-EDTA à température ambiante pendant deux minutes à température ambiante. Ensuite, arrêtez la réaction avec neuf millilitres de milieu de croissance complet, en pipetant doucement le milieu sur la surface du flacon 10 fois pour dissocier les cellules.Après le comptage, diluez les cellules à une concentration de 2,5 × 10⁵ cellules par millilitre dans du milieu frais, puis transférez les cellules dans un tube à centrifuge stérile de 15 millilitres. Centrifugez pour faire précipiter les cellules, puis resuspendez le culot dans du milieu de croissance frais supplémenté avec 50 % de sérum de veau fœtal, à une concentration de 2,5 × 10⁵ cellules par 70 microlitres de milieu. Ensuite, transférez les inserts de taille de pore expérimentale appropriée depuis leur emballage dans des puits individuels d'une plaque multi-puits, puis recouvrez la plaque.Ensuite, tenant la boîte avec les deux mains, retournez délicatement la boîte jusqu'à ce que les fonds des inserts soient orientés vers le haut. Retirez le fond de la boîte. À l'aide de pinces stériles dans une main, maintenez un insert en place et utilisez l'autre main pour aspirer lentement 70 microlitres de cellules dans une pointe de micropipette.Ensuite, distribuez lentement les cellules sur la surface de ce qui constitue désormais le côté supérieur de l'insert. Après avoir ensemencé chacun des inserts, remettez soigneusement en place le fond de la boîte et incubez la boîte inversée à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone avec humidité pendant 30 à 45 minutes. À la fin de l'incubation, dans une hotte de sécurité biologique à flux laminaire, retournez soigneusement la boîte de manière à ce que les fonds des inserts soient désormais orientés vers le bas.Ensuite, immergez lentement et soigneusement le fond de chaque insert dans deux millilitres de milieu complet préchauffé, puis replacez la boîte dans l’incubateur humidifié. Après 48 heures, remplacez le milieu dans le fond de chaque puits par deux millilitres de milieu de croissance frais. Une fois le milieu complètement renouvelé, semez 2,5 × 10⁵ cellules de la deuxième population d’intérêt sur la face supérieure des inserts dans un millilitre de milieu frais, puis remettez la boîte dans l’incubateur.24, 48 et 96 heures plus tard, remplacez le milieu dans la partie supérieure de chaque insert par un millilitre de milieu complet frais. Et le milieu dans la partie inférieure de chaque puits par deux millilitres de milieu complet frais. Après 120 heures de coculture, transférez un insert à la fois dans des boîtes de culture cellulaire individuelles de 35 millimètres contenant un millilitre de PBS.Et lavez les parties inférieures et supérieures des inserts avec un millilitre de PBS. Pour recueillir les cellules cultivées sur la face inférieure de l'insert, placez les inserts par leur face inférieure dans 200 microlitres de trypsine-EDTA à température ambiante. Après deux minutes à température ambiante, arrêtez la réaction avec 800 microlitres de milieu de croissance complet.Ensuite, en tenant l'insert à un angle léger, pipeter doucement le surnageant sur la surface des cellules 10 fois, en recueillant les cellules dans la boîte. Lorsque tous les inserts ont été traités, resuspendre les cellules à une concentration de deux fois 10 à la puissance 5 cellules par millilitre de milieu de croissance. Ajouter ensuite 250 microlitres de cellules sur des lamelles de verre stériles individuelles.Placer les lamelles dans l’incubateur humidifié pendant une heure. À la fin de l’incubation, dans une hotte de sécurité biologique à flux laminaire, ajouter soigneusement deux millilitres de milieu de croissance complet dans la boîte et incuber à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone avec humidité pendant 48 heures. Ensuite, laver les cellules trois fois avec du PBS.Après le troisième lavage, fixer les cellules dans du formaldéhyde 4 % dans du PBS pendant dix minutes à température ambiante, suivi de cinq lavages avec du tampon salin au Tris. Après le dernier lavage, rendre les cellules perméables avec du Triton X-100 0,25 % supplémenté de 0,1 % de saponine pendant cinq minutes à température ambiante, puis incuber dans la solution de blocage pendant une heure à température ambiante. Ensuite, marquer les échantillons avec l'anticorps primaire d'intérêt dans la solution de blocage à quatre degrés Celsius pendant la nuit.Le lendemain matin, éliminer l'anticorps non lié par des lavages de trois minutes dans la solution de lavage, suivis d'une incubation d'une heure à température ambiante avec l'anticorps secondaire approprié dans la solution de blocage. À la fin de l'incubation, laver l'anticorps secondaire non lié comme précédemment indiqué, puis monter les lamelles sur des lames individuelles à l'aide d'un milieu de montage antifade contenant du DAPI. Sceller les bords des lamelles avec du vernis incolore.Ensuite, observer les cellules sous un grossissement de 63x avec immersion à l'huile sur un microscope inversé équipé d'une source lumineuse externe pour l'excitation en fluorescence. Ce système permet de cultiver deux populations cellulaires distinctes sur chaque face des membranes poreuses des inserts de culture cellulaire pendant au moins 120 heures, en maintenant une pureté supérieure à 99 % des populations cellulaires situées de part et d'autre de la membrane, lorsque des inserts dotés de pores de 0,4 ou d'un micron sont utilisés. Toutefois, les inserts avec des pores de trois microns sont suffisamment grands pour permettre aux cellules de migrer à travers la membrane, comme observé dans cette expérience utilisant une lignée cellulaire humaine de cancer du sein positive pour la GFP.Les inserts à pores de 0,4 micron limitent également la formation de jonctions gap fonctionnelles entre les cultures cellulaires situées de part et d'autre de l'insert, restreignant ainsi la communication aux facteurs sécrétés. En revanche, les inserts à pores de un et trois microns permettent le couplage fonctionnel des cellules par l'intermédiaire des jonctions gap, comme en témoigne le transfert de la marque fluorescente à travers la membrane dans ces cocultures. De manière importante, ce système peut être utilisé pour générer efficacement des fibroblastes associés au cancer à partir de fibroblastes diploïdes humains normaux après leur coculture avec des cellules cancéreuses du sein, comme l'indique la réduction de l'expression de la caveoline-1 sur les fibroblastes cocultivés avec les cellules cancéreuses du sein humaines.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de sélectionner des inserts dont la taille des pores est adaptée à la question étudiée. Il faut également observer la première population cellulaire sur la face inférieure de l'insert dans un milieu qui favorise leur attachement. Après cette procédure, d'autres méthodes telles que le immunoblotting, l'immunofluorescence in situ ou la plupart des autres tests cellulaires peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires concernant les modifications de l'expression protéique, les changements dans l'invasion et la migration ou les différences de réponse aux agents thérapeutiques.Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la biologie du cancer et de la biologie de la radiation pour explorer les facteurs contribuant au développement, à l'évolution du microenvironnement tumoral, et dans notre cas, à la propagation des effets néfastes des radiations ionisantes depuis les cellules ciblées par le rayonnement jusqu'aux cellules témoins à proximité. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la préparation d'une coculture mixte de cellules, du maintien de la coculture, et de la récupération de populations cellulaires enrichies de haute pureté à partir de la coculture pour des analyses ultérieures. N'oubliez pas que le travail avec des souches ou des lignées cellulaires humaines peut présenter des risques, et que des équipements de protection individuelle adéquats doivent être portés, tout en respectant scrupuleusement les réglementations de biosécurité appropriées lors de la réalisation de cette procédure.Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.

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A Mimic du microenvironnement de la tumeur: Une méthode simple pour générer des populations de cellules enrichies et enquête intercellulaire Communication (Vidéo) | JoVE Journal

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