Name: Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 41 s
Description: Découvrez un système de télémétrie sans fil bidirectionnel pour l'enregistrement et la stimulation neuronale chez des rats en comportement libre. Cette méthode permet d'étudier les relations causales entre l'activation cérébrale et le comportement.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail a été soutenu par une subvention de recherche de la Fédération allemande des Associations de recherche industrielle (AiF ; numéro de licence : KF2780403JL3).

tous les protocoles et les expériences ont été conformément aux directives européennes actuelles (2010/63/UE) et approuvé par les autorités régionales (Regierungspräsidium Gießen, MR 20/35 Nr.25/2015).
 1. animaux <ol><li>maison adultes rats Wistar mâles (200-250 g) par groupes de 3-4 au moins une semaine avant la chirurgie afin de permettre l’acclimatation à des conditions de laboratoire standard.</li>
	<li>Deux jours après la chirurgie, des rats de maison par paires. Couvrir les cages unique avec couvercle acrylique haute. Éviter les couvercles conventionnels en grille métallique puisque les implants peuvent se coincer, augmentant le risque qu’ils deviennent endommagée et/ou instable pendant la durée du.</li>
</ol> 2. La chirurgie stéréotaxique <ol><li>avant de commencer l’intervention, organiser et préparer les équipements et matériaux suivants : <ol><li>obtenir du matériel chirurgical stérile composé de ciseaux stériles, émoussé-fin forceps, spatules, chirurgicales coupe-ongles, fraise dentaire et coton bourgeons.</li> <li>obtenir des médicaments et substances chimiques, y compris l’isoflurane, xylocaïne, chlorhydrate de tramadol, salve d’oeil dexpantenol, peroxyde d’hydrogène 3 %, povidone iode et 70 % éthanol.</li>
		<li>Obtenir du matériel de fixation y compris les vis en acier inoxydable, résine acrylique, colle UV et protecteur de la cap.</li>
		<li>Obtenir une unité de la microélectrode, consistant en (i) une seule électrode d’enregistrement (quartz verre isolé microélectrode platine tungstène, avec forme de la pointe conique, diamètre extérieur : 80 µm, pointe conique, impédance à 1 kHz : 500 kOhms) ou une tétrode (verre de quartz isolation platine/tungstène 4 cœurs avec des microélectrodes, diamètre extérieur : 100 µm, pointe conique, impédance à 1 kHz : 500-800 kOhm) ; (ii) une électrode de stimulation (fil de platine/iridium (90 % de platine, 10 % d’iridium), core diamètre 125µm, diamètre extérieur 150 µm, impédance &#60; 10 kOhm) reliée à une plaque de contact et (iii) une électrode de référence de fil de platine (diamètre de l’arbre, 100 µm ; figure 1 a).</li>
		<li>Obtenir porte-électrodes collées avec de la colle soluble dans l’eau à l’unité de la microélectrode et testé pour une fonctionnalité au moins 2 h à l’avance ( Figure 1 b).</li>
		<li>Obtenir un système captif classique composé d’un préamplificateur différentiel, un amplificateur et un passe-bande filtre amplificateur pour enregistrements.</li>
		<li>Obtenir des éléments supplémentaires, tels que gants, chauffage pad, seringues et sérum physiologique.</li>
		<li>Obtenir les cages maison (L x l x h : 42 cm x 26 cm x 38 cm).</li>
	</ol></li> <li>Procédure Remarque : implantation d’électrode est effectuée pendant une chirurgie stéréotaxique conventionnelle sous anesthésie isoflurane.
	<ol><li>Faire en sorte que l’expérimentateur porte des gants, un masque chirurgical et blouse.</li>
		<li>Lancer anesthésie plaçant l’animal dans une chambre à induction (isoflurane 4 à 5 %, le débit d’oxygène 1 L/min, durée environ 5 min).</li>
		<li>Test de perte de réflexes (réflexes de queue et les orteils) avec une pince pour confirmer une anesthésie profonde.</li>
		<li>Placer la tête de l’animal dans un masque d’anesthésie fixé autour du bar de l’incisive supérieure du cadre stéréotaxique et ajuster l’anesthésie (isoflurane 2 à 3 %, débit d’oxygène 0,7 à 0,8 L/min).</li>
		<li>Difficulté et aligner horizontalement l’animal &#39; s la tête dans l’appareil stéréotaxique utilisant des barres d’oreilles et incisive supérieure barre</li>
		<li>Raser le champ opératoire à l’aide de tondeuses chirurgicales ou ciseaux et stériliser avec la povidone iodée.</li>
		<li>Placer l’animal sur un coussin chauffant pour éviter l’hypothermie et de traiter les yeux avec dexpantenol salve d’oeil pour les empêcher de sécher.</li>
		<li>Injection de xylocaine (0,3 à 0,4 mL, par voie sous-cutanée, l.c.) dans le centre du champ chirurgical.</li>
		<li>Test pour la perte des réflexes encore.</li>
		<li>Faire une petite incision (1,5 cm) avec un scalpel au milieu du champ opératoire pour exposer le crâne. Séparer la peau doucement et retirer le tissu résiduel à l’aide de pinces, ciseaux et spatule.</li>
		<li>Nettoyer soigneusement le crâne à l’aide de peroxyde d’hydrogène-enduit cotons-tiges.</li>
		<li>Percer les 4-5 petits trous (4,7 mm) dans le crâne pour la fixation des vis en acier inoxydable.</li>
		<li>Le titulaire de la microélectrode unité/électrode au préamplificateur et fixez l’au micromanipulateur stéréotaxique ( Figure 1 b et 1C).</li>
		<li>Percer un trou (environ 7 mm) dans le crâne au-dessus de la zone cible en utilisant les coordonnées d’un atlas du cerveau selon l’animal utilisé. Dans la présente étude, les extrémités des électrodes qui vise le colliculus inférieur en utilisant les coordonnées suivantes, avec le bregma agissant comme la référence du poste : antérieur/postérieur, &#8722; 8,8 mm ; Medial/lateral, 1,5 mm ; et dorsale/ventrales, 3,5 mm 14.</li>
		<li>Absorber n’importe quel sang avec des cotons-tiges.</li>
		<li>Introduire verticalement l’unité microélectrode jusqu'à ce que la pointe de l’électrode atteint la zone cible.</li>
		<li>Placer le câble de terre le long des vis inox et sous la peau.</li>
		<li>Moniteur doper l’activité et soigneusement ajuster les électrodes avec micromanipulateur jusqu'à arriver à une zone de neurones actifs dans la structure cible et détecter l’activité neuronale avec un rapport signal-bruit adapté pour spike tri.</li>
		<li>Fixer l’unité microélectrode le crâne avec de la colle UV et couvrir la plaque de contact et les vis avec de la résine acrylique.</li>
		<li>Injecter de sérum physiologique (i.p. 1 mL) et le tramadol (25 mg/kg, s.c.) pour prévenir la déshydratation et assurer une analgésie post-opératoire, respectivement.</li>
		<li>Débranchez l’appareil de la microélectrode du porte-électrode à l’aide d’une brosse trempée dans l’eau.</li>
		<li>Stop anesthésie, retirez soigneusement rat du cadre stéréotaxique. Débranchez le préamplificateur de la microélectrode unité</li>
		<li>Se connecter à la protection de cap sur l’unité de la microélectrode implantée et débranchez-le uniquement pendant les procédures expérimentales.</li>
		<li>Garder les animaux en couples dans la maison-cage dès le deuxième jour après la chirurgie.</li>
		Comportement <li>animaux moniteur quotidiennes pour infection de la plaie possible, poids, état de santé et générales pour une période de 7 jours après la chirurgie. Après cette période de récupération, effectuer en vivo électrophysiologie et expériences comportementales. 
		Remarque : L’intervention chirurgicale dure entre 60 à 90 min. Pendant la chirurgie, réflexes de coup de queue doivent être surveillées de façon continue et anesthésie ajusté, si nécessaire.</li>
	</ol></li></ol> 3. In Vivo Électrophysiologie <ol><li>équipement et la procédure Remarque : enregistrements électrophysiologiques et la stimulation sont effectuées à l’aide de la SSC.
	<ol><li>Obtenir une étape de tête avec un préamplificateur intégré et connecté à la batterie (canaux d’enregistrement quatre ; enregistrement plage d’entrée analogique : 0-12 mV crête à crête ; sortie de stimulation : ±625 µA ; L x l x h : 24 x 22 x 12 mm ; Poids : 6 g sans batterie, 12 g avec batterie ; batterie en cours d’exécution temps jusqu'à 1 h). Cette étape de tête est apte à être connecté directement à l’unité de la microélectrode implantée via un connecteur multipolaire miniature ( Figure 2).</li>
		<li>Obtenir une batterie (lithium ion batterie, 3,7-4,2 V DC, 230 mAh, 27 mm x 20 mm x 6 mm, temps de fonctionnement 1 h) monté sur le toit de la scène de tête ( Figure 2). Si nécessaire utiliser la batterie rechargeable de rechange avec une capacité de 450 mA pour le temps de fonctionnement environ 2,5 h. Veillez à ce qu’une lumière verte s’allume au stade de la tête alors que la batterie est branchée dessus.</li>
		<li>Obtenir un ARVA (émetteur-récepteur) connecté à un ordinateur via un port USB standard et permet un fonctionnement sans fil jusqu'à 5 m ( Figure 2E).</li>
		<li>Obtenir un ordinateur personnel avec le logiciel SSC pour la stimulation électrique et l’enregistrement de l’activité neuronale ( Figure 3 et Figure 4 ).</li>
		<li>Obtenir un préamplificateur captif et un système d’acquisition de données utilisé pendant l’intervention (voir point 2.1.5) pour les enregistrements et un générateur d’impulsion pour la stimulation, afin de comparer l’efficacité de la SSC en éveillé les rats une semaine après la chirurgie. 
		Remarque : La stimulation électrique est fournie et extracellulaire activité de neurones individuels est consignée de la même unité de la microélectrode implantée en utilisant les deux systèmes. Les paramètres de stimulation (intensité du courant, pouls et fréquence) doivent être ajustées à chaque animal selon la région du cerveau ciblée. Dans la présente étude, un 150-250 µA, 2500 Hz courant a été utilisé pour stimuler le colliculus inférieur.</li>
	</ol></li> <li>Behavioral analyses Remarque : une fois qu’aucune barrière métallique n’est introduit entre le transmetteur et le stade tête animal, le SSC est applicable à un large éventail de tâches comportementales. Comme tests de comportements exemplaires, il a été utilisé dans le champ Ouvrir pour mesurage de l’activité générale du comportementale et sur l’élévation plus labyrinthe, un test standard pour évaluer le comportement de type anxiété dans rongeurs 15. Une caméra vidéo a été placée centralement au-dessus de plein champ et élevée plus le labyrinthe pour enregistrements comportements.
	<ol><li>Avant des tests comportementaux, gérer chaque animal sur trois jours consécutifs (5 min par jour). Avant chaque période de manutention connecter le stade tête avec la batterie à l’unité de la microélectrode implantée précédemment. N’effectuez aucun enregistrement ou stimulation pendant la manutention de.</li>
		<li>Plein champ <ol><li>Placer le rat au centre du champ ouvert (40 x 40 cm x 40 cm ; rouge clair ~ 30 Lux) et lui permettre d’explorer l’appareil pendant au moins 5 min sous enregistrement neuronal.</li>
			<li>Déterminer le seuil de l’évasion - intensité du courant minimal produisant en cours d’exécution ou en sautant. Dans la présente étude, offrir une stimulation de 2500 Hz haute fréquence (largeur d’impulsion : 100 µs ; intervalle de pulsation : 100 µs) pour le colliculus inférieur à intervalles de 1 min, augmentant l’intensité du courant de 20-50 µA étapes jusqu'à ce que les rats ont montré échappent comportement.</li>
			<li>Retourner le rat à sa cage maison, nettoyer le champ ouvert (solution d’acide acétique 0,1 %) et sécher it. 
			Remarque : Afin de comparer l’efficacité de la stimulation de la TWS avec le traditionnel système captif la procédure décrite ci-dessus a été réalisée en utilisant les deux systèmes.</li>
		</ol></li> <li>Élevée plus labyrinthe Remarque : le labyrinthe en plus utilisé dans ces expériences a été fait d’acrylique gris et se composait de deux bras ouverts (50 cm long x 10 cm de large) et deux fermés bras (50 cm long x 10 cm de large, avec de hauts murs de 40 cm) que prolongée d’un pla Centre TForm élevée 50 cm au-dessus de l' étage 16.
		<ol><li>Placer le rat dans le centre de la façade plus-labyrinthe vers un bras ouvert et lui permettre d’explorer librement l’appareil sous un enregistrement continu pendant 5 min.</li>
			<li>Enregistrer le nombre d’entrées dans, et le temps passé dans les bras ouverts et fermés sur une période de 5 min.</li>
			<li>Retourner le rat à sa cage maison, propre (solution d’acide acétique 0,1 %) et de sécher le labyrinthe avant chaque test.</li>
		</ol></li> <li>Perfusion et histologie <ol><li>anesthésier le rat avec xylazine/kétamine (150 mg/kg et 100 mg/kg, respectivement ; i.p.).</li>
			<li>Connecter l’unité de l’électrode implantée sur le câble de stimulation et d’appliquer une stimulation électrique (courant intensité 50 µA, largeur d’impulsion : 100 µs ; intervalle de pulsation : 100 µs) pendant 90 s afin de produire une petite lésion autour de la pointe de l’électrode.</li>
			<li>, Débranchez le câble de stimulation et perfuse l’animal par le ventricule gauche avec sérum physiologique puis 200 mL de paraformaldéhyde à 4 % dans un tampon phosphate de sodium 0,1 M, pH 7,3 (pour une description détaillée, voir référence 17 ).</li>
			<li>Enlever le cerveau et plongez-le pendant 4 h dans le fixateur frais à 4 ° C.</li>
			<li>S’assurer que la température de la chambre principale cryostat est à -20 ° C.</li>
			<li>Geler le cerveau sur la glace sèche et les couper en 50 µm coronale sériées à l’aide d’un cryostat.</li>
			<li>Tacher les sections avec cresylviolet afin de repérer les positions de la pointe de l’électrode, selon l’atlas de Paxinos et Watson 14.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Rao, R. P., Mielke, F., Bobrov, E., Brecht, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vocalization-whisking+coordination+and+multisensory+integration+of+social+signals+in+rat+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Vocalization-whisking coordination and multisensory integration of social signals in rat auditory cortex.</a> Elife. 3, e03185(2014).</li>
<li>Tseng, W. T., Yen, C. T., Tsai, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+bundled+microwire+array+for+long-term+chronic+single-unit+recording+in+deep+brain+regions+of+behaving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A bundled microwire array for long-term chronic single-unit recording in deep brain regions of behaving rats.</a> J. Neurosci. Methods. 201 (2), 368-376 (2011).</li>
<li>Ball, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+scope%3A+a+user-configurable+digital+wireless+telemetry+system+for+freely+behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Rodent scope: a user-configurable digital wireless telemetry system for freely behaving animals.</a> PLoS One. 9 (2), e89949(2014).</li>
<li>Chien, C. N., Jaw, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniature+telemetry+system+for+the+recording+of+action+and+field+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Miniature telemetry system for the recording of action and field potentials.</a> J. Neurosci. Methods. 147 (1), 68-73 (2005).</li>
<li>Hawley, E. S., Hargreaves, E. L., Kubie, J. L., Rivard, B., Muller, R. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Telemetry+system+for+reliable+recording+of+action+potentials+from+freely+moving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Telemetry system for reliable recording of action potentials from freely moving rats.</a> Hippocampus. 12 (4), 505-513 (2002).</li>
<li>Alam, M., Chen, X., Fernandez, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+low-cost+multichannel+wireless+neural+stimulation+system+for+freely+roaming+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neural.+Eng%22%5BJournal%5D)">A low-cost multichannel wireless neural stimulation system for freely roaming animals.</a> J. Neural. Eng. 10 (6), 066010(2013).</li>
<li>Xu, S., Talwar, S. K., Hawley, E. S., Li, L., Chapin, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multi-channel+telemetry+system+for+brain+microstimulation+in+freely+roaming+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A multi-channel telemetry system for brain microstimulation in freely roaming animals.</a> J. Neurosci Methods. 133 (1-2), 57-63 (2004).</li>
<li>Angotzi, G. N., Boi, F., Zordan, S., Bonfanti, A., Vato, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+programmable+closed-loop+recording+and+stimulating+wireless+system+for+behaving+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">A programmable closed-loop recording and stimulating wireless system for behaving small laboratory animals.</a> Sci. Rep. 4, 5963(2014).</li>
<li>Ativanichayaphong, T., He, J. W., Hagains, C. E., Peng, Y. B., Chiao, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+combined+wireless+neural+stimulating+and+recording+system+for+study+of+pain+processing%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A combined wireless neural stimulating and recording system for study of pain processing.</a> J. Neurosci. Methods. 170 (1), 25-34 (2007).</li>
<li>Ye, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+portable+telemetry+system+for+brain+stimulation+and+neuronal+activity+recording+in+freely+behaving+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A portable telemetry system for brain stimulation and neuronal activity recording in freely behaving small animals.</a> J. Neurosci. Methods. 174 (2), 186-193 (2008).</li>
<li>Brandão, M. L., Tomaz, C., Leão-Borges, P. C., Coimbra, N. C., Bagri, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defense+reaction+induced+by+microinjections+of+bicuculline+into+the+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Defense reaction induced by microinjections of bicuculline into the inferior colliculus.</a> Physiol Behav. 44, 361-365 (1988).</li>
<li>Brandão, M. L., Melo, L. L., Cardoso, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+defense+in+the+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of defense in the inferior colliculus.</a> Behav Brain Res. 58, 49-55 (1993).</li>
<li>Melo, L. L., Cardoso, S. H., Brandão, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antiaversive+action+of+benzodiazepines+on+escape+behavior+induced+by+electrical+stimulation+of+the+inferior+colliculus%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Antiaversive action of benzodiazepines on escape behavior induced by electrical stimulation of the inferior colliculus.</a> Physiol Behav. 51, 557-562 (1992).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+rat+brain+in+stereotaxic+coordinates%22">The rat brain in stereotaxic coordinates</a>. , 3rd ed, Academic Press. San Diego, CA. (2007).</li>
<li>Walf, A. A., Frye, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+the+elevated+plus+maze+as+an+assay+of+anxiety-related+behavior+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">The use of the elevated plus maze as an assay of anxiety-related behavior in rodents.</a> Nat. Protoc. 2 (2), 322-328 (2007).</li>
<li>Pellow, S., Chopin, P., File, S. E., Briley, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+open%3Aclosed+arm+entries+in+an+elevated+plus-maze+as+a+measure+of+anxiety+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Validation of open:closed arm entries in an elevated plus-maze as a measure of anxiety in the rat.</a> J Neurosci Methods. 14, 149-167 (1985).</li>
<li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> J. Vis. Exp. (65), e3564(2012).</li>
<li>Merrill, D. R., Bikson, M., Jefferys, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+stimulation+of+excitable+tissue%3A+design+of+efficacious+and+safe+protocols%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Electrical stimulation of excitable tissue: design of efficacious and safe protocols.</a> J Neurosci Methods. 141, 171-198 (2005).</li>
<li>Ewing, S. G., Porr, B., Riddell, J., Winter, C., Grace, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SaBer+DBS%3A+A+fully+programmable%2C+rechargeable%2C+bilateral%2C+charge-balanced+preclinical+microstimulator+for+long-term+neural+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">SaBer DBS: A fully programmable, rechargeable, bilateral, charge-balanced preclinical microstimulator for long-term neural stimulation.</a> J Neurosci Methods. 213, 228-235 (2013).</li>
</ol>

Les co-auteurs Uwe Thomas et Sascha Thomas sont les propriétaires de « Thomas enregistrement GmbH », qui développe des produits utilisés dans cette étude et relation avec le thème de recherche générale décrit dans cet article. En outre, le co-auteur Dirk Hoehl reçoive un revenu de « Thomas enregistrement GmbH ». Ils peuvent bénéficier financièrement de cette circonstance si l’entreprise réussit à commercialiser ses produits qui sont associés à cette recherche. L’équipement « Thomas RECORDING » utilisé dans cette étude a été consacrée au département des neurosciences comportementales, expérimentale et la psychologie biologique - Philipps Universität Marburg sans aucun frais.

Ici, un système sans fil accessible en enregistrement et stimulation des études électrophysiologiques et comportementales en se déplaçant librement les animaux a été présenté. La SSC a été validé lors d’essais de comportements utilisant le colliculus inférieur comme un modèle de structure. L’approche de la SSC a plusieurs avantages par rapport à celles qui existent déjà. Tout d’abord, le système utilise une seule TWS tête-scène mobile équipée d’un préamplificateur et une batterie rechargeable, ce qui permet des enregistrements à long terme stables pendant 1 h avec la même batterie et activités sans fil à distance pour jusqu'à 5 m. en second lieu, le stade tête TWS est léger et compact, pesant 12 g, y compris la batterie et a été développé afin d’empêcher le rat de retrait de la phase de tête et de mâcher les fils. Il a été bien toléré par les animaux depuis aucun impact sur le répertoire comportemental animal´s avec et sans la TWS scène tête a été observée, ce qui rend le système applicable à un large éventail de tâches comportementales. Troisièmement, le système transmet en temps réel. Quatrièmement, par enregistrement bidirectionnel simultané et stimulation de l’activité neuronale, le système fournit un outil sophistiqué afin d’évaluer les relations causales entre l’activation des modes spécifiques du cerveau et comportement, surmontant ainsi les lacunes des systèmes unidirectionnels. Cette caractéristique rend la méthode particulièrement utile pour le domaine de la stimulation cérébrale profonde, nécessitant généralement une évaluation précise, suivi et ajustement des paramètres de stimulation au cours d’expériences comportementales à long terme. Enfin, une unité de la microélectrode chroniquement implantable a été développée avec enregistrement intégré, la stimulation et l’électrode de référence qui peut être facilement implanté au cours d’une chirurgie stéréotaxique classique. De ce point de vue, le SSC est un système sans fil intégré qui augmente la reproductibilité des expériences de stimulation et d’enregistrement. La qualité de l’enregistrement de la SSC s’est avérée être similaire à la qualité d’enregistrement fournie avec un système d’enregistrement par câble disponible dans le commerce (voir Figure 5).
Il est notoire que la stimulation électrique du colliculus inférieur chez le rat provoque claire évasion comportement caractérisé en exécutant ou en sautant, qui imite les réactions de peur stimulés par les défis environnementaux11,12, 13. Ce comportement a été induit dans la présente étude en stimulant le colliculus inférieur à l’aide de la TWS ou le traditionnel système captif. Afin de tester l’efficacité de la stimulation de la TWS, les seuils d’échappement – intensité minimale actuelle production en cours d’exécution ou en sautant – ont été comparées en utilisant les deux systèmes. Les rats avec le stade tête TWS sont capables de courir vite, sauter et grimper hors du champ ouvert, c'est-à-dire afficher un comportement typique d’évasion, avec une plus grande liberté de mouvement. Ce qui est important, les seuils d’échappement étaient semblables par rapport au système traditionnel de captif. Ensemble, un paradigme plutôt difficile a servi à tester la résistance de la TWS, dont il a maîtrisé de manière tracas.
La SSC est également adapté pour les expériences de stimulation électrique chronique depuis l’unité de la microélectrode implantée permet l’utilisation chronique. La SSC permet d’ajuster les paramètres actuels de stimulation très précisément de manière à détecter avec précision la fréquence et la quantité de courant de stimulation qui est efficace pour susciter une réaction comportementale. En outre, le même animal est stimulé avec le seuil actuel de même 3 jours plus tard et la même réponse comportementale souhaitée a été obtenue. Ceci suggère que le tissu autour de l’électrode de stimulation n’était pas endommagé par le courant de stimulation qui exige habituellement des amplitudes de courant de stimulation accrue avec des stimulations répétées pour obtenir la même réponse comportementale.
En outre, il est possible de réduire le temps expérimental considérablement car le TWS micro-stimulateur met à jour les paramètres de stimulation en temps réel lorsque l’expérimentateur les changements dans l’interface utilisateur graphique. Autres stimulateurs électriques19 utilisé pour recherche préclinique besoin d’être reprogrammée pour mise à jour du paramètre de stimulus. Dans ces cas, le dispositif est programmé en attachant l’animal via un câble à une unité de programmation. Ce n’est pas requis lorsque vous utilisez le SSC.
Enfin, la batterie est fixée au dessus de la scène tête TWS et reliés électriquement à la scène tête via un connecteur à aimant deux broches pour l’échange facile de la batterie. L’avantage est que, pendant l’expérience, il est possible de changer la batterie sans déconnecter la scène tête TWS de l’unité de l’électrode implantée, qui est beaucoup plus confortable pour l’animal. Au cours de la présente étude, nous avons utilisé une batterie dont durée de fonctionnement est seulement de 1 h. Dans le cas où l’expérience prend plue de 1 h, il est recommandé d’avoir une batterie supplémentaire disponible. La SSC peut être connecté à batteries rechargeables de remplacement avec une capacité de (i) 230 mA pour la durée de fonctionnement de 1 h ou (ii) 450 mA pour le temps de fonctionnement environ 2,5 h. Les deux types de piles peuvent être entièrement rechargées en 15 min.
En résumé, la présente étude décrit le fonctionnement de TWS conçu pour la stimulation neurale et enregistrement à partir d’agir librement des petits animaux. Un ensemble complètement intégré d’unité de microélectrodes implantable, scène tête, récepteur et le logiciel est présenté ainsi. La qualité de l’enregistrement sans fil et de la stimulation est similaire à ce que de l’attaché d’enregistrement système avec l’avantage d’être plus confortable, léger et sans danger à l’animal. Par conséquent, TWS peut servir à remplacer le système captif, car elle ne restreint pas la mobilité de l’animal et fournit une méthode flexible pour contrôler la stimulation et l’enregistrement neuronaux dans des circonstances où les autres approches serait difficile, voire impossible. TWS peut donc s’avérer un outil important pour enquêter sur l’activité comment électrique dans les circuits neurones définies génère certaines formes de comportement, une question fondamentale en neurosciences.

Une question fondamentale en neurosciences est une activité comment électrique dans les circuits neurones définies génère certaines formes de comportement. In vivo électrophysiologie est une technique puissante pour répondre à cette question, en fournissant un outil pour enregistrer ou stimuler l’activité électrique du cerveau, tandis que les animaux est exécuter certaines tâches comportementales. Cependant, les systèmes actuels dépendent fréquemment câble captif enregistrements1,2, probablement restreindre la mobilité et à prévenir pleine expression du répertoire comportemental animal´s. Par ailleurs, principalement les systèmes unidirectionnels sont utilisés, permettant un enregistrement3,4,stimulation de5 ou6,7 de l’activité neuronale, mais ne pas au même moment ou même cible, ce qui en fait difficile de démêler les relations causales entre l’activation des modes spécifiques du cerveau et le comportement. Seulement quelques sans fil, systèmes bidirectionnels en vivo préparatifs sont actuellement disponibles. Cependant, elles sont généralement lourdes (40 à 50 g) et se composent de deux portables unités distinctes, c'est-à-dire une étape en tête et un sac à dos branché pour alimentation axée sur la batterie d’alimentation8,9,10, rendant moins flexible et augmentant le risque de déconnexion du câble par exemple pendant le toilettage de comportement. Aucun des systèmes sans fil susmentionnées offrent des unités de microélectrodes implantable pour capter un concept intégré complet de l’activité neuronale au cours de comportement éthologique valide complet haute reproductibilité des conditions expérimentales.
Ici, un nouveau réseau sans fil, dispositif bidirectionnel pour les enregistrements de in vivo et la stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des rats est introduit. Le système de Wireless Thomas (TWS) opère à travers une seule amovible tête phase qui peut transmettre l’activité multicanal en utilisant jusqu'à quatre canaux d’enregistrement indépendant et peut être ciblée pour la stimulation électrique cérébrale en temps réel. En outre, une unité de microélectrodes implantable chroniquement compatible avec le SSC a été développée qui permet la stimulation neurale et enregistrement. Une interface utilisateur graphique du logiciel TWS, d’enregistrement et de la stimulation est également présentée. Cette étude décrit l’implémentation de validation et in vivo de l’ensemble du dispositif.
Afin de valider le système SSC le colliculus inférieur a été choisi comme une structure neurale cible car une réponse comportementale manifeste peut être provoquée par sa stimulation électrique. Il est bien connu que la stimulation électrique du colliculus inférieur provoque inconditionnées « peur-like » réponses comportementales chez les rats, comme vivacité d’esprit, des postures sur le côté, courbement du dos, gel et comportement de fuite (vol). Ce modèle de réponse imite des réactions de crainte évoquée par les problèmes environnementaux, comme un fait dommageable perçue, l’attaque ou la menace pour la survie de12,11,13. On a supposé que l’être capable de susciter un tel comportement clair et non équivoque fournirait un véritable défi à la SSC.

<table><tbody><tr><td>Thomas Wireless System (TWS) version 2.0</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN001165</td><td>Le Thomas Wireless System (TWS) version 2.0 est un système de télémétrie multicanal portable avec un ordinateur portable, un système d’exploitation Microsoft Windows préinstallé et un logiciel de contrôle TWS. Le TWS comprend : 4 canaux à faible bruit ; et amplificateur principal programmable à bande passante fixe, constante à canal unique. stimulateur de courant pour l’application d’impulsions de courant biphasiques, microstimulateur programmable par logiciel, système de connecteur implantable et une unité de tête de base pour le montage sur un animal. Le système est livré avec un émetteur-récepteur avec connexion au port USB pour les ordinateurs portables ou les ordinateurs personnels de bureau, le logiciel de contrôle fonctionnant sous le système d’exploitation Microsoft Windows. Le système TWS peut être utilisé pour la stimulation neuronale extracellulaire et l’enregistrement chez de petits animaux au comportement libre (par exemple, des rats, des cochons d’Inde). Ce système peut également être adapté pour être utilisé chez des animaux plus grands (par exemple les primates).</td></tr><tr><td>Logiciel pour le système sans fil Thomas (TWS)</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>inclus en AN001165</td><td>Le logiciel pour le système sans fil Thomas fonctionne sous le système d’exploitation Microsoft Windows et fournit l’interface utilisateur graphique (GUI) pour le système sans fil Thomas (TWS). L’interface graphique TWS offre un contrôle complet des fonctions TWS : enregistrement à 4 canaux et stimulation à 1 canal.</td></tr><tr><td>Tétrode implantable pour l’enregistrement (4 canaux) et la stimulation (monocanal)</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN001132</td><td>Tétrode implantable pour l’enregistrement (4 canaux) et la stimulation (monocanal) à utiliser avec les systèmes sans fil Thomas (TWS). Spécifications de la tétrode : matériau de la fibre de tétrode : fibre de platine isolée en verre de quartz, fibre de tungstène de tétrode isolée en verre de quartz, diamètre extérieur de la fibre de tétrode : 100&micro ; m, forme de pointe D, impédance 0,5-0,8MOHm ; Électrode de référence : forme de la pointe : D ; Impédance : 300-500kOhm ; Matériau : platine/tungstène isolé en verre de quartz ; Spécification de l’électrode de stimulation : matériau de la fibre : platine / iridium, diamètre : 125 & micro ; m, isolé en laque, forme de la pointe : D, impédance : < 10kOhm, les dimensions de l’électrode peuvent être spécifiées par l’utilisateur final</td></tr><tr><td>Microélectrode implantable pour l’enregistrement (monocanal) et la stimulation (monocanal)</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN001118</td><td>Microélectrode implantable pour l’enregistrement (monocanal) et la stimulation (monocanal) pour une utilisation avec Thomas Wireless Systems (TWS). Spécifications de l’électrode : matériau de la fibre d’électrode : fibre de tungstène de platine isolée en verre de quartz, Diamètre extérieur de la fibre d’électrode : 80 & micro ; m/250&micro ; m (veuillez préciser), forme de pointe D, impédance 0,5-0,8MOHm ; Électrode de référence : forme de la pointe : D ; Impédance. 300 à 500 kOhm ; Matériau : platine/tungstène isolé en verre de quartz ; Spécification de l’électrode de stimulation : matériau de la fibre : platine / iridium, diamètre : 125 & micro ; m, isolé en laque, forme de la pointe : D, impédance : < Support 10kOhm</td></tr><tr><td>pour l’implantation d’électrodes</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN000838</td><td>Tige métallique pliée spéciale pour l’implantation de microélectrodes pour les porte-électrodes standard. La tige sert à maintenir une électrode implantable. L’électrode implantable est fixée à la tige à l’aide d’une colle spéciale soluble dans l’eau Thomas RECORDING (AN001080). (Le porte-électrode n’est pas inclus)</td></tr><tr><td>Alimentation à accumulateur de rechange pour le système sans fil Thomas (3,7V/230mAh)</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN001208</td><td>Batterie rechargeable de remplacement (accumulateur) pour le système sans fil Thomas d’une capacité de 230 mA pour une durée de fonctionnement d’environ 1 heure. (taille : 27 mm x 20 mm x 6 mm, poids environ 6 g)</td></tr><tr><td>Alimentation à accumulateur de rechange pour le système sans fil Thomas (3,7V/450mAh)</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN001209</td><td>Batterie rechargeable de remplacement (accumulateur) pour le système sans fil Thomas d’une capacité de 450mA pour plus de 1h de fonctionnement. (taille : 48 mm x 30 mm x 4 mm, poids environ 11 g)</td></tr><tr><td>Chargeur d’accumulateur pour accumulateur rechargeable Thomas Wireless System (TWS)</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN001207</td><td>Chargeur alimenté par secteur pour les accumulateurs rechargeables Thomas Wirless System (TWS) (AN001209 et AN001209)</td></tr><tr><td>Colle soluble dans l’eau</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN001080</td><td>La colle d’électrode soluble dans l’eau Thomas RECORDING est un produit spécialement sélectionné pour être utilisé avec des microélectrodes implantables dans la recherche neuroscientifique. Ses propriétés uniques assurent une connexion rigide entre l’électrode et le dispositif de montage, bien qu’il soit facilement amovible à l’eau chaude. La colle à électrode soluble dans l’eau Thomas RECORDING peut être utilisée prête à l’emploi, sans aucune préparation fastidieuse. La colle d’électrode soluble dans l’eau Thomas RECORDING n’est pas nocive pour l’homme, les animaux ou l’environnement. Quantité : 1 boîte de 10 grammes</td></tr><tr><td>Préamplificateur différentiel miniature</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN000329</td><td>Le préamplificateur différentiel miniature, modèle MDPA-2 est un préamplificateur d’entrée différentielle à 2 canaux conçu pour les enregistrements à faible bruit à partir de tissus excitables. Il est destiné à l’enregistrement extracellulaire en conjonction avec l’implantation de microélectrodes implantables pour des applications animales en mouvement libre avec le système sans fil Thomas (TWS). Le préamplificateur différentiel miniature à 2 canaux (MDPA-2) est connecté aux microélectrodes implantables pour fournir l’étage d’amplification initial décuplé. Idéalement, les électrodes en platine/tungstène isolées en verre de quartz Thomas RECORDING sont utilisées pour obtenir des résultats d’enregistrement optimaux avec des amplitudes de signal élevées et de faibles niveaux de bruit. Le MDPA-2 dispose d’entrées supplémentaires d’électrodes de masse et de référence.</td></tr><tr><td>Câble de raccordement</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN000330</td><td>Câble de raccordement pour connecter le préamplificateur différentiel Thomas Miniature (MDPA-2) à un amplificateur principal et à une alimentation à accumulateur.</td></tr><tr><td>Alimentation rechargeable pour le préamplificateur miniature</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN000328</td><td>Alimentation à accumulateur rechargeable pour le préamplificateur différentiel miniature (MDPA-2).</td></tr><tr><td>Chargeur d’accumulateur (US)</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN000167</td><td>Chargeur d’accumulateur pour le AN000328 d’alimentation (connecteur de prise de courant US)</td></tr><tr><td>Chargeur d’accumulateur (EU)</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN000168</td><td>Chargeur d’accumulateur pour le AN000328 d’alimentation (connecteur de prise de courant UE)</td></tr><tr><td>Préamplificateur différentiel/amplificateur principal/filtre passe-bande</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN000677</td><td>L’amplificateur principal TREC AC (LabAmp-03) est un amplificateur principal différentiel monocanal pour des applications neurophysiologiques (par exemple, l’enregistrement extracellulaire avec des microélectrodes). Cet instrument est conçu pour fonctionner avec le préamplificateur différentiel miniature, modèle MDPA-2. Le canal unique du LabAmp-03 contient un étage d’amplification différentiel à gain élevé et à faible bruit, suivi de filtres basse fréquence et haute fréquence. L’amplificateur dispose de deux amplificateurs de filtre différents, d’un filtre SUA (Single Unit Activity) &ndash ; amplificateur et un amplificateur à filtre de potentiel de champ local (LFP), tous deux sont connectés en parallèle dans le chemin du signal. Le mode d’enregistrement offre deux niveaux de gain du signal (x10, x100) dans un premier étage et 4 niveaux supplémentaires (x5, x10, x25 et x50) dans un dernier étage d’amplification. Chaque amplificateur a des caractéristiques passe-bande différentes pour l’activité unitaire (SUA) 500Hz&hellip ; 20kHz et potentiels de champ local (LFP) 0,1Hz&hellip ; 140Hz. Un moniteur audio et un discriminateur de fenêtre sont intégrés dans l’appareil. Le LabAmp-03 dispose d’un moniteur audio intégré avec haut-parleur. Cette unité assure la reproduction audio des signaux électrophysiologiques. L’unité combine un amplificateur audio dans un boîtier compact et robuste. Ceci est particulièrement adapté à la surveillance de l’activation neuronale et des contractions musculaires. L’entrée du moniteur audio est connectée en interne à la sortie de l’amplificateur SUA-Filter. Le LabAmp-03 est livré avec une alimentation externe pour une plage de tension de fonctionnement sur secteur de 100-240V AC/50-60Hz.</td></tr><tr><td>Oscilloscope USB</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN001096</td><td>USB PC Oszilloskop, 2 Kanal. Cet oscilloscope PC à 2 canaux est parfaitement adapté à une utilisation mobile sur un ordinateur portable et à une installation permanente dans des armoires de commande, des équipements industriels et de nombreuses autres applications où un oscilloscope petit, léger et puissant est requis. Cet oscilloscope est connecté à la sortie du signal de l’amplificateur principal pour l’affichage de l’activité extracellulaire enregistrée lors de l’implantation des microélectrodes implantables pour le système sans fil Thomas (TWS). L’utilisateur peut acquérir les données de mesure via les différentes interfaces de données directement sur le PC avec un logiciel PC inclus.</td></tr><tr><td>Les</td><td>systèmes multicanaux</td><td>STG3008-FA</td> Le <td>générateur de stimulus pour le courant (STG) et la stimulation pilotée par la tension remplissent trois fonctions : la stimulation pilotée par le courant, la stimulation pilotée par la tension, le contrôle et la synchronisation. Le STG est disponible avec 2, 4 ou 8 canaux de sortie indépendants. Doté d’unités d’isolation intégrées pour chaque canal de sortie, le STG est capable de fournir n’importe quelle forme d’onde arbitraire.</td></tr><tr><td>Capuchon de protection pour l’électrode</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN001193</td><td>Capuchon de protection pour unité d’électrode implantable pour le système sans fil Thomas</td></tr><tr><td>Matériel</td><td></td><td></td> chirurgical <td>Ciseaux, pinces à bout émoussé, spatules, tondeuses chirurgicales, forets dentaires et cotons-tiges</td></tr><tr><td>Médicaments et produits chimiques</td><td></td><td></td><td>Isoflurane, xylocaïne, chlorhydrate de tramadol (Tramadol-CT, AbZ-Pharma GmbH, Ulm, Allemagne), baume ophtalmique expantenol (Bepanthen, Bayer AG, Leverkusen, Allemagne), peroxyde d’hydrogène à 3 %, povidone iode (Betaisodona, Mundipharma GmbH, Limbourg, Allemagne) et 70 % d’éthanol ;</td></tr><tr><td>Matériel de fixation comprenant</td><td></td><td></td><td>des vis en acier inoxydable (BN650 M1.2x5 ; 4,7 mm), de la résine acrylique (Paladur, Heraeus Holding GmbH, Hanau, Allemagne), de la colle ultraviolette (Cyberbond U3300, Cyberbond Europe GmbH, Allemagne) et un protecteur de capuchon (Thomas Recording GmbH, Giessen, Allemagne) ;</td></tr><tr><td>Matériel</td><td></td><td></td> supplémentaire <td>Gants, coussin chauffant, seringues et solution saline physiologique.</td></tr><tr><td>Instrument stéréotaxique pour petits animaux (SASI)</td><td>Thomas RECORDING GmbH</td><td>AN000287</td><td>Le modèle doit être choisi en fonction de l’animal (rat, cochon d’Inde, singes, etc.) utilisé dans l’étude</td></tr><tr><td>Caméra vidéo</td><td>EverFocus</td><td></td><td>EverFocus, modèle : EQ150</td></tr><tr><td>Champ</td><td></td><td></td> ouvert <td>Fabriqué en acrylique transparent ou gris, de forme ronde mesurant 40x40x40cm</td></tr><tr><td>Surélevé plus labyrinthe</td><td></td><td></td><td>Fabriqué en acrylique gris et composé de deux bras ouverts (50 cm de long x 10 cm de large) et de deux bras fermés (50 cm de long x 10 cm de large, avec des murs de 40 cm de haut) qui s’étendaient à partir d’une plate-forme centrale élevée à 50 cm au-dessus du sol.</td></tr></tbody></table>

un réseau sans fil, interface bidirectionnelle pour in vivo d’enregistrement et la stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des rats

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo électrophysiologie est une technique puissante pour étudier la relation entre activité cérébrale et le comportement à l’échelle de la milliseconde et micromètre. Cependant, les méthodes actuelles s’appuient principalement sur les enregistrements de câble captif ou utilisent uniquement les systèmes unidirectionnels, permettant l’enregistrement ou la stimulation de l’activité neuronale, mais pas au même moment ou même cible. Ici, un nouveau réseau sans fil, dispositif bidirectionnel pour enregistrement multivoie simultané et la stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des rats est décrite. Le système fonctionne grâce à une seule étape de tête portative qui transmet les activités enregistrées et peut être ciblée en temps réel pour la stimulation du cerveau en utilisant un logiciel multicanal axée sur la télémétrie. Le stade principal est équipé d’un préamplificateur et une batterie rechargeable, ce qui permet des enregistrements à long terme stables ou stimulation pour jusqu'à 1 h. ce qui est important, le stade tête est compact, pèse 12 g (batterie incluse) et a donc un impact minimal sur l’animal´s Répertoire comportemental, rendre la méthode applicable à un large éventail de tâches comportementales. En outre, la méthode a l’avantage majeur que l’effet de la stimulation cérébrale sur l’activité neuronale et le comportement peut être mesuré simultanément, fournissant un outil pour évaluer les relations causales entre l’activation des modes spécifiques du cerveau et le comportement. Cette caractéristique rend la méthode particulièrement utile pour le domaine de la stimulation cérébrale profonde, permettant l’évaluation précise, suivi et ajustement des paramètres de stimulation au cours d’expériences comportementales à long terme. L’applicabilité du système a été validée à l’aide du colliculus inférieur comme un modèle de structure.

Données techniques TWS
Le système sans fil offre 4 canaux d’enregistrement indépendant et canal 1 stimulation. Activité extracellulaire a été reprises par l’électrode de base unique d’enregistrement et transmise à l’entrée du signal haute impédance du système sans fil. Le signal enregistré a été de (x200) pré amplifié par un préamplificateur d’entrée différentielle, couplage AC et passe-bande filtré (signal fixe de bande passante, 500 Hz... 5 kHz) d’enregistrer uniquement l’activité multi-unités, parce que dans la présente étude l’intérêt principal était d’activité record unitaire et potentiels de champ non locaux. Le principal-amplificateur à gain programmable intégré offre gain logiciel-réglable pour les quatre canaux d’enregistrement (x1, x2, x4, x8, x16, x32, x64). La chaîne complète du système sans fil offre des valeurs de gain global de x200, x400, x800, x1600, x 3200, x6400 et x12800. Après amplification et le filtrage, le signal analogique a été numérisé par un convertisseur numérique analogique, modulé sur une porteuse haute fréquence et transmis par un émetteur/récepteur de radio à l’aide de la bande ISM 2,4-2,5 GHz. Le même type d’émetteur-récepteur servait de l’autre côté de la voie de transmission. Cette deuxième émetteur/récepteur est connecté à un ordinateur via un port USB. La voie de transmission a été utilisée pour la transmission de données bidirectionnelle d’envoyer des signaux enregistrés extracellulaires de l’animal à l’ordinateur et vice versa les paramètres de contrôle pour l’amplification du signal et la stimulation de l’ordinateur à l’animal.
À l’aide de la TWS, il était possible d’enregistrer l’activité cérébrale de logements multiples avec succès et de modifier le comportement de l’animal en stimulant le colliculus inférieur, tandis que le rat se déplaçait librement dans le champ Ouvrir. L’émetteur-récepteur a été placé jusqu'à 5 m de l’animal et était relié à l’ordinateur via un USB port (voir Figure 2). Une comparaison des qualités signal enregistré a donné avec le captif et le système sans fil est illustré dans la Figure 5. Le TWS enregistre l’activité logements multiples avec une qualité de signal similaire comme un système d’enregistrement filaire. Le micro-stimulateur est un véritable stimulateur sans fil qui met à jour les paramètres de stimulation en temps réel, c'est-à-dire le signal de stimulation, dont les paramètres sont définis avec le logiciel TWS est passé à l’électrode de stimulation branchée sur la scène tête dans certains millisecondes après avoir appuyé sur le bouton de stimulation. Il était donc possible de modifier les paramètres de stimulation sans prendre l’animal hors de la cage. Ce dispositif a l’avantage qu’on peut réduire au minimum le temps pour des expériences de stimulation.
Un logiciel TWS a été spécialement conçu pour permettre le contrôle de toutes les fonctionnalités du système sans fil (par exemple, enregistrement et stimulation) via une interface graphique (Figure 3 et Figure 4). Micro-stimulation, un signal de stimulation a été utilisé qui a été développé à l’aide de l’interface graphique du logiciel TWS. Le stimulateur de la SSC a été utilisé dans un mode de stimulation équilibrée de courant constant de charge. Le modèle de stimulation est envoyé sans fil pour le stimulateur de courant constant intégré dans l’appareil sans fil tête stade. Courant de stimulation a été appliqué entre une microélectrode travail placée dans l’objectif d’intérêt (comme par exemple le colliculus inférieur dans la présente étude) et une contre-électrode lointain plus grande qui a servi de l’électrode de terre ou de référence de la SSC. Selon l’impédance électrode de stimulation et de la conformité de la tension du stimulateur de courant constant, il est possible d’utiliser une gamme actuelle de stimulation maximale de ±625 µA, bien qu’un seuil de courant beaucoup plus bas dans ces expériences n’est exigé. Ici, biphasique charge équilibrée à courant constant stimulation a été utilisée avec des courants de pointe jusqu'à 300 µA. En cas de stimulation biphasique, la première impulsion est utilisée pour provoquer l’effet physiologique et la deuxième impulsion renverse habituellement des processus électrochimiques qui se produisent au cours de la stimulation impulsion18. Le stade tête TWS fournit des schémas de stimulation en temps réel par l’intermédiaire de l’interface graphique du logiciel TWS (voir Figure 4).
Le logiciel TWS est divisé en trois sections principales : (i) une fenêtre principale avec les contrôles d’enregistrement et de stimulation, une fenêtre générateur de stimulus (ii) avec toutes les options de configuration pour les paramètres de signal de stimulation et d’une fenêtre (iii) replayer pour relire la fichiers de données enregistrées. La fenêtre principale permet à l’utilisateur d’afficher les signaux enregistrés de jusqu'à 4 canaux d’enregistrement, réglez le gain pour tous les canaux et démarrer/arrêter l’enregistrement des signaux affichés. Les données de signal sont stockées dans un fichier sur le disque dur de l’ordinateur. Le chemin du fichier se trouve dans le menu de configuration. Outre les paramètres d’enregistrement, la fenêtre principale permet de démarrer et d’arrêter le processus de stimulation. Le courant de stimulation constant qui est passé par l’électrode de stimulation du cerveau animal s’affiche en temps réel sur l’écran de la fenêtre principale. Les paramètres du signal stimulation sont préréglés dans la fenêtre de paramètres de paramètre de stimulus. Il est possible de définir des trains d’impulsions de stimulation mono - ou biphasique et pour définir la stimulation couramment utilisée tous les paramètres de pulsation comme par exemple durée d’impulsion, amplitude de pulsation, temps entre les impulsions, etc. (pour détails, voir Figure 4). La fonction d’impulsions de stimulation qui résulte des valeurs des paramètres présélectionnés est montrée dans un affichage graphique dans la fenêtre générateur de stimulation.
Le logiciel SSC a été conçu selon les aspects de la facilité d’utilisation. La facilité d’utilisation du logiciel est un facteur essentiel pour garantir le bon déroulement de l’expérience de stimulation/enregistrement sans fil et un environnement de travail sûr et confortable. Il contribue également à améliorer la reproductibilité de l’expérience.
Logement unique enregistrement de donnees et stimulation électrique
Activité multi-unit extracellulaire successivement figurait dans le colliculus inférieur de la même électrode implanté à l’aide de la SSC et un système d’enregistrement des classiques. La figure 5 illustre représentante données brutes enregistrées à l’aide de deux systèmes, alors que l’animal se déplaçait librement dans un champ. Une comparaison directe des signaux suggère des signaux similaires de spike et les niveaux de bruit (Figure 5 a et 5 b). Une démonstration de la forme de l’épi est représentée en A « et B ».
Étant donné que les rats n’a pas tenté de supprimer la scène tête TWS après l’intervention et Pendant les jours suivants, on a supposé qu’il n’a pas significativement entravé leurs mouvements et ne cause pas de gêne. Ainsi, en utilisant la TWS, un problème courant dans des enregistrements de rats a été évitée par exemple l’enlèvement et à mâcher des connecteurs et des câbles. En effet, les rats avec le stade tête TWS ont pu explorer plein champ et plus labyrinthe (sEE Movie 1) passages normales exposantes, élevage et comportements de toilettage.
En outre, les paramètres de stimulation utilisés avec le SSC ou système captif conventionnel évoqué le même résultat comportemental, ici échapper de comportement. A partir de 100 µA, l’amplitude du courant stimulation augmenta étape par étape jusqu'à ce que le seuil de l’évasion - intensité minimale actuelle production en cours d’exécution ou de sauter - a été atteint et le comportement de fuite a été obtenu. Les seuils d’évacuation individuelle des 4 rats étaient semblables lorsque vous utilisez les deux systèmes (Figure 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig1.jpg"> 
Figure 1 : Microélectrode TWS unité (1) enregistrement simple électrode/tétrode, électrode de stimulation (2), panneaux de raccordement de fibres (3) électrode, câbles de connexion (4) souple, fil de terre (5), Conseil (6) connecteur, connecteur (7) mâle ou femelle pour système de TWS (A) ; TWS microélectrode appareil branché dans le préamplificateur (8) et le support (9) ; (B) prêt à être attachées à un cadre stéréotaxique (C). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig2.jpg"> 
Figure 2 : Vue de dessus de la scène tête TWS monté module (A) sans alimentation accumulateur. Total des dimensions : hauteur 12,5 m, profondeur 24 mm (19,3 mm + 4,7 mm), largeur 22,1 mm, poids : 5.96 vue de dessous des g. (B) montrant l’unité connecteur de l’électrode ; alimentation d’énergie de l’accumulateur, hauteur 9 mm, profondeur 26 mm, largeur 20 mm, poids 6 g (C) ; une vue d’ensemble des composants TWS utilisés pour ce test : (1) tête de scène unité avec accumulateur monté sur le crâne d’animal´s, (2) unité connectée à l’ordinateur port USB, logiciel TWS (3) (D) ; photo d’un rat librement déplacer et montrant la scène tête TWS relié à l’unité microélectrode implantée précédemment (E) et logiciel TWS montrant les signaux enregistrés exemplaires (F). Le stade tête TWS fournit des schémas de stimulation en temps réel via une interface graphique du logiciel TWS. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig3.jpg"> 
Figure 3 : TWS logiciel interface graphique, écran d’enregistrement. Les performances d’enregistrement de la SSC avec une électrode bipolaire enregistrement, implantée dans le colliculus inférieur, sont représenté sur l’écran. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig4.jpg"> 
Figure 4 : interface graphique logiciel TWS. écran de stimulation (A) et les spécifications de paramètres de stimulation (B). Paramètres de signal de stimulation (C) comme largeur d’impulsion (PxW), amplitude d’impulsion (PxA), inter retard d’impulsion (IPD), temps entre deux impulsions (TBP), impulsion par train (PPT) et le temps entre les trains (OTC) sont réglables via l’interface utilisateur graphique de TWS logiciel. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig4large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56299/56299fig5.jpg"> 
Figure 5 : Comparaison qualitative entre un signal multi-unités enregistré extracellulaire avec le SSC (A) et une configuration d’enregistrement filaire (B). Les deux enregistrements ont été extraites de la même unité de microélectrodes TWS (impédance 0.5MOhm) implantée dans le colliculus inférieur. La distance axiale entre les deux contacts d’électrodes d’enregistrement était environ 400 µm. La bande passante d’enregistrement du système filaire et la SSC étaient identique (500 Hz... 5 kHz), signaux ont été échantillonnées avec 40 (par câble système) et 32 kHz (SSC). Les deux systèmes enregistrement activité logements multiples avec une qualité de signal analogue. Il n’y a aucune différence claire de taux entre la SSC et enregistrements filaires de combustion. Forme d’onde de potentiel d’action du neurone de deux enregistrements sont indiquées en A « et B ». Les paramètres de stimulation similaire étaient nécessaires pour les 4 rats atteindre le seuil d’évacuation à l’aide d’un système captif (TS) ou TWS (C). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/56299fig5large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Movie" src="/files/ftp_upload/56299/56299mov1.jpg"> 
Film 1 : Un rat exemplaire présentant un comportement exploratoire normal pendant le test plus de labyrinthe. La SSC permet à l’animal d’entrer les bras ouverts et fermés sans fil s’emmêle vers le haut dans l’appareil d’essai, mais il est petit et assez léger pour qu’elle ne perturbe que très peu dans la tâche elle-même. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56299/Movie_1_Exploratory_behavior_JoVE2017.mp4" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir cette vidéo. (Clic droit pour télécharger.)</a>

Un réseau sans fil, système bidirectionnel pour les neurones enregistrements multicanaux et la stimulation en comportement librement des rats est introduit. Le système est léger et compact, ayant ainsi un impact minimal sur le répertoire comportemental du animal´s. En outre, ce système bidirectionnel fournit un outil sophistiqué afin d’évaluer les relations causales entre les modèles d’activation de cerveau et le comportement.

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

L’objectif global de cette étude était de développer un dispositif télémétrique bidirectionnel permettant d’effectuer des enregistrements neuronaux multicanaux et une stimulation chez des rats se comportant librement. Ce nouvel appareil peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des neurosciences comportementales, telles que les relations causales entre les modèles d’activation cérébrale et le comportement. Afin de valider le système télémétrique, nous choisissons le colliculus inférieur comme neurostructure cible, car une réponse comportementale manifeste peut être provoquée par sa stimulation électrique.Il est largement connu que la stimulation électrique du colliculus inférieur suscite des réponses comportementales conditionnées de type peur chez les rats, telles que la vigilance, le gel et le comportement de fuite. Nous avons supposé que le fait d’être en mesure d’obtenir un comportement aussi clair et sans équivoque constituerait un véritable défi pour notre système télémétrique. Le système télémétrique intégré se compose d’un étage de tête, d’une batterie, d’un récepteur et d’une unité de microélectrodes à implanter lors d’une chirurgie stéréotaxique.Voici un système sans fil entièrement intégré que nous avons développé, qui se compose d’une électrode d’enregistrement unique, d’une tétrode, d’une électrode de stimulation, d’une carte de connexion à fibre d’électrode, de câbles de connexion flexibles, d’un fil de terre, d’une carte de connexion, d’un connecteur mâle ou femelle pour TWS, d’une unité de microélectrode TWS connectée au préamplificateur et d’un support pour la fixation à un cadre stéréotaxique. Pour commencer cette procédure, fixez et alignez horizontalement la tête de l’animal dans l’appareil stéréotaxique à l’aide de barres d’oreille et d’une barre d’incisive supérieure. Ensuite, rasez le champ opératoire à l’aide d’une tondeuse chirurgicale ou de ciseaux et stérilisez le cuir chevelu avec de la povidone iodée.Placez un coussin chauffant sous l’animal pour éviter l’hypothermie et traitez son œil avec du dexpanthénol pour éviter qu’ils ne se dessèchent. Injectez ensuite la xylocaïne au centre du site chirurgical. Ensuite, faites une petite incision avec le scalpel pour exposer le crâne.Séparez doucement la peau et éliminez les tissus résiduels. Ensuite, nettoyez soigneusement le crâne à l’aide de cotons-tiges enduits de peroxyde d’hydrogène. Par la suite, percez quatre petits dans le crâne pour la fixation des vis en acier inoxydable.Ensuite, percez un trou d’environ sept millimètres dans le crâne au-dessus de la zone cible pour la fixation de l’unité d’électrode. Connectez l’unité de microélectrode et le porte-électrode au préamplificateur qui est fixé au micromanipulateur stéréotaxique. Absorbez le sang avec des cotons-tiges.Ensuite, introduisez verticalement l’unité de microélectrode jusqu’à ce que les pointes atteignent la zone cible. Positionnez le câble de terre le long des vis en acier inoxydable et sous la peau. Après cela, ajustez soigneusement l’électrode avec le micromanipulateur jusqu’à ce qu’elle atteigne une zone de neurones actifs dans la structure cible.Pendant ce temps, surveillez l’activité des pointes et détectez l’activité neuronale avec le rapport signal/bruit adapté au tri des pointes. Ensuite, fixez l’unité de microélectrode au crâne avec de la colle ultraviolette. Couvrez les vis et le câble de terre avec de la résine acrylique.Après cela, débranchez l’unité de microélectrode du porte-électrode. Couvrez la plaque de contact et les petits câbles avec de la résine acrylique. Retirez délicatement le clou du cadre stéréotaxique et débranchez le préamplificateur de l’unité de microélectrode.Connectez ensuite la protection du capuchon sur l’unité de microélectrode implantée et déconnectez-la uniquement pendant les procédures expérimentales. Surveiller le bien-être des animaux et remplir une feuille de score tous les jours jusqu’à la fin des expériences. Gardez les rats individuellement dans la cage domestique pendant au moins un jour après l’opération pour permettre la récupération, puis hébergez les rats par paires.Les cages simples doivent être recouvertes de hauts couvercles en acrylique. Évitez les couvercles conventionnels en grille métallique, car les implants peuvent se coincer et devenir endommagés ou instables avec le temps. Ouvrez le logiciel TWS et connectez l’émetteur-récepteur au port USB de l’ordinateur.L’émetteur-récepteur peut être placé à moins de cinq mètres au-dessus de l’animal. Une fois qu’aucune barrière métallique n’est introduite entre l’émetteur-récepteur et l’étage de tête de l’animal, le TWS est applicable à un large éventail de tâches comportementales. Connectez la batterie au sommet de la scène.Assurez-vous qu’un voyant vert s’allume dans la tête pendant que la batterie y est connectée. Connectez ensuite l’étage de tête directement à la microélectrode implantée. En tant que tests comportementaux exemplaires, nous utilisons le champ ouvert pour la mesure de l’activité comportementale générale et le labyrinthe plus élevé, un test standard pour évaluer le comportement de type anxiété chez les rats.Pour le test en plein champ, placez le rat au centre du champ ouvert. Laissez le rat explorer l’appareil pendant au moins cinq minutes. Appuyez sur le bouton de connexion pour connecter l’ordinateur hôte au système télémétrique.Le statut doit passer de hors ligne à en ligne. Sélectionnez le menu de réglage des paramètres de stimulus. Sélectionnez les paramètres du générateur de stimulation en fonction de votre expérience de stimulation.Par exemple, l’amplitude d’impulsion un, l’amplitude d’impulsion deux, la fréquence d’impulsion et la fréquence d’entraînement. Si tous les paramètres de stimulation sont réglés sur les valeurs requises, déplacez la souris sur Stimulus Start et appuyez sur le bouton Stimulus Start. Déplacez le pointeur de la souris sur le bouton Affichage du graphique de démarrage.Déplacez le pointeur de la souris sur le menu Affichage graphique pour sélectionner les graphiques permettant d’afficher le signal de stimulation. Pour le test du labyrinthe plus surélevé, le labyrinthe plus utilisé dans ces expériences est en acrylique gris et se compose de deux bras ouverts et de deux bras fermés qui s’étendent à partir d’une plate-forme centrale élevée à 50 centimètres au-dessus du sol. Placez le taux au centre et dans le labyrinthe face à un bras ouvert.Laissez-le explorer librement l’appareil pendant cinq minutes. Appuyez sur le bouton de connexion pour connecter l’ordinateur hôte au système télémétrique. Le statut doit passer de hors ligne à en ligne.La force de communication et la capacité restante de la batterie sont affichées par la barre verte dans le coin supérieur gauche. Appuyez sur le menu de configuration pour afficher les options du graphique. Sélectionnez le menu du chemin d’accès au fichier pour entrer le nom du fichier et le chemin d’accès où les données enregistrées doivent être stockées.Appuyez sur Enregistrer pour enregistrer le nom et le chemin d’accès du fichier. Appuyez sur start screen pour démarrer l’affichage des signaux détectés des quatre canaux d’enregistrement. Faites attention au fait que les signaux enregistrés ne sont pas encore enregistrés.Sélectionnez le gain de l’amplificateur de tête TWS intégré. Démarrez le moniteur audio en appuyant sur la flèche verte et sélectionnez un seuil de signal à l’aide du curseur pour réduire le bruit de fond et afficher acoustiquement les pics enregistrés. Appuyez sur le bouton d’enregistrement rouge dans le menu d’enregistrement.Lorsque vous appuyez sur le bouton d’enregistrement, le signal enregistré est stocké sur le disque dur. Le signal enregistré s’affiche en continu sur le côté droit. Voici les performances d’enregistrement du TWS avec une seule électrode d’enregistrement bipolaire implantée dans le colliculus inférieur.Ensuite, déconnectez l’étage de tête de l’unité de microélectrode implantée et connectez la protection du capuchon. Ensuite, remettez le rat dans sa cage d’origine. L’activité multi-unités extracellulaire a été successivement enregistrée dans le colliculus inférieur à partir de la même électrode implantée à l’aide de TWS et d’un système d’enregistrement attaché conventionnel.Cette figure montre des données brutes représentatives enregistrées à l’aide des deux systèmes alors que l’animal se déplaçait librement dans un champ ouvert. Ici, la comparaison directe des signaux suggère des formes d’onde de pointe et des niveaux de bruit similaires. Ici, nous avons présenté notre système d’enregistrement et de stimulation sans fil pour les études électrophysiologiques et comportementales chez des animaux se déplaçant librement.Notre approche présente plusieurs avantages par rapport aux approches existantes. Tout d’abord, ce système utilise un seul étage de tête portable. Il le conserve avec un préamplificateur et une batterie rechargeable.L’étage de tête est léger et compact, pesant 12 grammes, batterie comprise. Deuxièmement, il a été bien toléré par les animaux et pour cela, il peut être utilisé pour remplacer le système attaché car il ne restreint pas la mobilité de l’animal. Troisièmement, grâce à l’enregistrement bidirectionnel simultané et à la stimulation de l’activité neuronale, ce système fournit un outil sophistiqué pour évaluer les relations causales entre des modèles spécifiques d’activation cérébrale et le comportement.Enfin, nous avons développé une unité de microélectrodes implantable de manière chronique qui peut être facilement implantée lors d’une chirurgie stéréotaxique conventionnelle. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’implanter l’unité de microélectrodes et d’effectuer une stimulation électrique et des enregistrements neuronaux extracellulaires. Le système télémétrique est un outil utile pour étudier les mécanismes de stimulation cérébrale.Le système télémétrique est un outil important qui peut être combiné avec un large éventail de tests de comportement afin d’étudier comment l’activité électrique dans des circuits neuronaux définis génère certaines formes de comportement, une quête fondamentale des neurosciences.

a-wireless-bidirectional-interface-for-vivo-recording-stimulation

Research

Recherche

JoVE Journal

Behavior

Comportement

Cette vidéo montre la procédure détaillée de préparation d’un rat anesthésié pour les enregistrements électrophysiologiques de l’activité cérébrale à partir de plusieurs sites. Le cuir chevelu est disséqué pour accéder au crâne, et des trous sont percés à des endroits précis pour installer et fixer les électrodes. Des électrodes à microfils de tungstène sont ensuite insérées à l’endroit ciblé pour enregistrer les données.

Enregistrements électrophysiologiques in vivo d’activités cérébrales provenant de plusieurs sites chez le rat

La vidéo montre une procédure d’implantation d’une unité d’électrode multicanal bidirectionnelle sans fil dans le cerveau d’un rat pour enregistrer et stimuler des réseaux neuronaux multicanaux.

Implantation d’un système de microélectrodes bidirectionnelles sans fil dans le cerveau d’un rat

Cette vidéo montre la méthode d’implantation d’un système d’électrodes sur la tête chez un rat anesthésié pour la détection des crises en temps réel. La procédure comprend la mise en place d’électrodes de stimulation et d’enregistrement, leur fixation avec du ciment dentaire et leur connexion à un amplificateur monté sur la tête.

Implantation d’un système d’électrode sur la tête dans un modèle de rat pour la détection en temps réel des crises

La vidéo montre la surveillance continue à long terme de l’électroencéphalographie (EEG) chez les petits rongeurs à l’aide d’un système d’émetteur sans fil. L'émetteur contient deux électrodes d'enregistrement et une électrode de référence s'étendant jusqu'à la surface du cerveau. En plaçant le chiot dans une chambre d'enregistrement, l'EEG peut être surveillé en permanence tout au long du développement du chiot jusqu'à l'âge adulte.

Surveillance à long terme par électroencéphalographie continue chez un bébé rongeur

Ici, nous démontrons l’utilisation d’une technologie sans fil pour l’électroencéphalogramme (EEG) dans des modèles de rongeurs néonatals de maladies humaines. Avec la télémétrie, il n’y a pas de connexions encombrantes, ce qui permet des comportements naturels.

Suivi à long terme de l&#39;EEG continu dans les modèles petit rongeur de la maladie humaine à l&#39;aide du système de communication sans fil Epoch

Nous montrons les procédures d'implantation et d'enregistrement chirurgicales pour mesurer des signaux électrophysiologiques visuels de l'oeil (électrorétinogramme) et le cerveau (visuel potentiel évoqué) chez des rats conscients, ce qui est plus analogue à la condition humaine où les enregistrements sont effectués sans anesthésie confond.

Implantation et enregistrement de Wireless Électrorétinogramme et potentiel évoqué visuel chez des rats conscients

Cette étude présente une méthode pour l’enregistrement simultané des potentiels de champs locaux dans le cerveau, les électrocardiogrammes, les électromyogrammes et respiration des signaux d’un rat librement mobile. Cette technique, ce qui réduit les coûts de l’expérimentales et simplifie l’analyse des données, contribuera à la compréhension des interactions entre le cerveau et les organes périphériques.

Enregistrements simultanés des potentiels corticaux champ Local, électrocardiogramme, électromyogramme et respiration rythmique d’un Rat librement mobile

Ici, nous présentons un implant unique, imprimable en 3D, pour les rats, nommé TD Drive, capable d’enregistrements symétriques et bilatéraux de fils-électrodes, actuellement dans jusqu’à dix zones cérébrales distribuées simultanément.

Le TD Drive : un implant paramétrique open-source pour les enregistrements électrophysiologiques multi-zones chez les rats en comportement et endormis

Un protocole est présenté pour l’installation et la préparation d’électrodes intramusculaires, ainsi qu’un appareil de mesure miniaturisé montable sur un animal pour l’analyse électromyographique (EMG) dans les études de locomotion. Ce système permet la transmission sans fil de données EMG en temps réel pour étudier la récupération de la locomotion chez des rats modèles d’AVC.

Un système portable de mesure par électromyographie en temps réel pour les petits animaux

Ce protocole a été développé pour créer un système fiable et facilement accessible pour l’enregistrement de l’EEG de rongeurs en mouvement libre.

Un protocole rentable et peu invasif pour l’enregistrement chronique d’électroencéphalographie multisite chez des souris se déplaçant librement

Découvrez un système de télémétrie sans fil bidirectionnel pour l'enregistrement et la stimulation neuronale chez des rats en comportement libre. Cette méthode permet d'étudier les relations causales entre l'activation cérébrale et le comportement.

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats (Vidéo) | JoVE Journal

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats

Explorer plus de vidéos