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Enregistrement dans l’espace restreint des Oscillations dans l’hippocampe de se comporter de souris
Enregistrement dans l’espace restreint des Oscillations dans l’hippocampe de se comporter de souris
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JoVE Journal Neuroscience
Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Enregistrement dans l’espace restreint des Oscillations dans l’hippocampe de se comporter de souris

Full Text
9,104 Views
07:10 min
July 1, 2018

DOI: 10.3791/57714-v

Jonas-Frederic Sauer1, Michael Strüber1, Marlene Bartos1

1Institute of Physiology I,University of Freiburg

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Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Summary

Ce protocole décrit l’enregistrement des potentiels de champ local multi queue linéaire silicium sondes. Conversion des signaux en utilisant l’analyse de la densité actuelle source permet la reconstruction de l’activité électrique locale dans l’hippocampe de souris. Avec cette technique, les oscillations dans l’espace restreint de cerveau peuvent être étudiées en se déplaçant librement souris.

Transcript

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des neurosciences, telles que l’organisation des activités des réseaux neuronaux à des échelles temporelles et spatiales fines. Le principal avantage de cette technique est que l’utilisation de sondes linéaires en silicium, l’analyse des données de courant permet de reconstituer des oscillations locales qui ne peuvent pas être facilement détectées dans les enregistrements de potentiel de champ conventionnels. Pour commencer cette procédure, stérilisez les instruments chirurgicaux avec un stérilisateur à billes chaudes, puis essuyez toutes les surfaces de travail avec de l’éthanol à 70 %.

Ensuite, montez l’animal anesthésié dans un cadre stéréotaxique en insérant doucement des barres auriculaires dans le conduit auditif. Une fois que la tête de la souris est stabilisée par les barres d’oreille, placez un embout buccal sur le museau pour une distribution continue d’isoflurane, puis appliquez une pommade sur les yeux pour éviter le dessèchement. Ensuite, placez un coussin chauffant sous la souris et injectez de la buprénorphine par voie sous-cutanée pour assurer une analgésie postopératoire.

Par la suite, rasez-lui la tête et désinfectez la peau avec de l’éthanol à 70 %. À l’aide de ciseaux chirurgicaux, faites une incision sur la peau le long de la ligne médiane du crâne et ouvrez la peau à l’aide de pinces chirurgicales. Alignez la tête de l’animal à l’aide d’un outil d’alignement stéréotaxique pour niveler le bregma et le lambda.

Il doit y avoir moins de 50 micromètres de décalage de hauteur entre bregma et lambda. De plus, nivelez la tête le long de l’axe médial-latéral en mesurant la profondeur à une distance définie du bregma sur les côtés gauche et droit. Ajustez la tête si elle est inclinée.

Nettoyez la tête avec du peroxyde d’hydrogène à 3 % et séchez-la avec des lingettes en coton stériles. Déterminer l’emplacement de la craniotomie par rapport au bregma à l’aide d’un atlas stéréotaxique approprié. À l’aide d’une tête de forage de 0,9 millimètre, percez deux trous de vis dans l’os au-dessus du cervelet pour placer les vis de sol et de référence.

De plus, percez un à trois trous pour les vis d’ancrage afin de stabiliser l’implant. L’emplacement des vis d’ancrage dépendra de l’emplacement de la craniotomie. Insérez les vis dans l’os à l’aide d’un tournevis approprié.

Veillez à ne pas pénétrer dans le cerveau. Maintenant, effectuez la craniotomie en amincissant lentement le crâne avec la perceuse dans une zone rectangulaire autour du côté de l’implantation. Humidifiez fréquemment l’os avec un tampon de phosphate stérilisé.

Percez doucement le crâne aminci restant avec une aiguille d’injection de calibre 27 et retirez-le à l’aide d’une pince à épiler. Ensuite, percez soigneusement la dure-mère avec une aiguille d’injection de calibre 27. À l’aide d’une pince à épiler, formez un petit crochet en pliant la pointe de l’aiguille et utilisez ce crochet pour retirer la dure-mère.

Ensuite, appliquez un tampon phosphate pour empêcher la surface du cerveau de se dessécher. Ensuite, montez l’outil d’insertion d’électrode sur un support stéréotaxique et mettez la sonde à zéro sur bregma. Déplacez la sonde jusqu’aux coordonnées stéréotaxiques au-dessus de la craniotomie et pénétrez lentement la surface du cerveau.

Assurez-vous que les tiges de la sonde ne se plient pas et évitez de s’implanter dans les vaisseaux sanguins. Ensuite, abaissez lentement la sonde jusqu’à environ 200 micromètres au-dessus de la profondeur souhaitée. Ensuite, couvrez la craniotomie et les tiges de la sonde en silicone avec de la vaseline stérilisée pour la protection.

Par la suite, appliquez du ciment dentaire pour fixer la base de la sonde à la vis d’ancrage dans le crâne. Juste après l’application du ciment, déplacez lentement la sonde jusqu’à la profondeur cible. Avancez les 200 derniers micromètres après l’application du ciment pour réduire le mouvement latéral de la sonde et assurer des dommages tissulaires minimaux dans la zone cible.

Une fois le ciment durci, libérez la sonde de l’outil d’insertion en faisant fondre la cire avec un cautérisant. Ensuite, libérez la carte de connexion du dispositif d’insertion et positionnez-la à un endroit approprié sur le crâne à l’aide d’une pince crocodile. Fixez la planche de connexion au crâne à l’aide de ciment dentaire.

Dans le cas d’une implantation de sonde dans l’hippocampe, placez la carte de connexion sur l’os pariétal controlatéral. Ensuite, soudez les fils de terre et de référence de la carte de connexion aux fils attachés aux deux vis sur le cervelet. Coupez le couvercle de protection à la bonne hauteur et placez-le sur la sonde en silicone.

Ensuite, fixez le couvercle de la carte de connexion et du crâne à l’aide de ciment dentaire, en évitant la peau autour du crâne exposé. Après la chirurgie, appliquez un traitement analgésique approprié à la souris pendant au moins deux jours. Isolez la souris pour éviter d’endommager l’implant.

Des enregistrements de sondes en silicium implantées de manière chronique ciblant la zone CA1 sont présentés ici. L’analyse de la densité de la source de courant est appliquée le long des tiges individuelles de la sonde. Dans cet exemple, un seul événement d’onde aiguë conduit à un puits de courant proéminent dans la couche radiale de CA1 et dans le deuxième exemple, deux sites distincts dans la couche cellulaire granulaire du gyrus denté ont été enregistrés.

La bande gamma élevée a été isolée en appliquant un filtre passe-bande de 60 à 80 hertz, révélant des sursauts gamma locaux sur l’un des deux sites d’enregistrement situés dans la couche de cellules granulaires. Notez que l’activité d’oscillation gamma locale ne peut être détectée qu’après conversion des signaux enregistrés en CSD. Les signaux CSD, mais pas les signaux LFP, identifient les périodes d’asynchronisme de phase et d’amplitude entre les deux sites d’enregistrement.

Ce segment montre une brève époque d’activité gamma synchronisée. Les traces ici illustrent la différence de phase et l’indice de différence d’amplitude pour les traces LFP et CSD. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’implanter des sondes en silicium dans l’hippocampe.

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Neurosciences numéro 137 potentiel de champ Local analyse de densité des sources actuelles gyrus denté hippocampe oscillations de gamma traitement de l’information interneurones GABAergiques

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