Name: Le cerveau aigu de souris tranche pour étudier l’activité spontanée de réseau hippocampal (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: Découvrez la préparation de tranches aiguës de cerveau de souris pour étudier les oscillations spontanées du réseau hippocampal. Cette méthode permet des enregistrements électrophysiologiques précis et des manipulations pharmacologiques.

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L’auteur tiens à remercier Steve Siegelbaum pour son soutien. Le financement est fourni par 5R01NS106983-02 ainsi que par 1 F31 NS113466-01.

L’auteur n’a rien à divulguer.

Il y a plusieurs étapes dans ce protocole de tranchage conçus pour favoriser la santé des tissus et favoriser l’émergence de l’activité spontanée du réseau naturaliste : la souris est transcardially perfusée avec la solution de coupe de saccharose réfrigérée ; les tranches de cortex horizontal-entorhinal (HEC) sont coupées à une épaisseur de 450 μm de l’hippocampe intermédiaire ou ventral ; les tranches se rétablissent à l’interface de l’ACSF réchauffé et de l’air humidifié et riche en carbogen; pendant les enregistremen...

La mesure électrophysiologique à partir de tranches hippocampiques vivantes in vitro est une approche expérimentale puissante avec de nombreux avantages. L’expérimentateur peut utiliser un microscope, des micromanipulateurs et un système d’enregistrement pour visualiser et recueillir directement les mesures des neurones individuels dans le tissu. Les tranches de tissu sont également très accessibles à la photostimulation ou à l’administration de médicaments pour des expériences optogénétiques, chimiogénétiques ou pharmacologiques.
Le réseau hippocampal génère une activité de population hautement synchrone in vivo, visible sous forme d’oscillations dans le potentiel extracellulaire du champ local1,2,3,4,5. Des méthodes de tranche de cerveau ont été leveraged pour obtenir l’aperçu des mécanismes cellulaires et de circuit sous-jacents à ces oscillations neuronales de réseau. Les travaux de base de Maier et coll. ont démontré que des complexes pointus d’ondulation d’onde (SWRs) peuvent émerger spontanément dans des tranches de l’hippocampe ventral6,7. Les études suivantes de plusieurs investigateurs ont graduellement élucidé beaucoup d’aspects des SWRs, y compris le rôle des neuromodulateurs en réglementant l’état de réseau de l’hippocampe8,9,10 et les mécanismes synaptiques qui conduisent la réactivation in vitro des ensembles neuronaux précédemment actifs pendant le comportement in vivo11. Les expériences de tranche de cerveau ont également fourni un aperçu de l’oscillation de gamme gamma (30-100 Hz), un état distinct de réseau hippocampal censé soutenir l’encodage de mémoire et lerappel 12,13. Enfin, reconnaissant le rôle central de l’hippocampe et des structures associées dans la pathophysiologie de l’épilepsie du lobe temporal14,15, les chercheurs ont utilisé des préparations de tranches hippocampiques pour étudier la génération et la propagation de l’activité épileptiforme. Carter et coll. ont démontré que les tranches combinées du cortex hippocampal-entorhinal préparées à partir d’animaux épileptiques chroniques peuvent générer spontanément des décharges épileptiformes in vitro16. Par la suite, Karlócai et coll. ont exploré les mécanismes sous-jacents aux rejets épileptiformes dans les tranches hippocampiques en utilisant du liquide céphalo-rachidien artificiel modifié (ACSF) avec des concentrations d’ion altérées (mg2+ réduit ou K+élevé) ou des médicaments ajoutés (4AP ou gabazine)17.
Les chercheurs ont mis au point de nombreuses approches de tranches hippocampiques qui diffèrent de façon clé : (1) la région de l’hippocampe contenue dans la tranche (dorsale, intermédiaire ou ventrale); (2) la présence ou l’absence de tissus extrahippocampal tels que le cortex entorhinal ; (3) l’orientation utilisée pour couper les tranches (coronale, sagittale, horizontale ou oblique); et (4) les conditions dans lesquelles le tissu est maintenu après le tranchage (immergé entièrement dans l’ACSF ou maintenu à l’interface de l’ACSF et de l’air humidifié et riche en carbogen).
Le choix de l’approche de tranchage à utiliser doit être déterminé par l’objectif expérimental. Par exemple, des tranches transversales ou coronaires de l’hippocampe dorsal maintenus dans des conditions submergées ont été employées très efficacement pour l’étude des circuits intrahippocampal et de la plasticité synaptique18,19,20. Cependant, de telles préparations ne génèrent pas spontanément des oscillations réseau aussi facilement que les tranches de l’hippocampe ventral21,22,23. Bien qu’un état d’activité persistante de SWR puisse être induit par la stimulation tétanos dans les tranches transversales de l’hippocampe dorsal et ventral24,les SWRs spontanés sont plus facilement observés dans les tranches ventrales7,25.
Une distinction physiologique et anatomique inhérente entre l’hippocampe dorsal et ventral est soutenue par des études exécutées in vivo et in vitro26. Les enregistrements chez les rats ont indiqué des rythmes fortement cohérents de theta dans tout l’hippocampe dorsal et intermédiaire, pourtant la cohérence pauvre entre la région ventrale et le reste de l’hippocampe27. Les RSF in vivo se propagent facilement entre l’hippocampe dorsal et intermédiaire, tandis que les RS qui proviennent de l’hippocampe ventral demeurent souventlocaux 28. Les projections associationnelles provenant des neurones pyramidaux CA3 qui résident dans l’hippocampe dorsale et intermédiaire projettent de longues distances le long de l’axe longitudinal de l’hippocampe. Les projections de CA3 provenant de régions ventrales demeurent relativement locales et sont donc moins susceptibles d’être rompues au cours du processus detranchage 29,30. Les tranches ventrales peuvent donc mieux préserver le réseau récurrent nécessaire à la synchronisation de la population. La propension des tranches ventrales à générer des activités spontanées de réseau in vitro peut également refléter une excitabilité intrinsèque plus élevée des neurones pyramidaux ou une inhibition GABAergic plus faible dans l’hippocampe ventral par rapport aux régions plus dorsales31. En effet, les tranches hippocampales ventrales sont plus sensibles à l’activité épileptiforme32,33. Ainsi, de nombreuses études sur les oscillations physiologiquesspontanées 8,9,11,24 ou pathologiques16,34,35,36 oscillations réseau ont traditionnellement utilisé une approche horizontale de tranchage, parfois avec un léger angle dans la direction fronto-occipitale, qui donne des tranches de tissu parallèles au plan transversal de l’hippocampe ventral.
La connectivité réseau est inévitablement affectée par la procédure de tranchage car de nombreuses cellules de la tranche seront coupées. L’angle et l’épaisseur de la tranche et du tissu conservés dans la préparation doivent être considérés comme optimisant la connectivité dans les circuits d’intérêt. De nombreuses études ont utilisé des tranches horizontales combinées du cortex hippocampal-entorhinal (HEC) pour explorer les interactions entre les deux structures dans le contexte d’oscillations physiologiques ou pathologiques du réseau. Roth et coll. ont effectué des enregistrements doubles à partir du sous-champ CA1 de l’hippocampe et de la couche V du cortex entorhinal médial pour démontrer la propagation de l’activité swr par la trancheHEC 37. Beaucoup d’études de l’activité épileptiforme ont employé la préparation de tranche de HEC pour étudier comment les décharges épileptiformes propagent par le réseau corticohippocampal16,35,36,38. Il est important de noter que la conservation de la boucle corticohippocampal intacte n’est pas une condition préalable pour des SWRs spontanés, des décharges épileptiformes, ou des oscillations gamma ; les oscillations réseau peuvent être générées en tranches transversales de l’hippocampe dorsal ou ventral sans tissus parahippocampal attachés21,22,23, 25,39,40,41. Un facteur plus important pour la génération spontanée d’oscillations réseau en tranches hippocampiques peut être l’épaisseur de chaque tranche, car une tranche plus épaisse (400-550 μm) préservera plus de connectivité dans le réseau récurrent CA2/CA321,22,25.
Bien que des tranches horizontales inclinées de HEC (coupées avec un angle d’approximativement 12° dans la direction fronto-occipital) aient été employées pour étudier la connectivité fonctionnelle de la boucle corticohippocampal11,16,34,35,42,de telles préparations inclinées ne sont pas exigées pour l’activité spontanée de réseau43,44,45. Toutefois, l’utilisation d’un plan de découpage incliné permet à l’enquêteur de faire sélectivement des tranches qui préservent le mieux les lamellae orientées transversalement de l’hippocampe ventral ou intermédiaire, selon qu’un angle vers le bas ou vers le haut est appliqué (figure 1). Cette approche est conceptuellement semblable à celle utilisée par Papatheodoropoulos et coll., 2002, qui ont disséqué chaque hippocampe librement, puis utilisé un hachoir de tissu pour créer des tranches transversales le long de l’axe dorsal-ventralentier 21. À la lumière des distinctions fonctionnelles susmentionnées entre l’hippocampe ventral et dorsale-intermédiaire, les chercheurs devraient tenir compte de l’origine anatomique des tranches lors de la conception d’expériences ou de l’interprétation des résultats. L’utilisation d’une rampe d’agar pendant la procédure de tranchage est un moyen simple de produire préférentiellement des tranches de l’hippocampe intermédiaire ou ventral.
Les tranches hippocampiques peuvent être maintenues soit dans une chambre submergée (avec le tissu complètement immergé dans l’ACSF), soit dans une chambre de style interface (par exemple, chambre Oslo ou Haas, avec des tranches couvertes uniquement par un mince film de médias fluides). L’entretien de l’interface améliore l’oxygénation du tissu, ce qui favorise la survie neuronale et permet des niveaux élevés soutenus d’activité interuronale. Traditionnellement, les conditions d’enregistrement submergées utilisent un débit ACSF plus lent qui ne fournit pas une oxygénation adéquate des tissus pour l’expression stable des oscillations au niveau du réseau. Dans les tranches hippocampales submergées, les oscillations gamma induites par le carbachol ne sont observées quetransitoirement 46,47, alors qu’elles peuvent être maintenues de façon durable dans les chambres d’enregistrementd’interface 10,48,49. En tant que tel, de nombreuses études de l’activité spontanée complexe in vitro se sont appuyées sur des chambres d’enregistrement d’interface pour étudier les complexes d’ondulation à ondes vives6,7,8,9,10,25,37, oscillations gamma10,13, et l’activité épileptiforme16,38,45,47.
Dans une chambre d’enregistrement de style immergé, un objectif de microscope d’immersion peut être utilisé pour visualiser les cellules individuelles et cibler sélectivement les cellules d’aspect sain pour les enregistrements. La préparation submergée permet également un contrôle fin sur le milieu cellulaire, car la submersion facilite la diffusion rapide de médicaments ou d’autres composés dans le tissu. Ainsi, une méthodologie modifiée dans laquelle les oscillations stables du réseau sont maintenues dans des conditions submergées représente une approche expérimentale puissante. Cette approche est illustrée par le travail de Hájos et coll., dans lequel les tranches hippocampiques se rétablissent dans une chambre de détention simplifiée de style interface pendant plusieurs heures avant d’être transférées dans une chambre d’enregistrement submergée modifiée avec un débit élevé d’ACSF (~6 mL/min) pour améliorer l’approvisionnementen oxygène du tissu 12,48,49. Dans ces conditions, des niveaux élevés d’activité interneuronale et des oscillations spontanées stables du réseau peuvent être maintenus dans une chambre d’enregistrement submergée. Cette approche modifiée permet aux chercheurs d’effectuer des enregistrements de pinces à patch à cellules entières guidées visuellement et de caractériser la contribution des types de cellules morphologiquement identifiés aux oscillations gamma induites par le carbachol12. Les RSR peuvent également se produire spontanément dans des tranches hippocampiques submergées avec un débit rapide de11,48,49. Maier et coll. ont démontré que les tranches hippocampiques qui se sont rétablies dans une chambre d’interface avant d’être transférées dans une chambre d’enregistrement submergée présentaient de façon fiable des RS spontanés, tandis que les tranches qui se rétablissaient immergées dans un bécher avant d’être transférées dans une chambre d’enregistrement submergée montraient des réponses plus petites sur le terrain évoquées, des niveaux inférieurs de courants synaptiques spontanés et seulement très rarement des SWRspontanés 43. Schlingloff et coll. ont utilisé cette méthodologie améliorée pour démontrer le rôle des cellules paniers exprimant la parvalbumine dans la génération de SRSspontanés 44.
Le protocole suivant présente une méthode de tranchage par laquelle les neurones spontanément actifs dans les tranches hippocampiques horizontales peuvent être récupérés dans des conditions d’interface et ensuite maintenus dans une chambre d’enregistrement submergée adaptée aux manipulations pharmacologiques ou optogénétiques et aux enregistrements visuellement guidés.

<table><tbody><tr><td>Imprimante 3D</td><td>Lulzbot</td><td>LulzBot TAZ 6</td><td></td></tr><tr><td>Support d’incubation de tranche de cerveau aiguë</td><td>NIH 3D Print Exchange</td><td>3DPX-001623</td><td>Conçu par ChiaMing Lee, disponible chez https://3dprint.nih.gov/discover/3dpx-001623</td></tr><tr><td>Adenosine 5&prime ;-triphosphate sel</td><td>de magnésium Sigma Aldrich</td><td>A9187-500MG</td><td></td></tr><tr><td>Ag-Cl granulés moulus</td><td>Warner</td><td>64-1309, (E205)</td><td></td></tr><tr><td>gélose</td><td>Becton, Dickinson</td><td>214530-500g</td><td></td></tr><tr><td>d’acide ascorbique</td><td>Alfa Aesar</td><td>36237</td><td></td></tr><tr><td>bécher (250 mL)</td><td>Kimax</td><td>14000-250</td><td></td></tr><tr><td>bécher (400 mL)</td><td>Kimax</td><td>14000-400</td><td></td></tr><tr><td>biocytine</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B4261</td><td></td></tr><tr><td>mélangeur</td><td>Oster</td><td>BRLY07-B00-NP0</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de Bonn, petit</td><td>becton,</td> capillaires en verre borosilicate Dickinson <td>14184-09</td><td></td></tr><tr><td>avec filament (D.E. 1,5 mm, D.E. 0,86 mm, longueur 10 cm)</td><td>Sutter Instruments</td><td>BF150-86-10HP</td> Les <td>capillaires polis au feu sont préférables.</td></tr><tr><td>solution de chlorure de calcium (1 M)</td><td>G-Biosciences</td><td>R040</td><td></td></tr><tr><td>appareil photo</td><td>Olympus</td><td>OLY-150</td><td></td></tr><tr><td>gaz carbogène comprimé (95 % d’oxygène / 5 % de dioxyde de carbone)</td><td>Airgas</td><td>X02OX95C2003102</td><td></td></tr><tr><td>oxygène comprimé</td><td>Airgas</td><td>OX 200</td><td></td></tr><tr><td>stimulateur isolé à tension constante</td><td>Digitimer Ltd.</td><td>Lamelles DS2A-Mk.II</td><td></td></tr><tr><td>(22x50 mm)</td><td>VWR</td><td>16004-314</td><td></td></tr><tr><td>colle cyanoacrylate</td><td>Krazy Glue</td><td>KG925</td><td>Utilisez idéalement le formulaire à appliquer pour un logiciel d’acquisition de données de précision</td></tr><tr><td></td><td>Axograph</td><td>N/A</td><td>Tout logiciel équivalent (par ex. pClamp) ferait l’affaire.</td></tr>Station <tr><td>de travail tour Dell Precision T1500 Desktop</td><td>Dell</td><td>N/A</td><td>Le numéro de catalogue dépend de l’ordinateur spécifique : tout ordinateur fonctionne tant qu’il peut exécuter un logiciel d’acquisition d’électrophysiologie.</td></tr><tr><td>Digidata 1440A</td><td>Molecular Devices</td><td>1-2950-0367</td><td></td></tr><tr><td>minuterie numérique</td><td>VWR</td><td>62344-641</td><td>4 canaux Minuterie traçable</td></tr><tr><td>tampons absorbants jetables</td><td>VWR</td><td>56616-018</td><td></td></tr><tr><td>ciseaux de dissecteur</td><td>Outils de science fine</td><td>14082-09</td><td></td></tr><tr><td>lames de rasoir à double tranchant</td><td>Personna</td><td>BP9020</td><td></td></tr><tr><td>double automatique régulateur de température</td><td>Warner Instrument Corporation</td><td>TC-344B</td><td></td></tr><tr><td>Chambre d’enregistrement optimisée à double surface ou à flux laminaire</td><td>N/A N</td><td>/A</td><td>La chambre présentée dans ce protocole est fabriquée sur mesure. Un équivalent commercial serait le RC-27L de Warner Instruments.</td></tr><tr><td>rack d’équipement</td><td>Automate Scientific</td><td>FR-EQ70"</td><td>Un rack n’est pas strictement nécessaire mais utile pour l’organisation de l’électrophysiologie</td></tr><tr><td>Ethylène glycol-bis(2-aminoethyiether)- N,N,N',N'-acide tétraacétique (EGTA)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>324626-25GM</td><td></td></tr><tr><td>papier filtre</td><td>Whatman</td><td>1004 070</td><td></td></tr><tr><td>échelle fine</td><td>Mettler Toledo</td><td>XS204DR</td><td></td></tr><tr><td>Extracteur de micropipettes enflammé/brun</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>boîte de Pétri en verre (100 x 15 mm)</td><td>Corning</td><td>3160-101</td><td></td></tr><tr><td>glucose</td><td>Fisher Scientific</td><td>D16-1</td><td></td></tr><tr><td>Guanosine 5&prime ;-triphosphate sodium sel hydrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G8877-250MG</td><td></td></tr><tr><td>seaux à glace</td><td>Sigma Aldrich</td><td>BAM168072002-1EA</td><td></td></tr><tr><td>vaporisateur d’isoflurane</td><td>General Anesthetic Services</td><td>Tec 3</td><td></td></tr><tr><td>bande de laboratoire</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-901-10R</td><td></td></tr><tr><td>papier lentille</td><td>Fisher Scientific</td><td>11-996</td><td></td></tr><tr><td>source lumineuse</td><td>Olympus</td><td>TH4-100</td><td></td></tr><tr><td>solution de chlorure de magnésium (1 M)</td><td>Qualité Biologique</td><td>351-033-721EA</td><td></td></tr><tr><td>magnétique barres d’agitation</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-513-56</td><td>Le numéro de catalogue dépendra de la taille de la barre d’agitation.</td></tr><tr><td>micromanipulateur</td><td>Luigs & </td> Micromanipulateur Neumann <td>SM-5</td><td></td></tr><tr><td>(manuel)</td><td>Microscope Scientifica</td><td>LBM-2000-00</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Microspatule Olympus</td><td>BX51WI</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Outils scientifiques fins</td><td>10089-11</td><td></td></tr><tr><td>moniteur</td><td>Dell</td><td>2007FPb</td><td></td></tr><tr><td>MultiClamp 700B Amplificateur de microélectrodes</td><td>Dispositifs moléculaires</td><td>MULTICLAMP 700B</td><td>Le MultiClamp 700B doit inclure des étages supérieurs, des porte-pipettes et une cellule modèle.</td></tr><tr><td>N-(2-Hydroxyéthyl)pipérazine-N&prime ;-(acide 2-éthanesulfonique), (HEPES)</td><td>Aiguille Sigma Aldrich</td><td>H3375-25G</td><td></td></tr><tr><td>(calibre 20, longueur 1,5</td>)<td>Becton, Dickinson</td><td>305176</td><td></td></tr><tr><td>filament de nylon</td><td>YLI Wonder Invisible Thread</td><td>212-15-004</td><td>taille 0.004. Ce chat. # provient de Amazon.com</td></tr><tr><td>maille de nylon</td><td>Warner Instruments Corporation</td><td>64-0198</td><td></td></tr><tr><td>pompe perstaltique</td><td>Harvard Apparatus</td><td>70-2027</td><td></td></tr><tr><td>Phosphocréatine di(tris) sel</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P1937-1G</td><td></td></tr><tr><td>Supports de pipette</td><td>Molecular Devices</td><td>1-HL-U</td><td></td></tr><tr><td>fil de platine</td><td>World Precision</td><td>PT0203</td><td></td></tr><tr><td>filament d’acide polylactique (PLA)</td><td>Ultimaker</td><td>RAL 9010</td><td></td></tr><tr><td>chlorure de potassium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3911-500G</td><td></td></tr><tr><td>gluconate de potassium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>1550001-200MG</td><td></td></tr><tr><td>hydroxyde de potassium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>60377-1KG</td><td></td></tr><tr><td>lames de rasoir</td><td>VWR</td><td>55411-050</td><td></td></tr><tr><td>pince à rouleau</td><td>Monde Precision Instruments</td><td>14041</td><td></td></tr><tr><td>échelle</td><td>Mettler Toledo</td><td>PM2000</td><td></td></tr><tr><td>manche de scalpel</td><td>Fine Science Tools</td><td>10004-13</td><td></td></tr><tr><td>harpe à tranches</td><td>Warner</td><td>SHD-26GH/2</td><td></td></tr><tr><td>bicarbonate de sodium</td><td>Fisher Chemical</td><td>S233-500</td><td></td></tr><tr><td>chlorure de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9888-1KG</td><td></td></tr><tr><td>phosphate de sodium monobasique anhydre</td><td>Fisher Chemical</td><td>S369-500</td><td></td></tr><tr><td>pyruvate de sodium</td><td>Fisher Chemical</td><td>BP356-100</td><td></td></tr><tr><td>spatule</td><td>VWR</td><td>82027-520</td><td></td></tr><tr><td>spatule/cuillère, grandes</td> lames de scalpel <td>stériles VWR</td><td>470149-442</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Feather</td><td>72044-10</td><td></td></tr><tr><td>agitateur / plaque chauffante</td><td>Corning</td><td>6795-220</td><td></td></tr><tr><td>robinets d’arrêt, 1 voie</td><td>World Precision Instruments</td><td>14054</td><td></td></tr><tr><td>robinets d’arrêt, 3 voies</td><td>World Precision Instruments</td><td>14036</td><td></td></tr><tr><td>saccharose</td><td>Acros Organics</td><td>AC177142500</td><td></td></tr><tr><td>support pour pinces pivotantes</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-679Q</td><td></td></tr><tr><td>ciseaux chirurgicaux, tranchants/émoussés</td><td>Outils de science fine</td><td>Seringue 14001-12</td><td></td></tr><tr><td>(1 mL)</td>Seringue <td>309659</td><td></td> <td>Becton, Dickinson</td></tr><tr><td>(60 mL avec embout Luer-Lok)</td><td>Pince</td><td>à</td> trois dents Fisher Scientific 05-769-8Q Fisher Scientific 05-769-8Q, grande pince à tissus 11021-15 pince à tissus, petite pince à 309653 <td></td></tr> dents Fisher <tr><td></td><td>Scientific</td><td>05-769-8Q</td><td></td></tr><tr><td>, grande</td><td></td><td></td> pince à tissus 11023-10 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pipettes de transfert</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-7M</td><td></td></tr><tr><td>tube</td><td>Tygon</td><td>E-3603</td><td>ID 1/16 pouce, OD 3/16 pouce</td></tr><tr><td></td><td>tube Tygon</td><td>R-3603</td><td>ID 1/8 pouce, OD 1/4 pouce</td></tr><tr>graisse sous<td>vide</td><td>Dow Corning</td><td>14-635-5D</td><td></td></tr><tr><td>microtome à lame vibrante</td><td>Leica</td><td>VT 1200S</td><td></td></tr><tr><td>table d’amortissement des vibrations avec cage de Faraday</td><td>Micro-G / TMC-ametek</td><td>2536-516-4-30PE</td><td></td></tr><tr><td>fiole jaugée (1 L)</td>Fiole jaugée <td>Kimax</td><td>KIM-28014-1000</td><td></td></tr><tr><td>(2 L)</td><td>PYREX</td><td>65640-2000</td><td></td></tr><tr><td>bain d’eau chaude</td><td>VWR</td><td>1209 &nbsp ;</td><td></td></tr></tbody></table>

le cerveau aigu de souris tranche pour étudier l’activité spontanée de réseau hippocampal

Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity

Le tranchage aigu du cerveau des rongeurs offre une approche expérimentale tractable pour mieux comprendre l’organisation et la fonction des circuits neuronaux avec résolution à cellule unique à l’aide d’électrophysiologie, de microscopie et de pharmacologie. Cependant, une considération majeure dans la conception des expériences in vitro est la mesure dans laquelle différentes préparations de tranche récapitulent des modèles naturalistes de l’activité neuronale comme observé in vivo. Dans le cerveau intact, le réseau hippocampal génère une activité de population hautement synchronisée reflétant l’état comportemental de l’animal, comme en illustrent les complexes d’ondulation à ondes vives (SWR) qui se produisent pendant les états de consommation éveillés ou le sommeil non paradoxal. Les DTS et d’autres formes d’activité réseau peuvent émerger spontanément dans des tranches hippocampiques isolées dans des conditions appropriées. Afin d’appliquer la boîte à outils puissante tranche de cerveau à l’étude de l’activité du réseau hippocampal, il est nécessaire d’utiliser une approche qui optimise la santé des tissus et la préservation de la connectivité fonctionnelle au sein du réseau hippocampal. Les souris sont transcardially perfusées avec le fluide céphalo-rachidien artificiel à base de saccharose froid. Les tranches horizontales contenant l’hippocampe sont coupées à une épaisseur de 450 μm pour préserver la connectivité synaptique. Les tranches se rétablissent dans une chambre de style interface et sont transférées dans une chambre submergée pour les enregistrements. La chambre d’enregistrement est conçue pour la superfusion à double surface du liquide céphalo-rachidien artificiel à un débit élevé afin d’améliorer l’oxygénation de la tranche. Ce protocole donne des tissus sains adaptés à l’étude de l’activité réseau complexe et spontanée in vitro.

Présentés ici sont des enregistrements représentatifs de tranches HEC préparé tel que décrit dans ce protocole. Après récupération dans une chambre de détention d’interface (figure 1C), les tranches sont transférées individuellement dans une chambre d’enregistrement submergée (figure 2B). La chambre d’enregistrement est fournie avec acsf saturé de carbogen à l’aide d’une pompe périssaltique (Figure 2A). La pompe aspire d’abord ACSF ...

Ce protocole décrit la préparation des tranches horizontales de cortex hippocampal-entorhinal (HEC) des souris présentant l’activité spontanée d’ondulation d’onde forte. Les tranches sont incubées dans une chambre de rétention d’interface simplifiée et les enregistrements sont effectués dans des conditions submergées avec un fluide céphalo-rachidien artificiel à écoulement rapide pour favoriser l’oxygénation des tissus et l’émergence spontanée de l’activité au niveau du réseau.

Le cerveau aigu de souris tranche pour étudier l’activité spontanée de réseau hippocampal

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell ...

À l’aide de ce protocole, les chercheurs peuvent étudier les mécanismes sous-jacents aux oscillations du réseau hippocampique dans les préparations de coupes de cerveau de souris aiguës. Dans cette préparation, les enregistrements sont effectués dans des conditions immergées dans des coupes générant des oscillations spontanées du réseau, ce qui permet d’effectuer des techniques pharmacologiques et optogénétiques et de visualiser des enregistrements de cellules uniques. Pour la perfusion transcardique, immédiatement avant de retirer la souris de la chambre d’isoflurane, remplissez le couvercle d’une boîte de Pétri avec trois à cinq millimètres de solution de saccharose réfrigérée et remplissez le fond de la boîte de Pétri avec environ un centimètre de solution de saccharose réfrigérée.Transférez rapidement la souris anesthésiée sur le tampon absorbant gauche et utilisez trois morceaux de ruban adhésif pour fixer les membres antérieurs et la queue. À l’aide de grandes pinces à tissus et de ciseaux chirurgicaux, tentez la peau et faites une incision dans le sens de la longueur du bas du sternum vers le haut de la poitrine. Utilisez la pince pour tirer sur le sternum et utilisez les ci

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Cet article décrit les procédures pour la préparation de coupes d'hippocampe de rats et de souris transgéniques pour l'étude des altérations synaptiques associés au vieillissement du cerveau et liée à l'âge des maladies neurodégénératives comme la maladie d'Alzheimer.

Préparation des coupes d&#39;hippocampe aiguë chez des rats et des souris transgéniques pour l&#39;étude des altérations synaptiques au cours du vieillissement et de l&#39;amylose pathologie

Cette vidéo présente un protocole détaillé pour la préparation de coupes horizontales de cerveau d’hippocampe à partir de souris, en se concentrant sur la préservation de l’intégrité des voies des fibres de l’hippocampe. Le processus consiste à couper et à fixer soigneusement le cerveau, à utiliser un vibratome pour le tranchage et à maintenir des conditions tissulaires optimales avec un liquide carbogéné, ce qui permet d’obtenir des tranches de cerveau d’hippocampe prêtes pour d’autres...

Obtention de tranches horizontales de cerveau d’hippocampe de souris

La vidéo montre une procédure d’enregistrement du potentiel de champ local (LFP) dans des coupes de cortex hippocampique-entorhinal de souris. La stimulation électrique est fournie au niveau de la strate radiale CA3 de l’hippocampe, ce qui provoque des modifications du potentiel postsynaptique au niveau de la strate pyramidale CA1. La variation combinée du potentiel membranaire des neurones CA1, appelée potentiel de champ local, est enregistrée.

Enregistrement du potentiel de champ local dans des coupes de cortex hippocampique-entorhinal de souris

Nous avons développé un dépliée hippocampe in vitro qui préserve CA1-CA3 réseau de neurones. En combinaison avec le réseau de pénétration de micro-électrode, l'activité neuronale peut être contrôlée dans les deux orientations longitudinale et transversale. Cette méthode présente des avantages par rapport aux préparations de tranche de l'hippocampe que la propagation dans tout l'hippocampe peuvent être enregistrées simultanément.

Neural activité Propagation dans un hippocampe Préparation déplié avec un pénétrant Micro-réseau d&#39;électrodes

Un protocole pour correctement identifier et analyser les synapses hippocampiques tranches à l’aide d’immunofluorescence est décrite dans cet article.

Évaluation de la densité de la Synapse dans des tranches de cerveau de rongeurs hippocampe

Nous illustrons comment effectuer une modulation électrique et d’enregistrement de l’activité épileptiforme induite par la 4-aminopyridine dans des tranches de cerveau de rongeurs à l’aide de matrices de microélectrodes. Une chambre d’enregistrement personnalisé maintient le tissu viabilité tout au long des sessions expérimentales prolongées. Cartographie de l’électrode en direct et sélection des paires stimulants sont effectuées par une interface utilisateur graphique personnalisée.

Enregistrement et Modulation de l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeur couplé aux baies de microélectrodes

Nous avons utilisé des électrodes d'enregistrement et de stimulation dans des tranches de cerveau hippocampal longitudinales et des électrodes d'enregistrement et de stimulation positionnelles longitudinale dans l'hippocampe dorsal in vivo pour évoquer les potentiels postsynaptiques extracellulaires et démontrer plasticité synaptique à long terme le long de l'interlamellar longitudinal CA1.

Investigating Long-term Synaptic Plasticity in Interlamellar Hippocampus CA1 par Electrophysiological Field Recording

Il s’agit d’un protocole pour la préparation des tranches aiguës de l’adulte et le vieillissement hippocampi souris qui tire parti de la perfusion transcardique et la coupe de tranches avec la glace-froid NMDG-aCSF pour réduire les dommages hypoxiques au tissu. Les tranches qui en résultent restent en bonne santé pendant de nombreuses heures et conviennent aux corrections à long terme et aux enregistrements sur le terrain.

Minimiser l’hypoxie dans les tranches hippocampales des souris adultes et vieillissantes

Cet article vise à décrire un protocole systématique pour obtenir des tranches horizontales de cerveau hippocampal chez la souris. L’objectif de cette méthodologie est de préserver l’intégrité des voies de fibre hippocampal, telles que le chemin perforant et le tractus de fibre moussée pour évaluer les processus neurologiques liés au gyrus dentate.

Tranches hippocampiques horizontales du cerveau de souris

Nous présentons un protocole pour préparer des tranches aiguës de l’hippocampe dorsale-intermédiaire des souris. Nous comparons cette préparation transversale avec le tranchage coronal en termes de qualité des enregistrements et de préservation des caractéristiques morphologiques des neurones enregistrés.

Préparation de tranches aiguës de l’hippocampe dorsal pour l’enregistrement des cellules entières et la reconstruction neuronale dans le gyrus bosselé de souris adultes

Découvrez la préparation de tranches aiguës de cerveau de souris pour étudier les oscillations spontanées du réseau hippocampal. Cette méthode permet des enregistrements électrophysiologiques précis et des manipulations pharmacologiques.

Le cerveau aigu de souris tranche pour étudier l’activité spontanée de réseau hippocampal

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