Quantifier les changements aigus dans l’activité nerveuse sympathique rénale en réponse à des Manipulations du système nerveux Central chez le rat anesthésié

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés sur le système nerveux autonome, en particulier sur les mécanismes du système nerveux central qui régulent l’écoulement sympathique vers le rein. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet de mesurer l’impact des manipulations du système nerveux central sur l’écoulement sympathique rénal vers le rein. Avant la canulation artérielle, inspectez le cathéter de détection de pression sous un fort grossissement pour confirmer que le cathéter est exempt de bulles et de débris et qu’il a un ménisque intact entre les composants remplis de liquide et de gel.

Avant chaque implantation, remplissez le gel à l’extrémité distale du cathéter et utilisez un aimant pour allumer l’émetteur. Placez un demi-nœud lâche dans la suture proximale pour occlure brièvement l’artère fémorale. Et en tenant l’introducteur de cathéter dans la main non dominante, utilisez une pince de canulation vasculaire pour saisir l’extrémité de la canule de l’unité de télémétrie afin d’éviter de déplacer le gel de la pointe.

Utilisez une pointe d’aiguille pliée de calibre 22 pour percer un trou dans l’artère et insérez la canule dans l’artère aussi loin que possible. Fixez ensuite le cathéter de pression avec les attaches de suture proximales et distales. Et rentrez le corps de l’implant de télémétrie à l’intérieur du flanc adjacent à l’incision.

Pour accéder au cerveau, déplacez doucement le rat en position couchée dans un cadre de chirurgie stéréotaxique avec la tête entre les barres d’oreille et ajustez la barre d’incisive pour égaliser la hauteur de lambda et de bregma. Ensuite, faites une incision caudale rostrale de deux centimètres à travers la ligne médiane du cuir chevelu et utilisez des applicateurs à bout de coton pour retirer fermement tout tissu conjonctif de la surface du crâne. Appliquez du peroxyde d’hydrogène sur le crâne exposé pour aider à visualiser les sutures bregma, lambda et médiane.

À l’aide d’un atlas du cerveau du rat pour guider le ciblage, percez une ostéotomie à trou de bavure dimensionnée pour l’accès aux électrodes à travers le crâne. Pour isoler les nerfs sympathiques rénaux, connectez un fil d’activité nerveuse sympathique rénale ou une électrode RSNA à un préamplificateur 10X et à un amplificateur de microélectrode et faites une incision au scalpel s’étendant de quatre à cinq centimètres sous les côtes dans la direction caudale légèrement latérale à la colonne vertébrale. Disséquez pour visualiser les muscles paraspinaux et faites une incision caudale rostrale très superficielle d’un à deux centimètres où la graisse rencontre le muscle.

À l’aide d’applicateurs à embout de coton, étalez la graisse loin du muscle pour visualiser le rein sans entrer dans l’espace péritonéal. Et utilisez des écarteurs pour séparer doucement le rein des muscles paraspinaux afin de visualiser l’artère rénale et l’aorte abdominale. Et utilisez un grossissement élevé pour identifier les nerfs rénaux dans la poche d’incision.

Les faisceaux nerveux sont plus facilement visibles dans l’angle droit formé par l’aorte et l’artère rénale, suivant de près l’artère rénale de l’aorte aux reins. Ensuite, utilisez une pince à épiler de microdissection pour disséquer doucement un segment du faisceau nerveux à placer sur l’électrode d’enregistrement à partir du tissu environnant. Fixez l’électrode RSNA dans un support et abaissez l’électrode au niveau du segment nerveux.

À l’aide d’un crochet nerveux, soulevez doucement un segment du nerf rénal sur l’électrode sans étirer le nerf. Et remplissez l’incision avec de l’huile minérale pour garder le nerf sympathique rénal exposé hydraté. Fixez une pince de mise à la terre à l’animal et l’autre extrémité à la cage de Faraday et utilisez un filtrage passe-haut et passe-bas pour diriger le signal vers les amplificateurs.

Ajustez ensuite le gain jusqu’à 10 kilohertz, y compris un moniteur audio, pour évaluer le modèle de rafale du RSNA. Pour évaluer la qualité de l’enregistrement RSNA, évoquez le baroréflexe avec une injection intraveineuse en bolus de 100 microlitres de phényléphrine en bolus de 10 microgrammes par millilitre pour augmenter la pression artérielle et inhiber l’activité du nerf sympathique rénal en ajustant la position des électrodes pour améliorer le signal si nécessaire. Une fois qu’un signal clair a été obtenu, aspirez l’huile minérale et fixez l’électrode en place avec du gel de silice.

Dans cette expérience représentative, l’injection intraveineuse de phényléphrine a été utilisée pour induire une augmentation de la pression artérielle moyenne et pour provoquer le baroréflexe et la sympathoinhibition transitoire. Pour quantifier le RSNA, le RSNA brut a été rectifié et moyenné pour les segments de 10 secondes qui ne se chevauchaient pas, et l’estimation du bruit a été soustraite de chaque segment. Lors de l’exécution de cette procédure, il est important de se rappeler de s’assurer que le rat est correctement anesthésié, qu’il est correctement positionné dans le cadre stéréotaxique et que le système est correctement mis à la terre pour réduire le bruit électrique.

À la suite de cette procédure et de la collecte de tissu cérébral, des méthodes histologiques peuvent être appliquées pour caractériser les types de noyaux du système central qui contrôlent une réponse sympathoexcitatrice. Cette technique permet aux neuroscientifiques d’explorer les mécanismes de régulation autonome chez les rats anesthésiés, ce qui éclaire les études futures chez les animaux pour comprendre le contrôle de la pression artérielle et de la fonction rénale. N’oubliez pas qu’il est essentiel d’évaluer le plan de l’anesthésie au moins toutes les 15 minutes.

Et pour fournir une anesthésie supplémentaire au besoin.