È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Modulazioni ambientali del numero di Mesencefalo dopamina neuroni in topi adulti

8.4K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/52329

⸱

20 gennaio 2015

 ,  ,  ,  ,  , 
1Florey Institute of Neuroscience and Mental Health, The University of Melbourne

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive due diverse manipolazioni ambientali e un protocollo di infusione cerebrale concomitante per studiare i cambiamenti cerebrali indotti dall'ambiente alla base del comportamento adattivo e della riparazione cerebrale nei topi adulti.

Abstract

Cambiamenti di lunga durata nel cervello o 'plasticità cerebrale' alla base di un comportamento adattivo e riparazione del cervello a seguito di malattia o infortunio. Inoltre, le interazioni con l'ambiente possono indurre la plasticità cerebrale. Sempre più spesso, la ricerca sta cercando di identificare quali ambienti stimolare la plasticità del cervello favorevole per il trattamento del cervello e disturbi comportamentali. Due manipolazioni ambientali vengono descritti che aumentare o diminuire il numero di tirosina idrossilasi immunopositive (TH +, l'enzima limitante della dopamina (DA) sintesi), i neuroni del mesencefalo topo adulto. Il primo comprende accoppiamento topi maschi e femmine insieme ininterrottamente per 1 settimana, che aumenta TH + mesencefalo neuroni di circa il 12% nei maschi, ma diminuisce TH + mesencefalo neuroni di circa il 12% nelle femmine. Il secondo comprende topi abitative ininterrottamente per 2 settimane in "ambienti arricchiti» (EE) contenenti ruote corsa, giocattoli, corde, materiale di nidificazione, ecc, che increases TH + mesencefalo neuroni di circa il 14% nei maschi. Inoltre, un protocollo è descritto per infusione contemporaneamente farmaci direttamente nel mesencefalo durante queste manipolazioni ambientali per identificare i meccanismi alla base della plasticità cerebrale ambientale indotta. Ad esempio, EE-induzione di più TH + mesencefalo neuroni è abolito dal blocco concomitante di ingresso sinaptica sui neuroni del mesencefalo. Insieme, questi dati indicano che le informazioni circa l'ambiente viene trasmessa tramite l'ingresso sinaptica di neuroni mesencefalo per attivare o disattivare l'espressione di geni 'DA'. Così, la stimolazione ambientale adeguata, o drug targeting dei meccanismi alla base, potrebbe essere utile per il trattamento di disturbi cerebrali e comportamentali connessi con gli squilibri in mesencefalo DA (ad esempio il morbo di Parkinson, deficit di attenzione e iperattività, schizofrenia, e la tossicodipendenza).

Introduzione

DArgic segnalazione dai neuroni nell'area ventrale tegmentale (VTA) e la substantia nigra pars compacta (SNC) del mesencefalo è pensato per essere importante per i comportamenti cognitivi, emotivi e motori ricompensa motivati. Tuttavia, troppo o troppo poco di segnalazione DA mesencefalo provoca molti sintomi invalidanti in una serie di disturbi neurologici (ad esempio il morbo di Parkinson, deficit di attenzione e iperattività, schizofrenia, e tossicodipendenza). I farmaci che aumentano o diminuiscono DA segnalazione alleviare questi sintomi, ma producono anche effetti collaterali riconducibili alla segnalazione disregolato ed effetti off-target. Efficacia Drug declina anche nel tempo a causa di reazioni compensatorie del cervello. La sfida è quindi di ripristinare la normale segnalazione DA mesencefalo in modo più mirato e fisiologico, e un approccio preferito è aumentando o diminuendo il numero di mesencefalo neuroni DA.

La prova si è accumulato per SEVdecenni rale che l'espressione di geni e proteine ​​coinvolte nel metabolismo e il traffico DA e altre catecolamine in cellule adulte mature è modificabile (recensito in 1). Nel mesencefalo, il numero di tirosina idrossilasi immunopositive (TH +, l'enzima limitante nella sintesi) DA neuroni diminuisce quindi aumenta in seguito alla somministrazione neurotossina 2,3, mentre il numero di TH immunonegative (TH) neuroni mostra l'andamento opposto (vale a dire gli aumenti poi diminuisce 3). Questo è coerente con la perdita poi guadagno del 'DA fenotipo' da alcune cellule. Il numero di neuroni TH + e TH SNC è stato anche dimostrato di modificare in direzioni uguali ma opposti seguente vari trattamenti che alterano l'attività elettrica di queste cellule 4,5. Ad esempio, l'infusione della piccola conduttanza, potassio calcio-attivata (SK) canale antagonista Apamina nel mesencefalo per 2 settimane diminuisce il numero di TH + e aumenta (dello stesso importo) il number di TH SNc neuroni 4,5. Al contrario, l'infusione di SK agonisti canale 1-EBIO aumenta il numero di TH + e diminuisce (dello stesso importo) il numero di neuroni TH SnC 4,5. Modifiche simili sono state osservate in seguito a una serie di trattamenti mirati SNc attività neuronale, tra cui alcuni che mira ingressi afferenti 4. Questa apparente regolazione del numero di neuroni SNc DArgic per attività neuronale e input afferenti solleva la possibilità che l'ambiente o il comportamento possono influenzare il numero di neuroni SnC. Infatti topi adulti esposti ad ambienti differenti hanno più o meno mesencefalo (SNC e VTA) TH + neuroni, e almeno alcuni di questi cambiamenti ambientali indotti sono soppressi dal blocco concomitante di ingresso sinaptica nel mesencefalo 6. Gli obiettivi di questa comunicazione sono: (1) fornire ulteriori dettagli su come implementare le nostre manipolazioni ambientali e infusi di droga; e (2) fornire ulteriori dati a sostegno della nostra tesi che la postanvironment regola il numero di mesencefalo neuroni DA, tramite l'ingresso afferente.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

NOTA: Tutte le procedure sperimentali su animali sono stati approvati dall'Istituto Florey di Neuroscienze e Salute mentale Comitato etico degli animali e sono conformi alle Australia National Health e Medical Research Council ha pubblicato il codice di condotta per la cura e l'uso di animali a fini scientifici (7 ° edizione, 2004).

1. manipolazioni ambientali

  1. Genere Pairing
    1. Utilizzare sessualmente maturi (> 8 settimane di età), di sesso maschile di pari età e topi femmina.
      NOTA: Noi di solito utilizzare C57BL / 6 topi, ma abbiamo avuto gli stessi risultati utilizzando topi svizzero in questo protocollo. Usiamo tipicamente n = 8 maschi e n = 8 femmine per ogni esperimento, diviso in n = 2 coppie maschio-maschio (n = 4 maschi), n = 2 coppie femmina-femmina (n = 4 femmine), e n = 4 coppie maschio-femmina (n = 4 maschi e n = 4 femmine).
    2. All'arrivo nella struttura detenzione degli animali, il gruppo-casa i topi di genere per> 3 giorni di tempo per acclimatarsi. Qui e througHout l'abbinamento genere, mantenere stimoli ambientali estranei (ad esempio la temperatura ambiente, la luce: il ciclo scuro, cibo, acqua, gestione e pulizia) costante o distribuire equamente a tutti i topi.
    3. Assegna in modo casuale ogni mouse a una coppia maschio-maschio, un paio femmina-femmina, o un paio maschio-femmina. Mettere ogni coppia in una gabbia pulita in isolamento (2 topi / gabbia) con ad libitum l'accesso al cibo e all'acqua, e semplicemente alloggiare in questo modo continuo per 7 giorni.
      NOTA: routine zootecnia è OK in questo periodo, ma deve essere distribuito equamente a tutti i topi. Fare attenzione ad evitare l'accoppiamento di fratellini maschili e femminili.
  2. Arricchimento ambientale
    1. Utilizzare sessualmente maturi (> 8 settimane di età), maschio o femmina topi di pari età.
      NOTA: Usiamo tipicamente n = 18 topi per ogni esperimento, divisi in gruppo n = 6 / trattamento.
    2. All'arrivo nella struttura detenzione animale tenerli ospitato gruppo ospitato in serie identiche (SH) (ad esempio, Vedi sotto) le condizioni in questa fase per> 3 giorni di tempo per acclimatarsi. Qui e in tutto l'esperimento, mantenere stimoli ambientali estranei (ad esempio la temperatura ambiente, la luce: il ciclo scuro, cibo, acqua, gestione e pulizia) costante o distribuire equamente a tutti i topi.
    3. Per iniziare l'arricchimento ambientale, assegnare casualmente ogni mouse a uno dei 3 gruppi: SH; ruote in esecuzione (RW), o l'ambiente arricchito (EE) e porre ogni gruppo di topi insieme in una gabbia pulita identico ad libitum accesso al cibo e all'acqua.
      NOTA: Qui, gabbie più grandi-ratto in possesso di tutti i gruppi, di 27 cm di larghezza, 42 cm e 16 cm di profondità sono stati utilizzati.
      1. Inoltre, fornire le seguenti condizioni ambientali per ciascun gruppo: SH che comprende solo cucciolata (pellet di carta o segatura) al piano; RW comprendente SH più 2 in esecuzione ruote; EE comprendente RW più giocattoli (corde, scale, tunnel, e oggetti, quali panini e pezzi di carta velina tovagliolo di carta vuoto) con la quale a explore, giocare, arrampicarsi, nascondersi, e nido.
      2. Loro casa in questo modo continuo per 14 giorni.
        NOTA: routine zootecnia è OK in questo periodo, ma deve essere distribuito equamente a tutti i topi.
    4. Oggetto topi EE a ulteriori 'super-arricchimento' (SE) per metterli insieme in una gabbia più grande contenente nuovi giocattoli per 1 ora / giorno (stessa ora ogni giorno), 5 giorni / settimana.
      NOTA: Qui, di larghezza di 46 centimetri, lunga 69 centimetri, e 40 cm di profondità vasca di plastica è stato utilizzato.
      1. Mantenere novità presentando un diverso insieme di giocattoli ogni sessione. Giocattoli puliti che devono essere ri-presentati a topi con acqua e sapone e l'80% di etanolo per rimuovere i profumi.
      2. Dopo ogni sessione di SE, restituire i topi alla loro gabbia EE. Maniglia SH e RW topi gli stessi topi SE (ad eccezione di SE stessa) in tutto questo periodo (ad esempio, rimuovere e ritornano ogni SH e RW del mouse da e verso la sua gabbia).

2. Osmotica Pump and Brain Infusion cannula Implants for Drug Infusion

  1. Preparazione
    1. Utilizzare pompe osmotiche sterili e kit di infusione del cervello, che sono disponibili in commercio. Il giorno prima dell'impianto, utilizzando una tecnica asettica, primi gli impianti di riempimento ogni pompa, tubo di collegamento e la cannula con la soluzione di droga o di un veicolo sterile (come descritto nelle istruzioni fornite con le pompe). Collegarli insieme e incubare in soluzione fisiologica sterile notte a 37 ° C. Incubare impianti alla droga e veicoli pieni separatamente per evitare la contaminazione incrociata.
  2. Chirurgia.
    NOTA: A seconda del paese dello sperimentatore, particolari autorizzazioni o di quote di sperimentazione animale sono tenuti a perseguire questo tipo di chirurgia e sperimentazioni post-operatorie.
    1. Sterilizzare tutti gli apparecchi chirurgici e utilizzare condizioni asettiche. Anestetizzare un mouse (ad esempio utilizzando 1-2% isofluorane in aria) e collocarlo in un sterecastelletto otaxic. Controllare la profondità dell'anestesia durante tutta la procedura e somministrare un'ulteriore anestesia, se necessario (ad esempio, l'assenza di recesso arto per nociva zampa pizzico è indicativo di anestesia adeguata). Assicurarsi che gli occhi sono protetti da disseccamento da pomata lubrificante occhio, e che la temperatura corporea del mouse rimane normale per tutta la procedura.
    2. Effettuare una incisione mediana attraverso la pelle partendo da tra gli occhi e Finitura 2 cm posteriormente al bordo posteriore del cranio. Blunt sezionare la pelle dalla fascia sottostante lungo la schiena del mouse per creare una sottocutanea 'tasca' grande abbastanza per adattarsi comodamente la pompa e il tubo di collegamento volta la cannula viene impiantato (il tubo di collegamento non deve essere piegato al termine). Raschiare cancellare la fascia da oltre all'aspetto dorsale del cranio.
    3. L'utilizzo di un diametro di bava dentale approssimativamente di 1,5 mm, drill-down nel cranio al stereotassico appropriata coordinate uino un sottile strato flessibile di resti ossei. Peel questo strato di distanza utilizzando una pinza sottile (questo evita di danneggiare la sottostante dura madre e il cervello con la bava dentale). Assicurarsi che il cranio è pulito di eventuali frammenti di sangue e ossa, e che non c'è più il sanguinamento.
    4. Con la cannula tenuto da un supporto cannule, posizionare la pompa e tubo di collegamento in 'tasca' sottocutanea sovrastante schiena del mouse. Successivamente, posizionare la punta della cannula in opportuni coordinate stereotassica e sulla superficie del cervello. Abbassare con cautela la cannula nel cervello, ma smettere di circa 1 millimetro brevi della profondità richiesta.
      NOTA: La profondità residua sarà negoziato dopo l'applicazione del primo strato di acrilico dentale.
    5. Verificare nuovamente la superficie del cranio è pulito ed asciutto, quindi preparare un piccolo volume di acrilico dentale e utilizzare uno stuzzicadenti per lisciare sull'intera area esposta del cranio, compreso nel bava foro attraverso il cranio intorno the cannula. Prima l'acrilico indurisce, abbassare la cannula punta la profondità residua nel bersaglio.
    6. Preparare un'altra piccolo volume di acrilico dentale e questo strato sul primo, così come il supporto plastico bianco per la cannula, per fissare la cannula in posizione. Ripetere con ulteriori strati di acrilico, se necessario.
    7. Una volta che l'acrilico è indurito, rimuovere con attenzione il supporto cannule e tagliare la plastica scheda cannula rimovibile bianco con una lama di bisturi riscaldata con una fiamma butano. Infine, suturare la pelle chiusa sull'intero impianto.
  3. Il trattamento post-chirurgico di animali
    1. Applicare pomata antisettica ai margini della pelle, e somministrare un antinfiammatorio al mouse (es meloxicam, 3 mg / kg sc). Rimuovere il mouse dal telaio, posizionarlo sotto una lampada di calore, e osservare fino a che non riprende conoscenza. Non restituire un topo che ha subito un intervento chirurgico per la compagnia di altri animali fino alla completa guarigione.
      NOTA: Expmanipolazioni erimental quali l'associazione di genere e ambiente di arricchimento possono essere avviate o ripresi il giorno dopo l'intervento chirurgico al più presto.
    2. Monitorare loro peso corporeo, comportamento generale e l'aspetto quotidiana. Trattare segni di infezione (ad esempio gonfiore, arrossamento, pus) intorno incisioni chirurgiche con attualità pomata antisettica. Trattare tutti i segni di malattia, il dolore, lo stress o disagio (ad esempio la perdita di> 10% del peso corporeo, ritiro sociale, la mancanza di governare, "smerigliatura", movimento disfunzioni, convulsioni) con analgesici e / o antibiotici sistemici necessari.
    3. Euthanize topi se> 15% di perdita di peso o sintomi di malattia, il dolore, lo stress o disagio non sono recuperabili entro 1 settimana di trattamento curativo.

3. tessuto cerebrale Preparazione, immunoistochimica Processing, e Stereology

  1. Perfusion
    1. Subito dopo manipolazioni / droga ambientali, preparare il cervello per lo studio.
      NOTA: Negli esperimenti qui riportati sono stati misurati il ​​numero di SNc TH + neuroni e confrontata in ciascuno dei diversi gruppi di trattamento.
    2. Prima somministrare una overdose di anestetico per uccidere i topi (ad esempio 100 mg / kg ip sodio pentobarbitone). Una volta anestetizzato ma prima che il cuore smette di battere, porre il mouse sulla sua schiena e cravatta o definire con precisione entrambi arti anteriori.
    3. Usando un bisturi tagliare via la pelle sovrastante torace poi incise attraverso il muscolo appena sotto la gabbia toracica nella cavità addominale. Inserire un morsetto sul processo xifoideo della gabbia toracica e sollevare la gabbia toracica e lontano dal fegato esporre il diaframma.
    4. Tagliare il diaframma e attraverso le nervature laterali su entrambi i lati con forbici grandi fino alla cassa toracica può essere ripiegato sopra la testa per esporre i polmoni e il cuore. Usando forbici sottili fanno una piccola incisione nell'atrio destro come un punto di uscita di sangue e soluzioni perfusi, poi tagliare attraverso la base del ventri sinistraCLE e posizionare una cannula attraverso il ventricolo sinistro, l'atrio sinistro, e nell'aorta.
    5. Fissare la cannula in posizione poi pompa calda (37 ° C) eparinizzate e 0,1 M tampone fosfato fisiologica (PBS) attraverso il sistema vascolare fino soluzione uscendo nell'atrio destro è completamente priva di sangue. Successivamente, la pompa fredda (4 ° C) soluzione fissativa (ad esempio 4% paraformaldeide in PBS) attraverso il sistema vascolare finché l'intero mouse è ben fissato. Rimuovere il cervello e il luogo in PBS con il 30% di saccarosio per 2-3 giorni fino a quando i lavandini del cervello.
      NOTA: Altri tipi di preparazione del tessuto possono essere applicati a seconda della perizia in laboratorio corrispondente.
  2. Preparazione di criosezioni gratuita flottante
    1. Tagliare sezioni seriali attraverso le regioni cerebrali di interesse e raccogliere questi in PBS.
      NOTA: Abbiamo tagliato 40 sezioni micron di spessore con un criostato. Altri tipi di sezionamento del tessuto possono essere applicati a seconda della competenza nel corriLaboratorio ng.
  3. Immunoistochimica
    1. Eseguire immunoistochimica standard per le proteine ​​di interesse. Incubare sezioni 5% siero di capra normale e 0,3% triton X-100 in PBS a temperatura ambiente per 30 min, poi immunoreact con coniglio policlonale anti-TH (1: 400) a 4 ° C per 48 ore, poi policlonale di capra anti biotinilato -rabbit (1: 1.000) a temperatura ambiente per 2 ore.
    2. Successivamente, incubare in avidina-perossidasi (1: 500) a temperatura ambiente per 1 ora, poi in cobalto e nichel-intensificato diammino-benzidina (0,5 mg / ml) a temperatura ambiente per 18-20 min; per l'ultimo 3-5 min di incubazione diamino-benzidina aggiungere perossido di idrogeno (0,01%) per catalizzare precipitazione cromogeno. Lavare sezioni tre volte per 10 minuti ciascuno in PBS prima, dopo, e tra ciascuno dei passaggi precedenti.
    3. Montare le sezioni su vetrini da microscopio gelatinizzati, aria asciugarle, poi macchia Nissl (rosso neutro), disidratano in alcool, chiaro (X-3B), e coprioggetto.
  4. Stereology
    1. Stimare il numero totale di neuroni TH + e TH SNc (LC e VTA e) con metodi stereologici imparziali. Assicurarsi che il stereologist è cieco per il trattamento ricevuto. Escludi glia sulla base del diametro di soma <5 micron e contare solo le cellule con un nucleo visibile.
    2. Identificare il SNc (e VTA e LC) per le posizioni spaziali di cellule TH + e anatomici famosi / confini secondo l'atlante del cervello di Paxinos e Watson 7. Contare TH + cellule entro un conteggio telaio (55 x 55 um = 3025 micron 2) ad intervalli predeterminati regolari (x = 140 micron, y = 140 micron per SNc; x = 100 micron, y = 100 micron per VTA e LC) nel corso di ogni nucleo in ogni quarta sezione.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Topi adulti sottoposti a queste manipolazioni ambientali hanno alterato il numero di mesencefalo (snc e VTA), ma non LC, TH + neuroni, e EE più concomitante infusione mesencefalo di una picrotossina o bicucullina (GABA A antagonisti dei recettori) abolisce EE-induzione di più SNc TH + neuroni. Questi dati sono stati precedentemente pubblicati in 6. I dati presenti sono stati raccolti in esperimenti replicati eseguiti come parte di tale studio precedente, ma non sono stati pubblicati altrove.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Manipolazioni ambientali

La motivazione alla base della progettazione di queste manipolazioni ambientali (abbinamento di genere e di arricchimento ambientale) è stato quello di determinare se l'ambiente, e / o il comportamento richiesto dall'ambiente, è associata a cambiamenti nel numero di mesencefalo neuroni DA. L'attenzione è quindi di fornire ambienti e stimolando comportamenti che potrebbero coinvolgere la segnalazione DA mesencefalo. Questi abbinamento incluso con ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo studio è stato supportato dal National Health and Medical Research Council of Australia (NHMRC) Project grant 1022839. AJH è un FT3 Future Fellow (FT100100835) dell'Australian Research Council (ARC). Il Florey Institute of Neuroscience and Mental Health riconosce il sostegno della sovvenzione per il sostegno alle infrastrutture operative del governo del Victoria.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
IsofluoraneBaxter Healthcare Pty Ltd, Baxter Drive, NSW 2146, AustraliaAHN3640
Pompa osmotica ALZET 1002DURECT Corporation, PO Box 530 Cupertino, CA 95015-05300004317
ALZET Kit per infusione cerebrale 1DURECT Corporation, PO Box 530 Cupertino, CA 95015-05300004760
Porta cannula ALZET 1DURECT Corporation, PO Box 530 Cupertino, CA 95015-05300008860
Vertex Monomero Autopolimerizzante (solvente acrilico dentale)Vertex Dental, Postbus 10, 3700 AA ZEIST, Paesi Bassin/a
Vertex Self Curing (polvere acrilica dentale)Vertex Dental, Postbus 10, 3700 AA ZEIST, Paesi Bassin/a
METACAM (Meloxicam)Troy Laboratories, 98 long Street, smithfield NSW 2164 AustraliaL10100
Pentobarbitone di sodioLethabarb, Virbac, Milperra, NSW, Australia571177
Normale siero di caprachemicon-temecula, CAS26-Litre
Triton X-100Merck Millipore Headquarters , 290 Concord road, Billerica, MA 018211.08603.1000
Coniglio policlonale anti-tirosina idrossilasiMerck Millipore Headquarters , 290 Concord road, Billerica, MA 01821AB152
Capra biotinilata policlonale anti-coniglioDako Australia Pty. Ltd., Suite 4, Level 4, 56 Berry street, North Sydney, NSW, Australia 2060EO432
Avidin perossidasiSigma-aldrich, Castle Hill, NSW 1765 AUA3151-1mg
Diamino-benzidinaSigma-aldrich, Castle Hill, NSW 1765 AUD-5637
Stereo InvestigatorMicroBrightField Bioscience, 185 Allen Brook Lane, Suite 101, Williston, VT 05495n/a

Riferimenti

  1. Aumann, T., Horne, M. Activity-dependent regulation of the dopamine phenotype in substantia nigra neurons. Journal of neurochemistry. 121, 497-515 (2012).
  2. Sauer, H., Oertel, W. H. Progressive degeneration of nigrostriatal dopamine neurons following intrastriatal terminal lesions with 6-hydroxydopamine: a combined retrograde tracing and immunocytochemical study in the rat. Neuroscience. 59, 401-415 (1994).
  3. Stanic, D., Finkelstein, D. I., Bourke, D. W., Drago, J., Horne, M. K. Timecourse of striatal re-innervation following lesions of dopaminergic SNpc neurons of the rat. The European journal of neuroscience. 18, 1175-1188 (2003).
  4. Aumann, T. D., et al. Neuronal activity regulates expression of tyrosine hydroxylase in adult mouse substantia nigra pars compacta neurons. Journal of neurochemistry. 116, 646-658 (2011).
  5. Aumann, T. D., et al. SK channel function regulates the dopamine phenotype of neurons in the substantia nigra pars compacta. Experimental neurology. 213, 419-430 (2008).
  6. Aumann, T. D., Tomas, D., Horne, M. K. Environmental and behavioral modulation of the number of substantia nigra dopamine neurons in adult mice. Brain and behavior. 3, 617-625 (2013).
  7. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , 2nd, Academic Press. (2001).
  8. Schultz, W. Behavioral dopamine signals. Trends in neurosciences. 30, 203-210 (2007).
  9. Sun, P., Smith, A. S., Lei, K., Liu, Y., Wang, Z. Breaking bonds in male prairie vole: long-term effects on emotional and social behavior, physiology, and neurochemistry. Behavioural brain research. 265, 22-31 (2014).
  10. Aponso, P. M., Faull, R. L., Connor, B. Increased progenitor cell proliferation and astrogenesis in the partial progressive 6-hydroxydopamine model of Parkinson's disease. Neuroscience. 151, 1142-1153 (2008).
  11. Frielingsdorf, H., Schwarz, K., Brundin, P., Mohapel, P. No evidence for new dopaminergic neurons in the adult mammalian substantia nigra. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 10177-10182 (2004).
  12. Lie, D. C., et al. The adult substantia nigra contains progenitor cells with neurogenic potential. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 6639-6649 (2002).
  13. Chen, Y., Ai, Y., Slevin, J. R., Maley, B. E., Gash, D. M. Progenitor proliferation in the adult hippocampus and substantia nigra induced by glial cell line-derived neurotrophic factor. Experimental neurology. 196, 87-95 (2005).
  14. Yoshimi, K., et al. Possibility for neurogenesis in substantia nigra of parkinsonian brain. Ann Neurol. 58, 31-40 (2005).
  15. Shan, X., et al. Enhanced de novo neurogenesis and dopaminergic neurogenesis in the substantia nigra of 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine-induced Parkinson's disease-like mice. Stem Cells. 24, 1280-1287 (2006).
  16. Zhao, M., et al. Evidence for neurogenesis in the adult mammalian substantia nigra. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 7925-7930 (2003).
  17. Baker, H., Kawano, T., Margolis, F. L., Joh, T. H. Transneuronal regulation of tyrosine hydroxylase expression in olfactory bulb of mouse and rat. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 3, 69-78 (1983).
  18. Black, I. B., Chikaraishi, D. M., Lewis, E. J. Trans-synaptic increase in RNA coding for tyrosine hydroxylase in a rat sympathetic ganglion. Brain research. 339, 151-153 (1985).
  19. Zigmond, R. E., Chalazonitis, A., Joh, T. Preganglionic nerve stimulation increases the amount of tyrosine hydroxylase in the rat superior cervical ganglion. Neuroscience letters. 20, 61-65 (1980).
  20. Biguet, N. F., Rittenhouse, A. R., Mallet, J., Zigmond, R. E. Preganglionic nerve stimulation increases mRNA levels for tyrosine hydroxylase in the rat superior cervical ganglion. Neuroscience letters. 104, 189-194 (1989).
  21. Richard, F., et al. Modulation of tyrosine hydroxylase gene expression in rat brain and adrenals by exposure to cold. Journal of neuroscience research. 20, 32-37 (1988).
  22. Schalling, M., Stieg, P. E., Lindquist, C., Goldstein, M., Hokfelt, T. Rapid increase in enzyme and peptide mRNA in sympathetic ganglia after electrical stimulation in humans. Proc Natl Acad Sci U S A. 86, 4302-4305 (1989).
  23. Liaw, J. J., He, J. R., Barraclough, C. A. Temporal changes in tyrosine hydroxylase mRNA levels in A1, A2 and locus ceruleus neurons following electrical stimulation of A1 noradrenergic neurons. Brain research. Molecular brain research. 13, 171-174 (1992).
  24. Watabe-Uchida, M., Zhu, L., Ogawa, S. K., Vamanrao, A., Uchida, N. Whole-brain mapping of direct inputs to midbrain dopamine neurons. Neuron. 74, 858-873 (2012).
  25. Tepper, J. M., Lee, C. R. GABAergic control of substantia nigra dopaminergic neurons. Progress in brain research. 160, 189-208 (2007).
  26. Hannan, A. J. Environmental enrichment and brain repair: harnessing the therapeutic effects of cognitive stimulation and physical activity to enhance experience-dependent plasticity. Neuropathology and applied neurobiology. 40, 13-25 (2014).
  27. Nithianantharajah, J., Hannan, A. J. Enriched environments, experience-dependent plasticity and disorders of the nervous system. Nature reviews. Neuroscience. 7, 697-709 (2006).
  28. Chmiel, D. J., Noonan, M. Preference of laboratory rats for potentially enriching stimulus objects. Laboratory animals. 30, 97-101 (1996).
  29. Hanmer, L. A., Riddell, P. M., Williams, C. M. Using a runway paradigm to assess the relative strength of rats' motivations for enrichment objects. Behavior research methods. 42, 517-524 (2010).
  30. Burrows, E. L., McOmish, C. E., Hannan, A. J. Gene-environment interactions and construct validity in preclinical models of psychiatric disorders. Progress in neuro-psychopharmacology & biological psychiatry. 35, 1376-1382 (2011).
  31. Van de Weerd, H. A., Van Loo, P. L. P., Van Zutphen, L. F. M., Koolhaas, J. M., Baumans, V. Strength of preference for nesting material as environmental enrichment for laboratory mice. Applied Animal Behaviour Science. 55, 369-382 (1998).
  32. Rampon, C., et al. Effects of environmental enrichment on gene expression in the brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 12880-12884 (2000).
  33. Eckert, M. J., Abraham, W. C. Effects of environmental enrichment exposure on synaptic transmission and plasticity in the hippocampus. Current topics in behavioral neurosciences. 15, 165-187 (2013).
  34. Sztainberg, Y., Chen, A. An environmental enrichment model for mice. Nature protocols. 5, 1535-1539 (2010).
  35. Sale, A., Berardi, N., Maffei, L. Environment and brain plasticity: towards an endogenous pharmacotherapy. Physiological reviews. 94, 189-234 (2014).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Arricchimento ambientaleaccoppiamento per genereneuroni TH-positiviinfusione tramite pompa osmoticachirurgia stereotassicatrasmissione sinaptica GABAergicaplasticità cerebraleblocco dell'input sinaptico
Modulazioni ambientali del numero di Mesencefalo dopamina neuroni in topi adulti
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.