Summary
Qui vi presentiamo un metodo per alimentare antiparassitario alimenti contaminati sia un individuo ape e una colonia alveare. La procedura valuta l'effetto dei pesticidi sulle singole api mellifere in vivo l'alimentazione della dieta larvale di base e anche la condizione naturale della colonia dell'alveare.
Introduction
La presenza di pesticidi nell'ambiente è uno dei problemi più gravi che l'impatto della vita di un'ape 1, 2, 3. Diversi studi hanno dimostrato la presenza di residui di pesticidi comuni in colonie di api mellifere e prodotti delle api. A Taiwan, l'applicazione di pesticidi media era 11-12 kg / ha ogni anno (2005-2013). La quantità di pesticidi utilizzati a Taiwan è superiore a quella dei paesi dell'UE, ei paesi dell'America Latina 4, 5. In altre parole, l'ambiente all'apicoltura sta soffrendo gravi sollecitazioni di pesticidi, soprattutto a Taiwan e forse anche in altri paesi.
Il miele ape mellifera è uno dei principali impollinatori nei sistemi agricoli 6 e produce anche prodotti pregiati come miele. Tuttavia, le api sono manifestazioniEd a vari pesticidi e questi pesticidi può essere riportato al alveari dopo foraggiamento sui fiori che sono stati spruzzati con pesticidi quando si raccolgono nettare e polline 7, 8. Essi inoltre possono essere esposti ai pesticidi dagli apicoltori stessi che mirano a controllare i problemi dei parassiti all'interno delle arnie 9, 10, 11. Perché il miele delle api larve sono alimentati da api nutrici per il loro sviluppo, le larve, droni e perfino la regina può essere esposto a questi nettari pesticidi contaminati e polline 12. La tossicità dei vari pesticidi per le api deve essere affrontato 13.
Molti sforzi sono stati fatti per valutare le emissioni di residui di pesticidi ambientali. Yang et al. testato l'influenza del imidacloprid insetticidi neurotossici sullo sviluppo di miele delle api larve nelalveare e ha riferito che una dose sub-letali di imidacloprid ha provocato un comportamento associativo olfattiva delle api adulte 14. Inoltre, Urlacher et al. ha esaminato gli effetti sub-letali di una pesticidi organofosfati, clorpirifos, sulle prestazioni di apprendimento un miele di ape operaia in condizioni di laboratorio 15. Nel nostro studio precedente, abbiamo valutato l'impatto di un regolatore di crescita degli insetti (IGR), piriprossifen (PPN), su api da miele larvali 16.
In questo documento, presentiamo metodi per valutare gli effetti chimici sullo sviluppo delle api. Miele metodi di alimentazione ape sono stati descritti ed applicati sia singole api mellifere o ad una colonia. In un primo momento, abbiamo provato diverse concentrazioni di pesticidi contaminato dieta larvale di base (BLD) di larve nelle colonie per valutare l'impatto del pesticida sulle singole api mellifere in vivo. Si è quindi proceduto a simulare la Condit naturaliioni del pesticida utilizzando lo sciroppo di pesticidi contaminati all'interno di alveari. In questo metodo, PPN, che è ampiamente usato contro insetti parassiti 17 ed è dannoso per lo sviluppo di miele api larve e pupe 16, 18, 19, sarà un indicatore per rappresentare l'effetto negativo del pesticida nel campo.
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Protocol
1. preparativi
- Fare 1 L di 50% sciroppo di zucchero. Sciogliere 1 kg saccarosio in 1 L DDH 2 O.
- Preparare la soluzione piriprossifen (PPN) in BLD. Rendere 1,1 L di 10.000 ppm PPN soluzione madre e diluire 100 ml di soluzione PPN in 1 L sterilizzato DDH 2 O. Conservare a 4 ° C.
- Diluire la soluzione madre PPN a concentrazioni finali di 0,1, 1, 10 e 100 mg / kg (ppm) nella BLD per il seguente esperimento.
- Fare PPN-sciroppo (per il livello di colonia). Diluire il brodo PPN a concentrazioni finali di 10 e 100 ppm nel 50% sciroppo di zucchero per il seguente esperimento.
- Il miele delle api allevamento.
Nota: Qui, la posizione sperimentale è l'apiario nazionale Ilan University (NIU), Yi-Lan City, Taiwan; (Coordinate GPS: N24.747278, E121.746200).- Controllare miele ape (Apis mellifera L.) colonie settimanale per quantità di alimenti e mangimi con 1 litro di sciroppo di zucchero 50%, se necessario (l'area di memorizzazione miele è vuoto). Definire un sanocolonia 9 fotogrammi di pettini api in ogni colonia con una regina che le uova normalmente.
- Preparare 100 ml di dieta larvale di base (BLD). Sciogliere 6% D-glucosio, fruttosio 6% e 1% di estratto di lievito in acqua deionizzata distillata sterilizzata (DDH 2 O) e integra con il 50% gelatina reale. Conservare a 4 ° C, ma non per più di 3 giorni.
Nota: Pre-caldo a 35 ° C prima dell'esperimento e consumare entro 3 giorni.
2. In Vivo metodo di alimentazione
Nota: In vivo metodo di alimentazione è stato modificato da Hanley et al. 20
- Il miele delle api selezione larve e l'etichettatura.
- Inserire un escludi regina dividere 9 fotogrammi di una colonia sana in 4 frame e 5 fotogrammi limitando la regina alla sezione 4 telaio. Lasciare almeno un fotogramma vuoto nella sezione 4 telaio per la posa delle uova.
- Dopo la regina deporre le uova per 1 giorno, Controllare i telai per la comparsa di uova e mantenere le uova all'interno delle arnie per 72 ore (il 4 ° giorno) fino al 1 ° giorno di vita schiusa delle larve. Prendete una delle cornici contenenti 1-giorni di età le larve dei lavoratori (tratteggiata entro 24 ore) fuori dall'alveare di prova a mano e togliere i lavoratori api dal telaio con una spazzola ape.
- Coprire il telaio con un vetrino trasparente (Formato = lunghezza x larghezza x spessore = 29,7 millimetri x 21 mm x 0,1 mm) e inchiodare il vetrino trasparente sul bordo dei telai con puntine (Figura 1A).
- Per ogni trattamento, selezionate casualmente 50 una larva di un giorno (il 4 ° giorno) e contrassegnare ciascuna cella covata utilizzando pennarelli permanenti sul vetrino trasparente (Figure 1A e 1B).
Nota: scrivere l'informazione di ogni trattamento sul telaio e scorrevole trasparente nonché utilizzando pennarelli permanenti per evitare la confusione tra diversi trattamenti. Rimuovere i vetrini segnalati e conservare per l'in vivo </ Em> alimentazione e osservazione.
- Nell'alimentazione vivo.
- Aggiungere diverse concentrazioni di PPN-BLD (0,1, 1, 10 e 100 ppm) a ciascuna cella covata marcato pipettando al giorno 1, 2 e 3 con 10 microlitri, 10 microlitri e 20 uL, rispettivamente, secondo la quantità di aspirazione del età larve. Aggiungere la stessa quantità di BLD (senza PPN) ad un gruppo di controllo. In tal modo, la dose totale di PPN-BLD in ogni cella covata etichettati accumula 4, 40, 400, e 4000 pg.
NOTA: Riconoscere le celle di covata etichettati dai vetrini trasparenti segnalati e rimuovere i vetrini trasparenti selezionati dopo l'alimentazione. Utilizzare fresco BLD per l'alimentazione per prevenire la pulizia delle celle di covata dalle api operaie. - Riportare i telai PPN-trattati nelle colonie originali per ulteriori osservazioni.
NOTA: Ogni trattamento ha quattro ripete biologici in quattro colonie.
- Aggiungere diverse concentrazioni di PPN-BLD (0,1, 1, 10 e 100 ppm) a ciascuna cella covata marcato pipettando al giorno 1, 2 e 3 con 10 microlitri, 10 microlitri e 20 uL, rispettivamente, secondo la quantità di aspirazione del età larve. Aggiungere la stessa quantità di BLD (senza PPN) ad un gruppo di controllo. In tal modo, la dose totale di PPN-BLD in ogni cella covata etichettati accumula 4, 40, 400, e 4000 pg.
- L'osservazione delle larve trattate al giorno 7.
- Per osservare °larve e PPN-trattati, restituire le diapositive trasparenti etichettati ai telai per registrare la mortalità e tassi di tappatura nelle celle di covata etichettati.
- L'osservazione dei tassi di pupe e Eclosion trattati a giorno 13.
- Rimuovere la cera d'api di celle di covata innevate.
- Mettere le pinzette morbida capovolti nella cella di covata e serrare le pupe leggermente poi prendere pupe con delicatezza.
- Trasferire il pupe in piastre da 24 pozzetti di coltura tissutale con un doppio strato di tessuto di laboratorio sotto ogni pozzetto. Registrare il danno e la mortalità durante il trasferimento di pupa.
- Mantenere le piastre da 24 pozzetti di coltura tissutale in un incubatore a 34 ° C e 70% di umidità relativa fino emergere (circa 8 giorni).
- Osservare e registrare le pupe e api mellifere emerse.
- statistica
- Calcolare i dati registrati e presente come media ± SD
- Analizzare i dati utilizzando l'analisi della varianza (ANOVA) da SAS e utilizzare il test minima differenza significativa (LSD) per analizzare le differenze tra due mezzi diversi trattamenti. Definire statisticamente significativo come P -value <0.05. Lettere diverse nella stessa colonna della tabella mostrato un effetto significativo dall'analisi statistica.
3. Tossicità dei PPN a Colony Livello nella Beehive
- Impostare i gruppi di api.
- Inserire un escludi regina verticalmente dividere 9 fotogrammi di una colonia sana in 4 fotogrammi (parte A) e 5 fotogrammi (parte B), limitando la regina alla sezione 4 telaio. Lasciare almeno un fotogramma vuoto nella sezione 4-struttura per la deposizione delle uova.
Nota: In altre escludi-regina del sulla parte superiore della parte della regina per evitare che la regina di muoversi tra le parti. - Dopo la regina deporre le uova per 1 giorno, controllare i telai per la comparsa di uova. Prendere i fotogrammi appropriati contenenti uova fuori dalla parte A a mano e togliere i lavoratori apidal telaio con una spazzola ape.
- Coprire il telaio con scivolo trasparente e inchiodare il vetrino trasparente al bordo del telaio con puntine.
- Selezionare casualmente 100 celle di covata contenenti uova e contrassegnare ciascuna cella covata utilizzando pennarello indelebile sul vetrino trasparente. Assegnare queste celle di covata 100 come gruppo 1. scrivere le informazioni di ciascun trattamento sul telaio e scorrevole trasparente con pennarello indelebile per evitare la confusione tra diversi trattamenti.
- Riportare la cornice etichettati per parte A per 3 giorni e poi trasferire la regina parte B per deporre le uova.
- Dopo 1 giorno, controllare i fotogrammi di parte B, scegliere una cornice adeguata ed etichetta 100 celle di covata contenenti uova come descritto al punto 3.1.4. Assegnare queste celle di covata 100 come gruppo 2.
- Riportare la cornice etichettati per parte B per 3 giorni e poi trasferire la regina alla parte A per deporre le uova.
- Ripetere lo scambio regina tra le parti A e B 6 volte di più e assegnare gruppi numericamente,rispettivamente (Figura 2). Ci dovrebbe essere totale di 9 gruppi.
- Inserire un escludi regina verticalmente dividere 9 fotogrammi di una colonia sana in 4 fotogrammi (parte A) e 5 fotogrammi (parte B), limitando la regina alla sezione 4 telaio. Lasciare almeno un fotogramma vuoto nella sezione 4-struttura per la deposizione delle uova.
- T miele reat colonia di api con PPN sciroppo di zucchero al giorno 13 (Figura 2).
- Aggiungere 1 L 50% PPN sciroppo di zucchero contenenti 10 o 100 ppm in una cassa di alimentazione ape plastica (L x L x H = 20 cm x 30 cm x 3,5 cm) e mettere la scatola in cima delle cornici nelle colonie sperimentali.
Nota: Gruppo 1 non riceve il PPN a 13 giorni, come le celle di covata sono stati sigillati. - Alimentare il gruppo di controllo con 1 L 50% di sciroppo di zucchero (senza PPN) come descritto al punto 2.2.
- Aggiungere 1 L 50% PPN sciroppo di zucchero contenenti 10 o 100 ppm in una cassa di alimentazione ape plastica (L x L x H = 20 cm x 30 cm x 3,5 cm) e mettere la scatola in cima delle cornici nelle colonie sperimentali.
- Conta 1 giorno di età larve e record come il tasso di schiusa dell'uovo di 100 cellule marcate covata per ciascun gruppo a giorno 5 (Figura 2). Miele api uova di solito prendere 3 giorni per schiudersi in 0 giorni larve; quindi, controllare e etichettare 100 uova-contenenti celle di covata al giorno 1 e contare il numero di 1 giorno di età larve per ogni gruppo di giorno 5 per ottenere la percentuale di schiusa tasso.
- CMONTAGGIO DEL celle di covata ricoperti e registrare come il tasso massimo larvale di 100 cellule marcate covata per ciascun gruppo a giorno 11 (Figura 2). 6 a 7 celle di covata larvale di un giorno saranno ricoperti con cera d'api da parte dei lavoratori ape per le larve pupating.
- Osservare pupe maturazione e registrare il tasso sfarfallamento di 100 cellule marcate covata per ciascun gruppo a giorno 17 (Figura 2).
- Rimuovere la cera d'api di celle di covata capped e prendere pupe con morbidi pinzetta a punta delicatamente. Trasferire il pupe in un piastre di coltura tissutale a 24 pozzetti con un doppio strato di tessuto di laboratorio sotto ogni pozzetto.
- Mantenere le piastre da 24 pozzetti di coltura tissutale in un incubatore a 34 ° C e 70% di umidità relativa fino emersione.
- Osservare e registrare le pupe ed emerse le api per ogni gruppo fino Gruppo 9 (49 giorni sperimentali).
Nota: Ogni trattamento ha quattro ripete biologici.
- statistica
- Calcolare i dati registrati e presenti come mediaSD ±.
- Analizzare le differenze significative tra coppie di trattamenti (per esempio 0 ppm / 10 ppm, 10 ppm / 100 ppm e 0 ppm / 100 ppm) in ogni gruppo utilizzando t-test a due code di Student. Definire come statisticamente significativo se P -value <0.05.
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Representative Results
Per la prova sul campo miele ape, una regina era limitato alla sezione 4-struttura per la deposizione delle uova. Questa fase potrebbe aumentare la densità covata in un frame e facilitare osservazioni successive. Ogni trattamento è stato etichettato, e lo sviluppo delle api stato chiaramente osservato attraverso un vetrino trasparente. In vivo alimentazione di PPN-BLD al miele api larve dell'alveare è stata eseguita per valutare con precisione l'influenza della PPN sullo sviluppo delle api nella colonia. Usando il metodo di alimentazione in vivo facilitato l'osservazione degli impatti dei trattamenti chimici sul alveare.
Per ogni dose di PPN-BLD, un totale di cinquanta celle di covata sono stati caratterizzati e trattati. Dopo aver aggiunto PPN-BLD, i telai trattati sono stati restituiti alle colonie originali per l'osservazione in condizioni naturali. Gli effetti negativi della PPN-BLD su api mellifere larvale stadi erano facilmente observ ati. È stato osservato un effetto dose-dipendente. Tabella 1 presenta il numero di api morti allo stadio larvale alle due dosi più elevate di 10 e 100 ppm. Come mostrato nella Tabella 1, le due dosi (0,1 e 1 ppm), i tassi di tappatura, giorni a tassi emergenza e Eclosion non erano significativamente differenti da 0 (BLD cibo aggiunta) o il controllo digiuni, con solo una percentuale significativamente maggiore di api con le ali deformi a 1 ppm. Melanizzazione di pupe è stata osservata a basse concentrazioni di PPN. Inoltre, la percentuale di api mellifere adulte è apparso con le ali deformi aumentato con dosi più elevate di PPN (Tabella 1).
Per simulare colonie miele soffre residuo PPN ambientale, alimentazione di PPN sciroppo per l'intera colonia miele ape è stata eseguita. Prima del trattamento, ogni colonia è stata divisa in 9 diversi gruppi temporali ad intervalli di 3 giorni da due esclusori regina (Fifigura 2). Pertanto, gli effetti della PPN sui tassi di schiusa, tappatura ed eclosion sono state osservate simultaneamente in condizioni simili a quelle in ambiente naturale.
Le colonie sono state alimentate sciroppo con 10 o 100 ppm PPN al giorno 13 (indicata dalla rossa tratteggiata nella figura 2). Teoricamente, gruppo 1 era un controllo PPN-libero perché PPN-sciroppo è stato alimentato al giorno 13 e le api mellifere gruppo 1 erano in fase di pupa e ricoperto; le api in fase larvale cominciato ad essere interessata gruppi 2 e 3, e le uova saranno interessati in gruppi 4-9 a causa del tempo di esposizione è più nelle alveari PPN-contaminati (Figura 2).
In questo studio, ci siamo nutriti colonie di api il miele con lo sciroppo di PPN e osservato sviluppo, quando le api adulte consumato lo sciroppo e presumibilmente alimentato la regina e le larve. Questa ipotesi è stata confermata dal hatching, tappatura e sono stati osservati tassi Eclosion e api alati deformate dopo i trattamenti PPN, come illustrato nelle figure 3A - 3D. Tutti i parametri differivano significativamente alla dose più alta (100 ppm) iniziano gruppo 3, ad eccezione del tasso di schiusa (Figura 3A - 3D). Inoltre, dopo i trattamenti PPN-sciroppo, molti pupe è morto con cuticole nero o omettendo di emergere. Nel 100 ppm trattamento PPN, le cellule sono state distrutte innevate, e le pupe feriti sono stati rimossi dalla colonia (Figura 3E).
Figura 1: Schema di etichettatura covata cellule. (A) 1 day-old larve lavoratore di cui carte di diapositive trasparenti e sono stati etichettati con pennarello indelebile. (B) contrassegnata con 1 lavoratore celle di covata larvali di un giorno; la freccia bianca indica un 1 day-old larva lavoratore all'interno. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2: temporale quando viene avviato PPN rispetto ai 9 gruppi sperimentali. Diverse concentrazioni di PPN sono stati alimentati al giorno 13 (rosso linea tratteggiata). La colonia trattato viene diviso in parte A e parte B. Gli scambi regina dalla parte A alla parte B e viceversa per la posa delle uova sono mostrati. Questo è stato riprodotto con il permesso di Elsevier 16. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Figura 3: Sviluppo di miele api larve prima e dopo l'alimentazione 1 kg di sciroppo PPN in colonie testate. Un totale di nove gruppi sono state intervistate in questo esperimento: (A) tasso di schiusa; (B) tasso massimo; (C) sfarfallamento rate; e (D) Tasso di ala valido. Media ± SD sono rappresentati; Le frecce rosse indicano il tempo durante il quale PPN può cominciare ad agire sulle api. asterischi nero mostrano significatività statistica rispetto al controllo (0 ppm). asterischi rosse mostrano significatività statistica tra 10 e 100 ppm; (E) 100 ppm sciroppo PPN api trattate colonia mostrato cellule non ridotti, pupe presumibilmente deformato e pupe nero e deformata. Questo è stato riprodotto con il permesso di Elsevier 16. Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
| PPN-BLD (ppm) | No. Le larve | Lo sviluppo larvale | ||
| Tasso Capped (%) | Tasso Eclosion (%) | ali malformati (%) | ||
| 100 | 140 | 0b | 0b | - |
| 10 | 139 | 22.2 ± 33.2b | 0b | - |
| 1 | 140 | 72,3 ± 17.9a | 67,7 ± 17.6a | 7.7 ± 5.7a |
| 0.1 | 136 | 78,3 ± 17,5A | 75,4 ± 22.8a | 1.4 ± 2.8 ter |
| 0 | 138 | 78,9 ± 5.4a | 78,9 ± 5.4a | 0b |
| Non alimentazione | 122 | 87.8 ± 9.1a | 86,1 ± 7.2a | 0,8 ± 1.5b |
Tabella 1: Effetti della continui 3 giorni di alimentazione di PPN il 1 ° giorno di vita larve. A ciascuna cella larvale, sono stati aggiunti 10, 10 e 20 microlitri di BLD dal giorno 1 al giorno 3, rispettivamente. Ogni test conteneva 25-38 larve in una colonia e 4 colonie sono stati testati. Media ± DS sono rappresentati. Lettere diverse nella stessa colonna sono significativamente diverse da almeno prova differenza quadrato (P <0.05) dopo ANOVA ha mostrato un effetto significativo. Questo è stato riprodotto con il permesso di Elsevier 16.
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Discussion
Il metodo di deposizione delle uova queen-limitata e il metodo queen-scambio sono passaggi critici per la creazione di gruppi di api per le prove sul campo all'interno di questo protocollo. Il metodo regina limitata ovodeposizione permette la sincronizzazione del ciclo di vita delle api. Di conseguenza, i ricercatori possono selezionare 1 giorno-vecchio larve della stessa età per il trattamento con diverse dosi di pesticidi. Per il metodo francese, lo scambio, la regina è stato scambiato tra la parte A (4 fotogrammi) e B (5 fotogrammi) per ottenere diversi stadi di sviluppo di miele delle api per il test sul campo per valutare gli impatti di residui di antiparassitari e pesticidi. Inoltre, un gran numero di celle di covata selezionati sono stati registrati nella prova campo utilizzando vetrini trasparenti per l'etichettatura. Tuttavia, uova su posa omettere celle di covata insufficienti per la regina deposizione delle uova. Pertanto, la preparazione di cornici vuote è richiesto per il metodo regina scambio. In alternativa, il metodo regina limitata ovodeposizione potrebbe essere utilizzato anche perpreparare diversi gruppi di api per il test in alveare. La separazione dei telai in 2 cornici in parte A e 7 cornici in parte B e il posizionamento della regina nella parte A (2 fotogrammi) possono limitare le uova deposte dalla regina entro 2 cornici.
Per il metodo di alimentazione in vivo, PPN-BLD inserito in ciascuna cella covata. Le api mellifere esposti maggiore accettazione del BLD di sciroppo di 16, 20. Il miele delle api larve possono sopravvivere e crescere su una dieta artificiale composto da pappa reale, gli zuccheri, estratto di lievito e acqua distillata 22, 23. La composizione glucosio e fruttosio del BLD non ha influenzato il tasso di sopravvivenza delle larve in vitro 21, e quindi, BLD sarebbe più stabile per la crescita il miele delle api in alveare. In particolare, l'uso di BLD fresco per l'alimentazione potrebbe anche impedire esclusione larvale api operaie durantel'esperimento alimentazione larvale. Inoltre, durante il processo di alimentazione, l'alimentazione delicata è inizialmente necessario per evitare la morte di 1 giorno-vecchio larve.
Durante le prove sul campo, chimicamente contaminati BLD nel alveare esclusione larvale occasionalmente causato a causa della elevata sensibilità olfattiva di api infermieristico. La composizione di zuccheri influenza in modo significativo la sopravvivenza media larvale, pesi larvali pre-pupa, pesi per adulti, ed i numeri ovariole 21. Quando lo sciroppo è stato utilizzato per fornire il polline transgenico o un controllo di pesticidi positiva diazinon per il miele delle api larve, gli operai rimossi poche larve dalle celle di covata che contengono aggiunte o cibi contaminati 21. Così, la composizione di zucchero va notato. Aumentando il numero di 1 giorno-vecchio larve o disperdere i siti delle singole celle di covata testate possono anche migliorare i problemi. Infatti, in base alla osservazione dei processi di trattamento PPN-BLD e il drammatico impatto dose-dipendente dellaPPN-BLD sullo sviluppo delle api, si presume che le infermiere non hanno eliminato il BLD artificialmente aggiunti alle celle di covata. Basse concentrazioni di PPN causa melanizzazione di pupe, forse a causa di una maggiore attività phenoloxidase, che regola melanizzazione e pupation 24, 25, 26. Sulla base l'utilizzo di un metodo di alimentazione artificiale per ogni cella nidiata, gli impatti drammatici della PPN-BLD sullo sviluppo delle api potrebbero essere dovuti al contatto diretto con PPN dal primo giorno della schiusa.
I dosaggi chimici utilizzati negli esperimenti di alimentazione potrebbe essere progettato sulla base di dati delle indagini di residui di antiparassitari in campioni di polline fresco raccolti da alveari di api. Ci sono una varietà di percorsi di contaminazione da pesticidi delle colonie in ambiente naturale. contaminanti chimici possono essere ricondotti alle colonie api e ingerite dalle larve causa del mot alimentazioneione delle api lavoratore, alla fine influenzare lo sviluppo delle larve. Per valutare l'impatto della PPN a livello di colonia nella alveare, lo sciroppo è stato usato al posto di polline per l'alimentazione in questo studio come il modo più veloce e più diretto per garantire che le api da miele consumato la sostanza chimica. Inoltre, la condizione dello sciroppo può essere definita, mentre il contenuto di polline è difficile da controllare (ad esempio, agenti patogeni o contaminazione da pesticidi).
In condizioni di campo, diversi stadi di sviluppo (uova, larve, pupe e adulti api) di api in una colonia di miele delle api subire lo stesso fattore ambiente. Nel nostro setup sperimentale, le condizioni naturali sono state simulate per valutare gli impatti delle industrie chimiche sulle fasi di sviluppo di api in un ambiente dinamico. Pertanto, dopo il trattamento PPN (13 giorni), abbiamo potuto osservare il tasso massimo non influenzata nel gruppo 1, il tasso massimo influenzato negli altri otto gruppi, e lo stadio larvale influenzatos nei gruppi 2 e 3, ecc In queste condizioni, i veri effetti all'interno della colonia e il percorso di dispersione della sostanza chimica per l'intera colonia sono chiare.
Le colonie di api trattate con sciroppo PPN esposti distorsione delle cellule livellata e rimozione del pupe dalla colonia. Inoltre, vasta melanizzazione di pupe è stata osservata nel 100 ppm trattamento PPN. Pertanto, il metodo di alimentazione PPN-sciroppo permesso l'impatto dinamico dei prodotti chimici sul ciclo di vita delle api in alveare da osservare. In questo studio, lo sciroppo occupato dal lavoratore e di cura delle api è stato presumibilmente alimentata alla regina e le larve. Per conferma, i nostri studi futuri utilizzeranno marcatori chimici (ad esempio un colorante alimentare) in sciroppo chimico contenente per facilitare ulteriormente lo studio della dinamica delle arnie contaminate chimicamente.
La fonte di cibo delle api infermiere deve provenire da falciatrici o mandibolare alveare e le larve vengono alimentati e hypopharyngsecrezioni delle ghiandole EAL prodotte dalle api infermiere 21, 25, 26, 27, 28. Quando le larve sono alimentati dalle api infermiere, secrezioni prodotte dalla ghiandola ipofaringea nelle mandibole possono diluire il PPN-sciroppo. Questo effetto di diluizione biologico assomiglia più da vicino le condizioni naturali ma spiega i risultati differenti al metodo di alimentazione in vivo. Diversi materiali tra altri pesticidi, metalli pesanti e patogeni api potrebbero essere applicate a questo metodo di alimentazione per valutare e affrontare i ruoli in popolazioni di api.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari concorrenti.
Acknowledgments
Questa ricerca è stata sostenuta da Grant 105AS-13.2.3-BQ-B1 dal Bureau of animali e piante di ispezione sanitaria e la quarantena, il Consiglio per l'Agricoltura, Executive Yuan e Grant 103-2313-B-197-002-MY3 dal Ministero della Scienza e della Tecnologia (MOST).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Honey bee box | SAN-YI Honey Factory | W1266 | Honeybees rearing |
| Queen excluder (between frames) | SAN-YI Honey Factory | I1575 | Queen limitation |
| Queen excluder (on top) | SAN-YI Honey Factory | I1566 | Queen limitation on top |
| Bee brush | SAN-YI Honey Factory, Taiwan | W1414 | clean the bees on frame gently |
| Bee feeder | SAN-YI Honey Factory, Taiwan | P0219 | feed sugar syrup to colony |
| Transparent slide | Wan-Shih-Chei, Taiwan (http://www.mbsc.com.tw/a01goods.asp?s_id=40) | 1139 | Mark the larval area on the frames (Material: Polyethylene Terephthalate, PET) (Size = Length*Width*thick = 29.7 mm * 21 mm * 0.1 mm) |
| 24 well tissu culture plate | Guangzhou Jet Bio-Filtration Co., Ltd | TCP011024 | Rearing pupae from extraction |
| Autoclave | Tomin medical equipmenco., LTD. | TM-321 | Make sterilized distilled deionized water (ddH2O) |
| P20 pipetman | Gilson | F123600 | Add PPN into bee larval food pool |
| Incubator | Yihder Co., Ltd. | LE-550RD | Rearing pupae from extraction |
| Kimwipes | COW LUNG INSTRUMENT CO., LTD | KCS34155 | Rearing pupae from extraction |
| Royal jelly | National Ilan University (NIU) | NIU | Make basic larval diet (BLD) |
| D-(+)-Glucose | Sigma | G8270 | Make basic larval diet (BLD) |
| D-(-)-Fructose | Sigma | F0127 | Make basic larval diet (BLD) |
| Yeast extract | CONDA, pronadisa | 1702 | Make basic larval diet (BLD) |
| Sucrose | Taiwan sugar coporation | E01071010 | Make sugar syrup for bee food |
| Pyriproxyfen (11%) | LIH-NUNG CHEMICAL CO.. LTD. | Registration No. 1937 | Insect growth regulator (IGR) used in the experiment |
References
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