Summary
在这里, 我们提出的技术, 以测量红细胞变形性和细胞异质性的 ektacytometry。这些技术适用于红细胞变形性的一般调查和血液疾病的具体调查, 特点是刚性和变形红细胞在循环中存在, 如镰状细胞贫血。
Abstract
红细胞变形性降低是几种疾病的特点。在某些情况下, 缺陷变形的程度可以预测疾病的严重性或严重并发症的发生。Ektacytometry 使用激光衍射粘测量红细胞的变形性, 受剪切应力或渗透梯度的作用。然而, 在测量具有刚性和可变形红细胞的特征的异质血液时, 直接变形测量很难解释。这是由于刚性细胞不能适当地对齐, 以响应剪应力和结果在扭曲的衍射模式, 显着减少明显的变形。畸变程度的测量提供了血液中红细胞异质性的指标。在镰状细胞性贫血中, 这与刚性细胞的百分比相关, 这反映了红细胞的血红蛋白浓度和血红蛋白组成。除了测量变形性外, 渗透梯度 ektacytometry 还提供了有关红细胞渗透脆性和水合状态的信息。这些参数也反映了镰状细胞患者红细胞的血红蛋白组成。Ektacytometry 测量红细胞的变形性, 因此不提供单个红细胞的变形性或力学性质的信息。无论如何, 本文所描述的技术的目的是为测量血液的变形性和细胞非均质提供一种方便和可靠的方法。这些技术可能有助于监测时间变化, 以及疾病进展和治疗干预的反应, 在一些疾病。镰状细胞性贫血是一个良好的例子。其他可能的疾病, 如红细胞变形性和/或异质性的测量感兴趣的是血液储存, 糖尿病,疟原虫感染, 铁缺乏, 和溶血贫血由于膜缺陷。
Introduction
Ektacytometry 提供了一个方便的测量红细胞变形性的反应, 改变剪切应力 (测量在帕斯卡 (Pa)) 或悬浮介质渗透。红细胞变形性的相关参数包括最大伸长指数 (EI 最大值), 一种对红细胞最大变形性的测量, 以响应增加的剪应力, 剪切应力½ (SS ½), 所需的剪切应力达到半最大变形.1渗透梯度 ektacytometry 有几个信息参数。这些包括伸长指数最小值 (EI 最小值)、表面积比的测量和发生的渗透 (O min), 这是渗透脆性的量度。ei 最大和渗透的发生 (O (ei max)) 提供了有关膜的灵活性和细胞表面积的信息。渗透梯度高渗臂的半最大伸长率以 EI 超高为代表。EI 超和渗透, 它发生, O 超, 提供信息的细胞内粘度的红细胞, 这是由血红蛋白浓度确定。2,3测量异质血液中的变形性是复杂的, 因为刚性细胞, 如镰红细胞, 不能与流动方向 (如变形细胞) 相适应, 以增加剪切应力。刚性细胞不是产生一个特征性的椭圆形衍射图像, 而是产生一个球形图案, 当叠加在变形细胞产生的椭圆上时, 会形成菱形衍射图样。4,5,6通过对密度离心后分离的细胞片段进行 ektacytometry, 证明了球状模式与不可逆转的镰细胞相对应。6伸长率指数计算包括椭圆的长、短轴的测量;因此, 金刚石形状会通过增加短轴的宽度而产生明显的伸长率下降。7以前已经表明, 镰状细胞性贫血患者血液中的镰细胞百分比与镰状血红蛋白 (HbS) 的比例有关。5通过复杂的数学分析可以得到衍射图样失真的程度。8还可以通过调整 ektacytometer 上相机光圈的打开或拟合软件的灰度级别来改变衍射图案的高度。5但是, 有关如何调整灰度级别的详细信息没有得到很好的定义, 而且在最新的商业可用 ektacytometer 上, 照相机的光圈也不容易获得。为了绕过这些问题, 可以使用易于获取的相机增益来调整衍射图案的高度。9使用此方法来估计细胞异质性, 其衍射图样畸变程度可与镰状细胞性贫血患者血液中胎儿血红蛋白的百分比相关。10几种渗透梯度 ektacytometry 参数同样与镰状细胞贫血患者血液中胎儿或镰状血红蛋白的百分比相关。衍射图样畸变的相关性可能反映了血红蛋白组成对刚性、non-deformable 细胞百分率的贡献。额外的兴趣, 整个渗透梯度 ektacytometry 剖面经历的双相变化, 与血液中的致密细胞在镰状细胞危机期间的百分比。11
Ektacytometry 在其他一些疾病的研究中同样有用。渗透梯度 ektacytometry 是诊断遗传性红细胞膜疾病, 如遗传球形, 遗传性 elliptocytosis 和遗传性 pyropoikilocytosis。3,12,13,14减少了铁缺乏的变形性。15对血液的 "存储损害" 的定性应用了 ektacytometry 和未来的研究, 对病变的性质进行了调查, 并在储存血液时防止其形成的干预措施很可能得益于技术介绍。16降低红细胞变形能力也与糖尿病的微血管疾病相关。17最近有关高血糖、红细胞抗坏血酸浓度和渗透脆性的研究表明, 这些因素可能对微血管疾病的发展起到重要作用。18 Ektacytometry 研究目前正在调查这一假说 (Parrow 和莱文, 未发表的数据)。血阶段的疟疾感染是另一个有趣的途径红细胞变形性调查。恶性疟原虫的细胞变形性, 感染的红细胞在48小时内从环期到殖阶段的寄生虫的胞内成熟度急剧下降。证据表明, 这种降低变形性是逆转后, 寄生虫的成熟。逆转与被传染的红色细胞的发行相符到循环。降低变形性被认为是介导的疟原虫蛋白质, 促进螯合红细胞。19这些研究代表了在测量红细胞变形性和渗透梯度参数相关的临床重要条件的小样本。还有几个额外的研究领域存在。
测量红细胞变形性的替代技术包括光镊 (也称为激光阱), 它利用光子的物理性质在一个或多个方向上拉伸单个红细胞。20该技术具有测量单个红细胞变形性的优点, 但在力标定方面的某些不确定性在研究中产生了相当大的变异性21 , 数据分析可以 labor-intensive, 除非自动.22微吸入, 利用负压将红细胞吸入微, 也用于测量红细胞的变形性。7,23多项测量 (如吸入红细胞所需的压力) 是可能的, 每项测量都定义了红细胞的不同特征。23原子力显微镜是一种高分辨率的技术, 它通过量化激光束偏转作为红细胞表面沿悬臂偏转的指示器来测量膜的刚度。24这些技术提供了有关单个红细胞的信息, 不容易适应于测量红细胞数量的变化, 而且通常需要大量的技术专长。
同时想要对细胞的个体和群体进行取样, 这就导致了自动化和微和基于阵列的方法的发展。与 ektacytometry 一样, rheoscopy 测量变形性是剪切应力的函数, 而图像是通过显微镜直接获取的。25对于更高的通入分析, 采用自动细胞成像技术, 利用 rheoscope 产生变形分布。如果有健康控制对象的数据可用, 则可以通过此方法量化26细胞异质性。27微技术还允许对单个细胞进行高通量分析;多项设计使用了过滤的适应性,28细胞转运分析仪,29 , 它测量了红细胞流经微孔所需的时间, 以及衡量红细胞转运所需压力的替代品, 而已开发30的时间。对单个细胞进行高通入分析的另一个平台是单细胞 microchamber 阵列芯片, 它具有允许下游荧光细胞特性的额外优势。31尽管这些技术中的每一个都有潜在的用处, 并且可能优于特定的应用程序, 但 ektacytometry 的比较优势包括灵敏度、易用性和精确性。32最新生成的商用 ektacytometers 也具有相当多的通用性, 可以进行的化验数量。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
本研究的所有科目都根据《赫尔辛基宣言》和国家卫生研究院机构审查委员会批准的议定书, 给予书面知情同意。
1. 打开 ektacytometer
- 将清洗液的油管连接到低、高渗酮 (PVP) 解决方案。小心连接0渗管到低渗溶液和500渗管到高渗溶液。
注意:低渗 PVP 解决方案应该有一个渗透在35和 55 milliosmoles 每千克 (mOsm/千克), pH 7.25-7. 45 在25° c 和黏度在27.0 和33.0 厘 (cP) 之间在37.0 ±0.5 ° c。高渗 PVP 解决方案应该有一个渗透在764和 804 mOsm/千克之间, pH 值为 7.25-7. 45 在25° c 和黏度措施 27.0-33.0 cP 在37.0 °0.5 ° c。 - 确保鲍勃被完全调到杯子里。启动软件和素数的机器 (硬件检查 |仪器 IO)。允许仪器完成启动周期。一旦循环完成, 把鲍勃从杯中取出, 并完全干燥的鲍勃和杯与低皮棉清洁组织。
注意:残余水会溶解红细胞, 产生干扰。
2. 测量变形性作为增加剪切应力的函数
- 获得血液 (少于1毫升是足够的执行这些技术与复制) 在瓶中含有适当的抗凝剂。
注意:EDTA 优于肝素, 因为它对血液流变学参数影响较小。如果在6小时的采血中进行测量, 则33在室温下保持血液。 - 在测试前, 要轻轻地将整个血样混合, 将瓶子多次倒置。用移将25µL 的全血加到5毫升的 iso 渗 PVP 溶液中, 将瓶子盖上, 然后轻轻地用反转几次。iso-渗 PVP 解决方案应该有一个渗透之间的284和 304 mOsm/千克, pH 值 7.3-7.4 在25° c 和粘度 27.0-33.0 cP 在37.0 ±0.5 ° c。
- 在软件上从主菜单中选择变形。创建新的分析并添加实验细节 (变形 |添加所需的详细信息 |好的)。
- 将盖子升至 ektacytometer, 确认鲍勃已完全放进杯中, 杯子正在转动。
- 加入1毫升的 PVP 血液溶液进入杯和鲍勃之间的空间, 由移。
- 稍微提起鲍勃, 把样品拿下来。等到所有的气泡都移出解决方案, 然后关闭盖子的 ektacytometer。如果需要, 按下 "抽吸" 按钮以帮助消除气泡。
- 通过移动软件上滚动条上的箭头将增益调整到 200 (请参阅注释)。当温度稳定在37° c 和衍射图像是稳定的, 按开始 (开始)。
注意:对于许多研究, 一个良好的衍射图像可以获得从健康的血液 (血红蛋白浓度 > 12.0 克/dl, 平均红细胞体积 80-96 fL 和平均红细胞血红蛋白浓度33-36 克/dl) 与相机增益设置为200。为了研究镰状细胞贫血的血液, 我们建议调整相机增益以生成4.5 厘米衍射图像, 以此作为默认设置, 以便对研究和实验室的结果进行比较。9 - 观察衍射图样作为数据获取的进展, 以确保它们保持圆形, 椭圆形或菱形。完成数据获取后, 保存或打印报表 (文件 |保存或文件 |打印)。EI 最大和 SS ½值将自动报告, 随着延伸指数对应于用户指定或缺省剪应力。软件也将自动保存数据。
- 最后, 按 "计算机监视器" 上对话框上的 "清除" 选项 (清除)。样品吸气后, 通过将去离子水喷入太空, 在仪器保持清洁循环的同时, 冲洗杯与鲍勃之间的空隙。一旦清洁循环完成后, 将 bob 从杯中取出, 并将 bob 和杯中的清洁剂完全晾干 (关键: 剩余的水会溶解红细胞, 产生干扰)。
- 单击软件上的主菜单按钮返回主页 (主菜单)。
3. 测量细胞异质性
- 在测试前, 要轻轻地将整个血样混合, 将瓶子多次倒置。吸管25µL 的全血到一个新的5毫升的 iso 渗 PVP 溶液, 瓶盖瓶和混合轻轻地倒置, 直到混合物是均匀的。
- 从主菜单中选择变形。创建新的分析并添加实验细节 (变形 |添加所需的详细信息 |好的)。
- 将盖子升至 ektacytometer, 确认鲍勃已完全放进杯中, 杯子正在转动。
- 吸管1毫升的 PVP 血液溶液进入杯和鲍勃之间的空间。
- 等到所有的气泡都移出解决方案, 然后关闭盖子的 ektacytometer。
- 确保屏幕上存在稳定的衍射图像。通过在软件上沿滚动条移动箭头来调整相机增益, 直到产生3.8 厘米的衍射高度。使用标尺验证计算机屏幕上图像的高度。
- 当温度稳定在37° c 和衍射图像是稳定的, 按开始 (开始)。
- 观察衍射图样, 作为数据获取的进展, 以确保它们保持圆形, 椭圆形或菱形。完成数据获取后, 保存或打印报表 (文件 |保存或文件 |打印)。
- 最后, 在 "计算机监视器" (干净) 上的对话框上按 "干净" 选项。在样品被吸气后, 用喷水从瓶子中喷射去离子, 然后在清洁的循环中, 冲洗杯子和鲍勃之间的空隙。一旦清洁循环完成后, 将 bob 从杯中取出, 并将 bob 和杯中的清洁剂完全晾干 (关键: 剩余的水会溶解红细胞, 产生干扰)。
- 重复步骤 2.1-2.5, 并调整相机增益, 以获得4.5 厘米衍射图案高度 (步骤 2.2)。
- 重复步骤 2.1-2.5, 并调整相机增益, 以获得5.4 厘米衍射图案高度 (步骤 2.2)。
- 最后, 单击主菜单按钮返回到软件的主页 (主菜单)。
- 为了确定以 EI Max 为百分比的衍射图样失真度, 请使用以下等式 (如果需要, 可以用 4.5 cm 衍射图样高度的数据执行相同的公式):
- 同样, 要确定基于 SS1/2 的衍射图样失真度, 使用与报告的 SS1/2 值相同的方程:
4. 渗透梯度 ektacytometry
- 获取示例, 如1.1 所述。在测试前, 轻轻地混合整个血液样本。将250µL 的全血加到5毫升的渗 PVP 瓶中, 由移, 盖上瓶子, 然后轻轻地混合, 直到混合物是均匀的。
- 从主菜单 (osmoscan) 中选择 osmoscan。将血液 PVP 溶液放在机器 left-hand 一侧的针头下面。把针放下, 直到它触及瓶子的底部。确保油管正确连接到低和高渗解决方案的梯度生产。关闭 ektacytometer 的盖子, 打开下半部分的门, 这样你就可以看到血液进入油管。
- 按新的分析和类型在实验细节 (Osmoscan |最新分析 |输入所需的详细信息 |好的)。调整相机增益到 200, 通过移动箭头控制它的软件, 并允许机器运行, 直到血液被看到进入杯从油管下的仪器。
- 一旦血液进入了杯子和一个稳定的衍射图案图像在计算机屏幕上, 通过按下对话框上的 "立即开始" 按钮 (现在开始) 来开始数据采集。
- 允许 ektacytometer 获得大约 500 mOsm/千克的数据, 然后停止仪器。保存或打印报表 (文件 |保存或文件 |打印)。数据也将自动保存。
- 取出旧的 PVP-血瓶。用含有去离子水的干净的瓶子代替它。把它放在针下面, 把针放下, 使它触及瓶子的底部, 然后按下对话框中的冲洗按钮来冲洗渐变系统 (冲洗)。
- 冲洗完成后, 在 "计算机监视器" 上的对话框上按 "清除" 选项 (清除)。一旦清洁循环完成后, 将 bob 从杯中取出, 并将 bob 和杯中的清洁剂完全晾干 (关键: 剩余的水会溶解红细胞, 产生干扰)。
注意:osmoscan 报告提供贯穿渗透梯度的伸长指数。报告中自动生成 ei 极小、o (ei min)、ei 最大、o (ei max)、ei 超和 o 超高。从9健康志愿者血液中获得的渗透梯度 ektacytometry 参数的范围是: EI Min 0.12-0. 196 任意单位 (a.u);O 最小 117-144 mOsm/千克;EI 最大 0.551-0. 573 a.u;O (EI Max) 272-312 mOsm/千克;EI 超级 0.278-0. 286;O 超高 454-505 mOsm/千克。
5. 关闭 ektacytometer
- 在关闭仪器之前, 应将其正确清洗。
- 要做到这一点, 连接的油管从低和高渗解决方案的 y 适配器导致清洁解决方案。将装有清洁液的小瓶放在机器 left-hand 一侧的针下面, 然后把针头放下, 直到它触及瓶子的底部。确保鲍勃被完全调到杯子里。
- 关闭该软件, 然后在计算机监视器上的 "每天结束时按下开始" 对话框 (关闭 |启动)。允许仪器完全循环通过清洁。
- 将油管与废瓶断开, 并将其从仪器中取出以丢弃废料。把鲍勃彻底干了。关掉机器
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
本手稿中描述的 ektacytometry 结果可用于测量任何条件下的红细胞变形能力。ektacytometer 的一般设置示意图如图 1所示。红细胞的均匀种群将产生一个椭圆形的衍射模式, 以响应增加的剪切应力, 可用于计算伸长率指数, 如图 2所示。在异质血样中, 由于刚性红细胞与变形细胞不协调, 产生了一个球面图案, 覆盖椭圆, 形成菱形衍射图样, 所以衍射模式失真。随着相机增益被调整以生成更大的衍射图案尺寸, 如图 3所示, 这种失真的模式越来越被检测到。在健康志愿者中发现的均匀血量, 在测量不同的衍射尺寸时不会产生不同的变形曲线 (图 4A)。相比之下, 来自镰状细胞性贫血患者的血液等异质性血液的数量在变形测量中表现出显著的降低, 如衍射图样大小的函数 (图 4)。在镰状血中, 当衍射图样失真度被测量为 EI Max 的函数时, 它与 HbS (图 5A) 和成人血红蛋白变体相关, HbA2 (图 5C)。输血纠正了畸变, 它与正常成人血红蛋白 (HbA) 在血液中的比例 (图 5D) 的反比关系所示。衍射图样畸变程度是否被测量为剪切应力½ (图 5B) 的函数, 或者作为 EI Max (图 5E) 的函数, 它与胎儿血红蛋白相关。然而, 前者的关系比后者强。关键渗透梯度 ektacytometry 参数, 如 o (ei 最大), ei min 和 o min 提供了关于细胞水化, 表面积比和渗透脆性的补充信息分别。从镰状血中获得的渗透梯度曲线是典型的左移位, 在高渗区域的变形能力明显下降, 如图 6所示。
图 1.ektacytometer 设置的示意图.外杯围绕一个固定的鲍勃旋转, 以产生剪切应力的血液悬浮在 PVP 解决方案的定义粘度, 在他们之间放置。衍射图样由通过该溶液的激光器产生, 衍射图案显示在投影屏幕上。请单击此处查看此图的较大版本.
图 2.概述了衍射图样与伸长率的关系.从健康血液中获得的衍射图样对剪切应力的响应显示了预期的椭圆模式。使用表示为7的公式计算伸长率指数 (EI)。请单击此处查看此图的较大版本.
图 3.细胞异质性产生衍射图样畸变.从镰状细胞贫血患者血液中获得的衍射图样当相机增益被调整以产生a)一个 3.8 cm 衍射图案, B) 4.5 cm 衍射图案和C) 5.4 厘米衍射图案。变形曲线显示明显的变形性逐渐下降, 并相应增加的表观剪应力½, 指示由线, 从相同的血液时, 相机增益调整产生D) 3.8 厘米衍射图案, E) 4.5 厘米衍射图案和F) 5.4 厘米衍射图案。[转载于 Parrow et al的许可。10].请单击此处查看此图的较大版本.
图 4.在镰状细胞性贫血患者的血液中, 衍射图样的畸变会产生明显的变形.从A)生成的可变形性曲线的比较从健康志愿者和B)血从镰状细胞贫血患者的血液调整相机增益, 以产生3.8 厘米, 4.5 厘米和5.4 厘米衍射图案的大小。从镰状细胞贫血患者的血液中产生的变形曲线, 但不是来自健康志愿者, 表现出明显的可变形性在对 5 Pa 剪切应力作为衍射函数的响应中显著下降图案大小。[转载于 Renoux et al的许可。9].请单击此处查看此图的较大版本.
图 5.镰状细胞性贫血患者的血中血红蛋白组成与衍射图样畸变程度相关.线性回归分析显示了A)在变形性中的 EI Max-based 失真和 HbS 的百分比, B)基于 SS 1/2 的变形能力和胎儿血红蛋白 (HbF), C)的百分比可变形性中的 ei Max-based 失真和 hba2、 D)中的 Max-based 变形和 hba 和E的百分比 "为直接比较的目的, ei Max-based 失真镰状细胞性贫血患者血液中 HbF 的可变形性和百分比。对皮尔逊乘积矩相关系数、 r和相应的p值进行了说明。[转载的权限来自 Parrow et al.10]。请单击此处查看此图的较大版本.
图 6.血液从一个镰状细胞贫血患者显示一个特点左移位伴随着减少变形性与血液从一个健康的志愿者分析时渗透梯度 ektacytometry.血液从一个健康志愿者 (---) 显示一个代表性的渗透梯度 ektacytometry 曲线与重要参数的位置表明。健康志愿者的渗透梯度值是 0.143 a.u, 146.3 mOsm/千克为 o 极小, 0.576 a.u 为 ei Max, 473 mOsm/千克为 o 超。一个典型的渗透梯度 ektacytometry 曲线产生的血液从一个镰状细胞贫血患者被覆盖 (---)。从镰状细胞血液中渗透梯度值是 0.237 a.u 为 ei min, 110.3 mOsm/千克为 o 极小, 0.429 a.u 为 ei 最大和 406 mOsm/千克为 o 超。[根据 Parrow et al的许可改编。10].请单击此处查看此图的较大版本.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
所描述的 ektacytometry 技术简单明了, 自动化程度很好, 确保了有效和可重现的结果。尽管如此, 还是有一些关键的步骤存在。正确的血液温度控制是很重要的。室温贮存超过八小时可能影响 SS ½值。34确保机器的温度在37° c 时保持稳定也很重要, 因为悬浮介质的粘度是温度依赖性的。血液应充分含氧, 以避免因 non-oxygenated 或部分含氧样品而降低变形, 除非这些都是实验性的兴趣参数。35从仪器的角度来看, 适当的清洗仪器是至关重要的, 以确保没有 PVP 留在油管或入口点的鲍勃, 因为它会硬化后, 干燥和堵塞流体流经仪器。注意这些细节将促进准确的结果, 并保持仪器在良好的运行状态。
细胞异质性的量化可能需要修改。在 3.8 cm 衍射模式中, 一些样品可能在最高剪应力下的伸长指数出现陡峭的下降。这有时可以通过重复测量与一个新鲜的样本来克服。否则, 可使用较低剪应力的伸长指数值或 4.5 cm 衍射图样来测量衍射图样失真的程度。9也很难从健康的血液中获得3.8 厘米的衍射图样, 因为椭圆的长轴即使在最低的相机增益下也太长。同样, 4.5 cm 衍射模式数据可以用来绕过这个问题。当然, 所选择的值应该在整个实验中保持不变, 因为只有在使用相同的数据点和衍射图样大小计算的数据中才可能进行比较。由于细胞异质性措施依赖于仪器的建立, 可以通过测量孤立的细胞分数或精确定义的分数混合物的衍射图样畸变来获得内部验证, 以下密度离心, 如前所述。6
重要的是要注意, 许多 ektacytometry 参数是敏感的患者特征。镰状细胞贫血的例子包括α珠状态,36基地的37和输血。10因此, 需要仔细设计临床研究, 在解释 ektacytometry 数据时需要考虑这些关系。
另一个重要的告诫是, 减少 ektacytometry 措施和减少红细胞存活率之间没有直接的一般关系。无症状的情况下具有严重降低变形性, 如东南亚 ovalocytosis, 存在。38然而, 任何技术的变形测量都是复杂的, 取决于细胞表面积和体积比 (度), 细胞质粘度 (细胞血红蛋白浓度) 和膜刚性。红细胞流变学也同样复杂, 没有一种技术可以重现各种血管床的生理血流的复杂性。然而, Ektacytometry 为改变红细胞变形性和流变学提供了重要的见解。
ektacytometry 的主要限制是无法测量单个细胞的变形能力。因此, 在镰状细胞性贫血中, 没有办法确定胎儿血红蛋白的贡献, 它有一个 heterocellular 分布, 对特定红细胞的变形性。10同样, 在一池的疟原虫感染血液从病人没有办法确定的影响, 寄生虫成熟在一个特定的红细胞。19将来的研究将 ektacytometery 结果与使用适合于单个细胞的方法进行比较将是有价值的。无论这种限制, ektacytometry 提供了一个方便和敏感的测量红细胞的流变性质和非均质性的血人口。这些数据是重要的研究中的一些疾病和频繁的临床相关性。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项工作得到了国家糖尿病、消化和肾脏疾病研究所和国立卫生研究院国家心脏、肺脏和血液研究所的内部研究方案的支持。这里表达的意见是作者的唯一责任, 不一定代表国家卫生研究院的官方观点。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| LoRRca MaxSis standard version | Mechatronics | LORC109000 | |
| LoRRca MaxSis Osmoscan | Mechatronics | LORC109001 | |
| Polyvinylpyrrolidone solution (PVP) 0mOsm | Mechatronics | QRR030910 | |
| Polyvinylpyrrolidone solution (PVP) 500mOsm | Mechatronics | QRR030930 | |
| Polyvinylpyrrolidone solution (PVP) 5mL vials | Mechatronics | QRR030901 | |
| X clean | Mechatronics | QRR010946 | |
| P1000 | MilliporeSigma | Z646555 | |
| P200 | MilliporeSigma | Z646547 | |
| P200 filter tips | MidSci | AV200-H | |
| P1250 filter tips | MidSci | AV1250-H | |
| Kimwipes | MidSci | 8091 | |
| 1.5 mL eppendorf tubes | MidSci | AVSS1700 | |
| 15 mL conical vial | MidSci | C15R |
References
- Bessis, M., Mohandas, N., Feo, C. Automated ektacytometry: a new method of measuring red cell deformability and red cell indices. Blood Cells. 6 (3), 315-327 (1980).
- Clark, M. R., Mohandas, N., Shohet, S. B. Osmotic gradient ektacytometry: comprehensive characterization of red cell volume and surface maintenance. Blood. 61 (5), 899-910 (1983).
- Da Costa, L., et al. Diagnostic tool for red blood cell membrane disorders: Assessment of a new generation ektacytometer. Blood Cells Mol Dis. 56 (1), 9-22 (2016).
- Clark, M. R., Mohandas, N., Shohet, S. B. Deformability of oxygenated irreversibly sickled cells. J Clin Invest. 65 (1), 189-196 (1980).
- Rabai, M., et al. Deformability analysis of sickle blood using ektacytometry. Biorheology. 51 (2-3), 159-170 (2014).
- Bessis, M., Mohandas, N. Laser Diffraction Patterns of Sickle Cells in Fluid Shear Fields. Blood Cells. 3, 229-239 (1977).
- Kim, Y., Kim, K., Park, Y. Blood Cell - An Overview of Studies in Hematology. Moschandreou, T. E. , InTech. (2012).
- Streekstra, G. J., Dobbe, J. G., Hoekstra, A. G. Quantification of the fraction poorly deformable red blood cells using ektacytometry. Opt Express. 18 (13), 14173-14182 (2010).
- Renoux, C., et al. Importance of methodological standardization for the ektacytometric measures of red blood cell deformability in sickle cell anemia. Clin Hemorheol Microcirc. 62 (2), 173-179 (2016).
- Parrow, N. L., et al. Measurements of red cell deformability and hydration reflect HbF and HbA2 in blood from patients with sickle cell anemia. Blood Cells Mol Dis. 65, 41-50 (2017).
- Ballas, S. K., Smith, E. D. Red blood cell changes during the evolution of the sickle cell painful crisis. Blood. 79 (8), 2154-2163 (1992).
- Johnson, R. M., Ravindranath, Y. Osmotic scan ektacytometry in clinical diagnosis. J Pediatr Hematol Oncol. 18 (2), 122-129 (1996).
- Mohandas, N., Clark, M. R., Jacobs, M. S., Shohet, S. B. Analysis of factors regulating erythrocyte deformability. J Clin Invest. 66 (3), 563-573 (1980).
- Lazarova, E., Gulbis, B., Oirschot, B. V., van Wijk, R. Next-generation osmotic gradient ektacytometry for the diagnosis of hereditary spherocytosis: interlaboratory method validation and experience. Clin Chem Lab Med. 55 (3), 394-402 (2017).
- Anderson, C., Aronson, I., Jacobs, P. Erythrocyte Deformability is Reduced and Fragility increased by Iron Deficiency. Hematology. 4 (5), 457-460 (1999).
- Reinhart, W. H., et al. Washing stored red blood cells in an albumin solution improves their morphologic and hemorheologic properties. Transfusion. 55 (8), 1872-1881 (2015).
- Shin, S., et al. Progressive impairment of erythrocyte deformability as indicator of microangiopathy in type 2 diabetes mellitus. Clin Hemorheol Microcirc. 36 (3), 253-261 (2007).
- Tu, H., et al. Low Red Blood Cell Vitamin C Concentrations Induce Red Blood Cell Fragility: A Link to Diabetes Via Glucose, Glucose Transporters, and Dehydroascorbic Acid. EBioMedicine. 2 (11), 1735-1750 (2015).
- Tiburcio, M., et al. A switch in infected erythrocyte deformability at the maturation and blood circulation of Plasmodium falciparum transmission stages. Blood. 119 (24), e172-e180 (2012).
- Henon, S., Lenormand, G., Richert, A., Gallet, F. A new determination of the shear modulus of the human erythrocyte membrane using optical tweezers. Biophys J. 76 (2), 1145-1151 (1999).
- Mills, J. P., Qie, L., Dao, M., Lim, C. T., Suresh, S. Nonlinear elastic and viscoelastic deformation of the human red blood cell with optical tweezers. Mech Chem Biosyst. 1 (3), 169-180 (2004).
- Moura, D. S., et al. Automatic real time evaluation of red blood cell elasticity by optical tweezers. Rev Sci Instrum. 86 (5), 053702 (2015).
- Evans, E. A. New membrane concept applied to the analysis of fluid shear- and micropipette-deformed red blood cells. Biophys J. 13 (9), 941-954 (1973).
- Chen, X., Feng, L., Jin, H., Feng, S., Yu, Y. Quantification of the erythrocyte deformability using atomic force microscopy: correlation study of the erythrocyte deformability with atomic force microscopy and hemorheology. Clin Hemorheol Microcirc. 43 (3), 243-251 (2009).
- Musielak, M. Red blood cell-deformability measurement: review of techniques. Clin Hemorheol Microcirc. 42 (1), 47-64 (2009).
- Dobbe, J. G., Streekstra, G. J., Hardeman, M. R., Ince, C., Grimbergen, C. A. Measurement of the distribution of red blood cell deformability using an automated rheoscope. Cytometry. 50 (6), 313-325 (2002).
- Dobbe, J. G., et al. Analyzing red blood cell-deformability distributions. Blood Cells Mol Dis. 28 (3), 373-384 (2002).
- Kikuchi, Y., Arai, T., Koyama, T. Improved filtration method for red cell deformability measurement. Med Biol Eng Comput. 21 (3), 270-276 (1983).
- Moessmer, G., Meiselman, H. J. A new micropore filtration approach to the analysis of white cell rheology. Biorheology. 27 (6), 829-848 (1990).
- Guo, Q., et al. Microfluidic analysis of red blood cell deformability. J Biomech. 47 (8), 1767-1776 (2014).
- Doh, I., Lee, W. C., Cho, Y. H., Pisano, A. P., Kuypers, F. A. Deformation measurement of individual cells in large populations using a single-cell microchamber array chip. Appl Phys Lett. 100 (17), 173702-173703 (2012).
- Baskurt, O. K., et al. Comparison of three commercially available ektacytometers with different shearing geometries. Biorheology. 46 (3), 251-264 (2009).
- Baskurt, O. K., et al. New guidelines for hemorheological laboratory techniques. Clin Hemorheol Microcirc. 42 (2), 75-97 (2009).
- Uyuklu, M., et al. Effects of storage duration and temperature of human blood on red cell deformability and aggregation. Clin Hemorheol Microcirc. 41 (4), 269-278 (2009).
- Uyuklu, M., Meiselman, H. J., Baskurt, O. K. Effect of hemoglobin oxygenation level on red blood cell deformability and aggregation parameters. Clin Hemorheol Microcirc. 41 (3), 179-188 (2009).
- Embury, S. H., Clark, M. R., Monroy, G., Mohandas, N. Concurrent sickle cell anemia and alpha-thalassemia. Effect on pathological properties of sickle erythrocytes. J Clin Invest. 73 (1), 116-123 (1984).
- von Tempelhoff, G. F., et al. Correlation between blood rheological properties and red blood cell indices(MCH, MCV, MCHC) in healthy women. Clin Hemorheol Microcirc. 62 (1), 45-54 (2016).
- Da Costa, L., Galimand, J., Fenneteau, O., Mohandas, N. Hereditary spherocytosis, elliptocytosis, and other red cell membrane disorders. Blood Rev. 27 (4), 167-178 (2013).
