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Reducción de las complicaciones después de la reconexión arterial en un modelo de rata de trasplante hepático ortotópico

Published: November 7, 2020 doi: 10.3791/60628
Automatic Translation
*1, *1,2, *1, 1, 1,2, 1, 1, 3, 3, 1, 1, 1,2,3, 1
1Multi-Organ Transplant Program, University Health Network, 2Department of Immunology, University of Toronto, 3Department of Laboratory Medicine and Pathobiology, University of Toronto
* These authors contributed equally

Summary

El objetivo de este estudio es modificar el modelo de trasplante de hígado ortotópico de rata para representar mejor el trasplante de hígado humano y mejorar la supervivencia del receptor. El método presentado restablece la entrada arterial hepática conectando la arteria hepática común del hígado del donante con la arteria hepática adecuada del hígado receptor.

Abstract

El modelo de trasplante de hígado ortotópico de rata (OLT) es una poderosa herramienta para estudiar el rechazo agudo y crónico. Sin embargo, no es una representación completa del trasplante de hígado humano debido a la ausencia de reconexión arterial. Aquí se describe un procedimiento de trasplante modificado que incluye la incorporación de la reconexión de la arteria hepática (HA), lo que conduce a una marcada mejora en los resultados del trasplante. Con un tiempo anhepático medio de 12 min y 14 s, la reconexión de HA se traduce en una mejor perfusión del hígado trasplantado y un aumento de la supervivencia de los receptores a largo plazo del 37,5% al 88,2%. Este protocolo incluye el uso de puños y soportes impresos en 3D para conectar la vena porta y la vena cava inferior infrahepática. Se puede implementar para el estudio de múltiples aspectos del trasplante de hígado, desde la respuesta inmune y la infección hasta los aspectos técnicos del procedimiento. Al incorporar un método sencillo y práctico para la reconexión arterial mediante una técnica microvascular, este protocolo OLT de rata modificada imita de cerca aspectos del trasplante de hígado humano y servirá como un modelo de investigación valioso y clínicamente relevante.

Introduction

La carga mundial de enfermedad hepática sigue aumentando, con un aumento del 30% en las muertes relacionadas con las enfermedades hepáticas de 2005 a 20131,2. El trasplante de hígado es a menudo el único recurso para los pacientes con enfermedad hepática terminal. El hígado es el segundo órgano sólido trasplantado con más frecuencia, y el número de trasplantes de hígado realizados a nivel mundial aumentó un 7,25% de 2015 a 20161,,2. A pesar de su prevalencia, las tasas de supervivencia post-trasplante se han estancado3,,4,5. Se informa que la tasa de supervivencia de los pacientes a 15 años es del 53%, y la tasa de supervivencia de los pacientes a 20 años puede ser tan baja como 21%3,5. Si bien hay nuevas y emocionantes iniciativas de inmunobiología que pueden conducir a nuevos tratamientos y mejores resultados clínicos, todavía no hay un modelo animal pequeño confiable en el que probarlos.

El modelo de rata OLT ha sido ampliamente utilizado en la investigación del trasplante de hígado, incluyendo el rechazo6,7,8,9,10, tolerancia inmune11, trasplante de isquemia-reperfusión12, inmunosupresión13, y lesión del árbol biliar14,15,16,17. Sin embargo, una desventaja del modelo en su forma actual es su alta morbilidad postoperatoria y mortalidad18,19. Este es un serio inconveniente que está en desacuerdo con la operación humana, y compromete la capacidad de extraer conclusiones clínicamente relevantes del modelo20.

Además, una gran proporción de esta morbilidad se puede atribuir a una reconexión de la arteria hepática ausente o imperfecta (HA)18. Aunque es un paso crítico en el trasplante de hígado humano, las dificultades técnicas tienden a comprometer la reconexión de HA en el modelo OLT de rata. Como resultado, la anastomosis del conducto biliar (BD) es tenue y da lugar a altas tasas de fuga de bilis y necrosis de BD21. Más allá de la alta incidencia de complicaciones biliares22, una ausencia de flujo arterial altera la fisiología del injerto hepático post-trasplante23, con hipoxia en el injerto hepático del donante24 y daño hepático observado en lóbulos inflamados19,,25,,26. Rata OLT sin reconexión arterial también tiende a promover la fibrosis27. El protocolo OLT de rata descrito a continuación aborda estos problemas mediante la incorporación de un sencillo paso de reconstrucción de HA con un método OLT de rata publicado previamente28,lo que resulta en la preservación del parénquima hepático y mejores tasas de supervivencia.

El trasplante de hígado tiene tres fases: (1) extracción del injerto hepático del donante, (2) preparación del injerto hepático del donante y (3) reemplazo del hígado receptor por el injerto hepático. El procedimiento consiste en la manipulación de cinco estructuras anatómicas: la vena cava inferior suprahepática (SHVC), la vena porta (PV), la vena cava inferior infrahepática (IHVC), la arteria hepática (HA) y el conducto biliar (BD).

OLT en la rata fue introducido por primera vez por Lee et al. utilizando anastomosis de microsutura de la SHVC, PV e IHVC, y una técnica de extracción para el BD29. Este modelo fue mejorado más tarde mediante el uso de la técnica de dos puños en 197930. Desde entonces, se han propuesto varias técnicas alternativas, la mayoría centradas en la anastomosis venosa y utilizando una técnica de dos puños con algunas modificaciones31. Aunque la anastomosis HA se ha descrito previamente en el modelo OLT de rata utilizando técnicas tales como microsuture, cuff, y mangas intraluminales26,31,32,33,34, estas técnicas a menudo requieren habilidades microquirúrgicas altamente entrenadas, alterando significativamente la fisiología de la rata, y se ven obstaculizadas por trombosis y / o complicaciones biliares27,35.

Además, la elección del procedimiento quirúrgico también puede influir en el tiempo anhepático (tiempo desde la sujeción fotovoltaica hasta la reperfusión del injerto a través del PV reconstituido), lo que es fundamental para el éxito del trasplante de hígado de rata. Específicamente, se observan altas tasas de supervivencia con tiempos anhepáticos de 15-20 min36,y 30 min es el límite superior para el éxito37,,38. Por lo tanto, el objetivo de este método es implementar un modelo OLT de rata quirúrgica menos invasivo y más fácilmente adoptable que sea capaz de reconectar la arteria hepática, promover la perfusión eficiente del hígado trasplantado, mantener el flujo al conducto biliar receptor y preservar la condición fisiológica del receptor.

Aquí se detallan todos los pasos de este protocolo revisado, incluyendo la manipulación del tronco celíaco del hígado del donante, así como el uso de 1) un stent de 1,5 mm para realizar una conexión de manguito extraluminal con el receptor HA adecuado, 2) una sutura en funcionamiento para la reconstrucción SHVC, 3) dos puños de plástico impresos en 3D para reconstrucción fotovoltaica e IHVC39,40, 4) una reconexión de manguito microvascular para el HA18,27,41 y 5) una técnica de stent BD previamente descrita28. También se incluyen dos pasos adicionales: un lavado en frío a través del PV, y un régimen de antibióticos que se basa en los hallazgos anteriores17. Este protocolo OLT optimizado minimiza las complicaciones perioperatorias y la morbilidad y modela más de cerca el procedimiento quirúrgico de operación empleado en el trasplante de hígado humano.

Protocol

El estudio se realizó de acuerdo con las pautas de manejo y cirugía de roedores, y el protocolo de estudio fue aprobado por el Comité de Cuidado Animal de la Red de Salud Universitaria (UHN AUP: 5840.3) y sigue las directrices del Consejo Canadiense de Cuidado Animal. El estudio utiliza ratas Lewis macho (strain LEW/SsNHsd), de 12-14 semanas de edad, con un peso de entre 250-300 g.

1. Configuración del equipo

  1. Sostenga una punta afilada de 31 G con un soporte de aguja y cree un inyector en forma de L contundente flexionando la punta repetidamente hacia adelante y hacia atrás hasta que la punta se rompa. Usando un archivo de metal plano, contundente y liso el extremo del inyector.
    1. Cortar los puños de la vena porta (PV) y la vena cava inferior infrahepática (IHVC) de la base impresa en 3D con un bisturí (Material Suplementario 1, Material Suplementario 2, Figura 1, Figura Complementaria 1).
      NOTA: Se utiliza un software de diseño 3D para diseñar los puños y soportes, que se imprimen en una impresora 3D (Tabla de materiales) utilizando resina autoclavable39,40 (especificaciones para todo el material impreso en 3D incluido en el material suplementario 1-10).
    2. Utilice un bisturí nuevo para cortar el catéter de 22 G en un tubo inclinado de doble cara (3,5 mm de longitud). Usando el bisturí, etc. suavemente líneas sobre la superficie del stent del conducto biliar (BD) (no cortar a través de la pared del tubo). Estos grabados evitarán que las ataduras se deslicen durante el procedimiento.
    3. Utilice un bisturí nuevo para cortar el catéter de 24 G en un tubo de borde inclinado unilateral (2,0 mm de longitud) y cree varios arañazos en la superficie del nuevo stent arterial.
      NOTA: Evite el estrechamiento u oclusión del lumen del stent BD evitando la aplicación de presión al stent. Si el stent se estrecha u ocluido, la supervivencia del receptor se verá comprometida por la obstrucción biliar.

2. Funcionamiento del donante

  1. Coloque una almohadilla de calor a 37 oC y colóquela debajo de la plataforma quirúrgica. Encienda el monitor de temperatura para que la temperatura del núcleo de la rata pueda ser monitoreada a través de la sonda rectal. Configure el aparato de anestesia isoflurano.
    NOTA: Durante la cirugía, controle la profundidad de la anestesia observando la frecuencia respiratoria, la frecuencia cardíaca, la coloración de los órganos/membranas mucosas y la presencia de cualquier reflejo de abstinencia del pedal.
  2. Organizar el espacio de trabajo quirúrgicamente cubierto con todos los instrumentos y materiales necesarios (es decir, tijeras, fórceps, gasa, heparina, retractores, almohadilla de sección media, puntas de algodón, seda 4-0, seda 7-0, 8-0 sutura estéril no absorbible, y sutura monofilamento no absorbible 10-0) colocada convenientemente en los lados de la plataforma quirúrgica.
  3. Organice la estación de trabajo con todas las soluciones, incluida la solución de lactato de Ringer y 300 UI de heparina sódica (ver Tabla de materiales).
  4. Pesar el animal. Anestesice a la rata donante colocándola en la cámara anestésica con 5% de isoflurano, 5 L/min de flujo de aire y 70% de FiO2 para la inducción. Cuando la rata pierde el conocimiento, disminuya la anestesia a 3% de isoflurano, 0,5 L/min de flujo de aire y 70% FiO2. Compruebe la falta de respuesta del pedal pellizcando el dedo del dedo del dedo del dedo del dedo del dedo del dedo.
  5. Preparar la piel del abdomen. Con una afeitadora eléctrica, retire el pelaje del lado ventral. Observe atentamente la tasa de respiración del donante hasta que alcance una tasa estable y profunda.
    1. Poner la rata cubierta quirúrgicamente de modo que su lado ventral esté mirando hacia el techo. Coloque la nariz en un carroñero de anestesia con 3% de isoflurano, 0,5 L/min de flujo de aire y 70% FiO2. Preparar la pared abdominal con povidona-yodo, trabajando desde la línea media hacia afuera, seguido de 70% etanol.
  6. Haga una incisión desde el proceso de xifoide a la sínfisis púbica usando una tijera quirúrgica de punta redonda, luego mejore la exposición con una incisión transversal bilateral. Detenga cualquier sangrado de la pared abdominal usando una unidad electroquirúrgica bipolar para la cautey. Después de la incisión, disminuya el isoflurano de mantenimiento al 2%, 0,5 L/min de flujo de aire y 70% FiO2.
    NOTA: Ajuste el vaporizador de isoflurano para lograr una tasa de respiración de aproximadamente una respiración por segundo y recuerde evaluar regularmente la profundidad de la anestesia a lo largo del curso de la operación.
  7. Coloque una puntada de seda 4-0 en el proceso de xifoide y utilice la sutura para retraer la pared torácica cefalada. Pegue el hilo de seda en la parte superior de la estructura que mantiene el carroñero de anestesia en su lugar. Mantenga abierta la cavidad corporal de la rata donante con retractores impresos en 3D (ver Material Suplementario 3) colocados a ambos lados del abdomen (los retractores se mantienen en su lugar con bandas de goma unidas a imanes en la plataforma quirúrgica).
    NOTA: Los fórceps de mosquitos también se pueden utilizar para agarrar el proceso de xifoide y retraer el cefalido. Fije los fórceps del mosquito en su lugar con cinta adhesiva.
  8. Utilice una esponja de gasa no tejida (4 cm x 4 cm) humedecida por la solución de lactato de Ringer para encerrar los intestinos delgado y grande. Utilice una esponja de gasa pequeña, húmeda y no tejida (2 cm x 4 cm) para cubrir suavemente el hígado.
  9. Colocar una pequeña gasa enrollada debajo de la sección media para levantar el abdomen y mejorar la exposición de la vena cava inferior suprahepática (SHVC).
  10. Corta el ligamento falciforme. Separe la vena diafragmática izquierda de la SHVC utilizando microcircuos. Ligar la vena diafragmática izquierda con seda 7-0, manteniéndose cerca de la SHVC.
    NOTA: Utilice la pequeña esponja de gasa, húmeda y no tejida, humedecida con el lactato de Ringer y colocada en el hígado, para retraer suavemente el hígado lejos del proceso de xifoide y exponer la vena diafragmática izquierda.
  11. Corta el triangular izquierdo y los ligamentos gastro-hepáticos con tijeras de punta redonda.
  12. Exponga el lóbulo caudado tirando cuidadosamente hacia atrás de los lóbulos izquierdo y medio hacia el proceso de xifoide usando una pequeña esponja de gasa húmeda y no tejida. Suelte el ligamento que separa el lóbulo caudado del resto del hígado con una tijera de punta redonda.
  13. Divida y separe el ligamento hepatoesófago utilizando una unidad electroquirúrgica bipolar cerca del esófago.
    NOTA: Cambie suavemente el intestino delgado y grueso al lado izquierdo de la cavidad abdominal y cúbralos con gasa húmeda y no tejida.
  14. Disecciona el retroperitoneo y la grasa que cubre el IHVC. Exponga y aísle el IHVC hasta la vena renal izquierda.
  15. Desplazar ligeramente el IHVC con un hisopo de algodón para exponer y luego cauterizar cualquier vena pequeña que se fusione en el lado derecho de la IHVC, utilizando la unidad electroquirúrgica bipolar. También cauterizar cualquier vena lumbar que se fusione en el IHVC.
  16. Divida la vena suprarrenal derecha (suprarrenal) entre dos ligaduras de seda 7-0, manteniéndose cerca del CIV. Libera el hígado de sus ligamentos posteriores cortando estos bajo una tracción suave.
  17. Aísle la vena renal derecha de la arteria renal derecha y del tejido vecino utilizando una cautela de punta fina. Selle el orificio de la vena renal derecha con un 8-0 ligadura estéril no absorbible.
  18. Separe la grasa que cubre el PV para localizar la vena pilórica (vena gástrica derecha) y la vena esplénica en los puntos donde fusionan el PV. Ligar estas venas con seda 7-0, reforzando el lado más cercano al PV con un 8-0 puntada de sutura estéril no absorbible. Divide las venas entre los lazos.
    NOTA: Exponga el PV usando una gasa pequeña y húmeda para retirar el duodeno. La inserción del manguito es más fácil si la grasa se separa del PV, lo que también evita la estenosis del manguito fotovoltaico.
  19. Inyectar 300 UI de heparina sódica en el IHVC, diluido a 1 ml de solución salina normal, utilizando una jeringa de 1 ml (aguja de 31 G).
  20. Haga una incisión 5 mm por debajo de la bifurcación BD e inserte el stent BD en el BD común. Asegurar el stent con una ligadura de seda 7-0 1 mm por encima de la incisión. Se puede hacer una corbata adicional debajo de la incisión, que es 10 mm por debajo de la bifurcación. Una vez que el stent esté asegurado, corte el BD entre estos dos lazos.
  21. Nunca corte el BD o la arteria hepática adecuada (HA). Coloque un punto de sutura de monofilamento quirúrgico estéril no absorbible de 10-0 en la posición de las 3 en la BD en la incisión como marcador para evitar la torsión después de la reconexión.
  22. Exponga la HA adecuada y divida la arteria gastroduodenal (GDA) entre dos ligaduras de seda 7-0. Exponga la arteria gástrica izquierda, la arteria esplénica y el tronco celíaco. Ate las tres arterias tanto distalmente como cerca de sus despegues.
  23. Corte la arteria gástrica izquierda, la arteria esplénica y el tronco celíaco entre las ataduras de la arteria. Inyecte lentamente 20 ml de solución de lactato de Ringer en frío (4 oC) en el PV, utilizando una jeringa de 20 ml con una aguja de 21,5 G. Corte la vena cava por debajo del punto en el que la vena renal izquierda se funde con el IHVC para permitir la salida de lavado.
    NOTA: La aguja debe mantenerse lo más lejos posible del hilum. La perfusión de frío hepático del donante debe durar entre 1-2 min. Mientras enjuaga el hígado, use la otra mano para chorros fríos lactato de Ringer sobre la superficie del hígado.
  24. Corte el tronco fotovoltaico debajo de la vena esplénica después del lavado. Corte el IHVC justo encima de la vena renal izquierda. Corte el SHVC directamente adyacente al diafragma.
  25. Cortar los ligamentos y el tejido conectivo entre el hígado y el retroperitoneo.
    NOTA: Asegúrese de que haya longitudes suficientes de las paredes DE SHVC anterior y posterior para facilitar la anastomosis de cava superior. Es crucial cortar inmediatamente adyacente al diafragma para retener tanta longitud como sea posible.
  26. Después de que el hígado haya sido extraído del abdomen, colóquelo rápidamente en un plato lleno de solución de lactato de Ringer de 4 oC. Coloque el plato encima de una almohadilla de hielo para mantener una temperatura fría.
  27. Desechar los restos de la rata donante, siguiendo las pautas institucionales.

3. Preparación del hígado de rata de donante ("banco trasero")

  1. Llene el plato de Petri frío con un volumen suficiente de solución de lactato de Ringer de 4 oC para sumergir el hígado de rata donante. Gire cuidadosamente el hígado del donante flotando en el plato cuidadosamente para que la superficie inferior mire hacia arriba. Coloque los puños para PV e IHVC(Material Suplementario 1 y Material Suplementario 2, respectivamente) en el plato.
  2. Tire del PV a través del manguito PV y doble el extremo de la vena sobre el brazalete. Ate el PV firmemente alrededor del brazalete usando seda 7-0. Enjuague el PV con 10 ml de solución de lactato de Ringer de 4 oC.
  3. Repita el paso 3.2 con el IHVC, sin el vaciado.
  4. Retire el tejido graso alrededor del tronco celíaco. Forme un manguito arterial más grande cortando la bifurcación del tronco celíaco, la arteria esplénica y la arteria gástrica izquierda(Figura 2A).
    NOTA: Es difícil insertar el stent arterial en el HA común. Estirar y enderezar la arteria con fórceps varias veces antes de insertar el stent. Asegúrese de que el bisel del stent mira hacia arriba y que la arteria no esté torcida (Figura 2B).
  5. Coloque el stent arterial de 1,5 mm de longitud 24 G en el HA común del donante a través del manguito arterial. Asegure el stent con un 8-0 ligadura de polipropileno (Figura 2C) y lavar el stent con la solución de lactato de Ringer(Figura 2D).
  6. Coloque una micro-pinza (4-6 mm de longitud) en el IHVC proximal, que está destinado a prevenir la pérdida de sangre después de la reperfusión del portal y evitar la embolia de aire.
  7. Gire el hígado y exponga su lado superior. Inserte dos 8-0 suturas de punto cónico de polipropileno en los bordes laterales y medios de la SHVC.
  8. Mantenga el hígado a 4 oC para que esté listo para el trasplante en el donante.

4. Funcionamiento del destinatario

  1. Consulte la sección de operación del donante anterior y repita los pasos 2.1-2.4.
    NOTA: Las ratas Lewis macho de 12-14 semanas de edad se utilizan aquí, con un peso de 5-20 g más pesado que los donantes. Durante la cirugía, controlar la profundidad de la anestesia observando la frecuencia respiratoria, frecuencia cardíaca, coloración de los órganos / membranas mucosas, y la presencia de cualquier reflejo de abstinencia del pedal.
  2. Poner la rata quirúrgicamente cubierta con su lado ventral hacia arriba. Coloque la nariz en el carroñero de anestesia para inhalación de isoflurano. Humedezca los ojos con lubricante optámico. Preparar la pared abdominal con provirona-yodo primero, luego con 70% etanol.
  3. Inyectar 5 ml de la solución de lactato de Ringer por vía subcutánea en ambos lados inferiores de la pared abdominal ventral. Utilice el ayudante de un asistente quirúrgico para inyectar 0,5 ml de 200 mg/kg de piperacillin sódico por vía intramuscular en la pared abdominal izquierda antes de la laparotomía. Además, administrar 0,5 ml de 10 mg/ml de bupivacaína por vía subcutánea en la pared abdominal derecha.
    NOTA: Administrar la misma dosis de piperacillin sódica 1x/día durante 3 días después de la operación.
  4. Preparar la pared abdominal de nuevo con provirona-yodo primero y luego con 70% etanol. Haga una incisión de línea media desde el xifoide esternal a 1 cm por encima de la sínfisis púbica. Disminuya el isoflurano al 2%, 0,5 L/min de flujo de aire y FiO2 70% para el mantenimiento de la anestesia después de realizar la incisión.
    NOTA: Los fórceps de los mosquitos se pueden utilizar para agarrar el proceso de xifoide y retraer el cefalido. Fije los fórceps del mosquito en su lugar con cinta adhesiva. La cavidad del cuerpo se mantiene abierta por retractores impresos en 3D (ver Material Suplementario 3) en ambos lados con bandas de goma sujetadas magnéticamente a la plataforma quirúrgica.
  5. Envuelva el intestino delgado y grueso con una esponja de gasa húmeda y no tejida (4 cm x 4 cm) humedecida con la solución de lactato de Ringer. Utilice una esponja de gasa pequeña (2 cm x 4 cm), húmeda y no tejida humedecida con la solución de lactato de Ringer para cubrir suavemente el hígado.
  6. Coloque una pequeña almohadilla de soporte impresa en 3D (soporte posterior; véase Material suplementario 4) debajo de la sección media de la rata para aumentar la exposición de la SHVC flexionando el giro. Esto se puede realizar de forma segura en ratas y es ejecutado por un asistente cirujano.
  7. Corta el ligamento falciforme y usa la pequeña esponja de gasa no tejida húmeda para retraer suavemente el hígado del proceso de xifoide y exponer la vena diafragmática izquierda. Separe la vena diafragmática izquierda de la SHVC utilizando microcircuos. Ligar la vena diafragmática izquierda con seda 7-0 cerca del diafragma.
  8. Corta el triangular izquierdo y los ligamentos gastro-hepáticos con tijeras de punta redonda.
  9. Tire de los lóbulos izquierdo y medio delicadamente hacia el proceso de xifoide con una pequeña esponja de gasa no tejida húmeda para revelar el lóbulo caudado. Cortar el ligamento que separa el lóbulo caudado del resto del hígado.
  10. Divide el ligamento hepatoesófago y coagula cualquier punto de sangrado con la unidad electroquirúrgica bipolar, manteniéndose cerca del hígado. Cortar los ligamentos en el aspecto posterior del hígado.
  11. Retirar los intestinos pequeños y grandes cuidadosamente al lado izquierdo de la cavidad abdominal y cubrirlos con gasa húmeda y no tejida.
  12. Disecciona el retroperitoneo y la grasa en el CIV para exponer y aislar el IHVC hasta la vena renal derecha. Desplazar ligeramente el IHVC con un hisopo de algodón y cauterizar cualquier vena pequeña que se fusione en el lado derecho de la IHVC, utilizando la unidad electroquirúrgica bipolar. Del mismo modo, cauterizar cualquier vena lumbar que entre en el IHVC.
  13. Divida la vena suprarrenal derecha (suprarrenal) entre dos ligaduras de seda 7-0. Libera el hígado de sus ligamentos posteriores cortándolos bajo una suave tracción.
  14. Utilice una gasa pequeña y húmeda humedecida con la solución de lactato de Ringer para retraer el duodeno y exponer el PV. Separe la grasa de la bifurcación de la vena fotovoltaica y pilórica.
  15. Divida el BD 0,5 cm por debajo de su bifurcación hilar e inserte un stent BD en el BD común distal. Asegurar el stent en posición con una ligadura de 7-0 alrededor de 0,2 mm por debajo de la incisión. Se puede colocar una corbata adicional por encima de la incisión, cerca de la bifurcación. Cortar el BD cerca del hígado pero distal a la corbata.
  16. Separe el BD con fórceps y evite recortar el BD o HA adecuado. Coloque un monofilamento no absorbible de 10-0 (por ejemplo, etilon) en la posición de las 3 en el BD como marcador para evitar la torsión después de la reconexión.
  17. Exponer la HA adecuada y la bifurcación de los HA y GDA comunes. Exponga el HA izquierdo, el HA medio y el HA derecho. Ate las tres arterias distales a la bifurcación CHA y corta las arterias cerca del hígado, por encima de los lazos.
  18. Ponga una larga y delgada gasa detrás del SHVC.
  19. Coloque un soporte IHVC impreso en 3D o "mango" (Cava 150g 2.1; véase Material Suplementario 5) detrás del IHVC, y cose los extremos de la "manija" impresa en 3D usando 10-0 sutura de monofilamento no absorbible (Figura 3A).
  20. Coloque un soporte fotovoltaico impreso en 3D o "mango" (Porta 1.4.1-ver Material Suplementario 6) detrás del PV, directamente inferior al hígado, y cose los extremos de la "manija" impresa en 3D usando 10-0 sutura monofilamento no absorbible.
  21. Ate con holgura una ligadura de seda 7-0 debajo de ambos soportes impresos en 3D (IHVC y PV) (Figura 3A).
  22. Sujete el IHVC justo encima de la vena renal derecha, que todavía debe estar por debajo del soporte de cava impreso en 3D.
  23. Sujete el PV justo encima de la vena pilórica, que debe estar por debajo del soporte fotovoltaico impreso en 3D. Registre la hora anhepática, que comienza en este punto. Disminuir a 0.5% isoflurano, 0.5 L/min flujo de aire, y 70% FiO2 para el mantenimiento de la anestesia.
  24. Enjuague 2 ml de la solución de lactato de 37 oC ringer mediante la bifurcación del PV utilizando una jeringa de 3 ml con una aguja de 27 G conectada.
  25. Sujete el SHVC por encima del hígado con una abrazadera Kitzmiller. Corte por debajo de la misma abrazadera, manteniéndose lo más cerca posible del hígado.
  26. Corte por encima de los soportes impresos en 3D para el PV y el IHVC (Figura 3A). Retire el hígado del receptor. Orientar cuidadosamente el hígado del donante y colocarlo en la cavidad corporal del receptor de tal manera que se pueda crear la anastomosis de cava superior.
  27. Utilice un 8-0 sutura de polipropileno para unir la SHVC del donante con la SHVC del receptor cerca del diafragma. En primer lugar, coloque suturas de estancia de 8-0 polipropileno a la izquierda y a la derecha de la SHVC donante y receptora. Luego, ata esto en el exterior de la pared de la vena.
  28. Utilice el 8-0 izquierdo polipropileno para coser la pared posterior de la SHVC de izquierda a derecha y atar a la derecha 8-0 Polipropileno. Utilice el 8-0 izquierdo polipropileno para coser la pared anterior de la anastomosis SHVC de izquierda a derecha, dejando los dos últimos tercios de la línea de sutura sueltos. Enjuague con 20 ml de lactato de Ringer entre los puntos sueltos mientras se asegura de extraer cualquier burbuja de aire.
  29. Apriete los puntos sueltos y haga una corbata en el exterior de la SHVC. Cortar el 8-0 restante sutura de polipropileno.
    NOTA: El clip mantiene el SHVC del destinatario en su lugar, lo que facilita la costura de la SHVC del donante y del receptor. Registre la duración de la anastomosis SHVC. En este punto, las asas de la porta se fijan al aparato del brazo del soporte (brazo del soporte McGil + brazo del soporte mini brazo LAB + brazo del soporte parte blanda 1.3; véase Material Suplementario 7, Material Suplementario 8, y Material Suplementario 9, respectivamente), directamente inferior al hígado. Este aparato está soportado por una base de soporte impreso en 3D (base del soporte 3.1; véase Material suplementario 10).
  30. Inserte el manguito fotovoltaico(Material Suplementario 1)del donante en el PV receptor y apriete la corbata de seda 7-0. Enjuague el PV del donante y del receptor con la solución de lactato de Ringer calentada a 37 oC antes de la conexión.
  31. Retire la abrazadera atraumática del SHVC (primero), luego el clip microvascular para el PV (segundo). Vuelva a perfunde el hígado con sangre tibia; en este punto, el tiempo de fase anhepática ha terminado. Graba esta vez.
  32. Vierta 10 ml de solución de lactato de Ringer caliente en la parte superior del hígado para calentar. Retire los soportes impresos en 3D con tijeras de punta redonda (corte la punta de fijación).
  33. Inserte el manguito IHVC del donante(Material Suplementario 2)en el IHVC receptor y asegúrelo con una corbata de seda 7-0. Retire primero el clip IHVC del donante y, a continuación, el clip del destinatario (Figura 3B). El cava está unido al aparato portaherramientas y a la base del soporte como se ha descrito anteriormente,
  34. Retire los soportes de la impresora 3D (porta y cava) con tijeras de punta redonda (corte la punta de fijación; Figura 3C), dando como resultado un IHVC conectado(Figura 3D).
  35. Examine cuidadosamente el área alrededor del hígado en busca de sangrado. Instil 3 mL de 37 oC De la solución de lactato de Ringer dentro de la cavidad corporal.
  36. Anastomosis arterial: cortar la porción del tronco celíaco del donante que se extiende más allá del stent.
  37. Sujete el HA adecuado del receptor y corte la corbata al final. Cortar cualquier tejido adicional que rodea el vaso(Figura 4A). Con la solución de lactato de Ringer, enjuague los lúmenes de los extremos del donante y del recipiente.
  38. Tire del receptor de HA adecuado en la manga del stent HA del donante para lograr la anastomosis HA. Colocar un 10-0 etilón a través del aspecto izquierdo del (donante) HA, 2,5 mm por encima del orificio distal del stent (desde el exterior hasta el interior), luego hacia fuera a través del extremo del stent, con 10-0 etilón (4 cm de longitud) guiado por una aguja curva (Figura 4B).
  39. Transfija el receptor HA 0,5 mm por debajo del orificio del recipiente, colocando la puntada primero (del interior al exterior) al lado izquierdo del recipiente, luego (de afuera hacia adentro) al lado derecho de la arteria.
  40. Coloque la sutura a través de la pared derecha del (donante) HA desde el interior hasta el exterior, a una distancia del orificio de stent idéntico al punto original. Tire hacia arriba en los dos extremos del monofilamento no absorbible 10-0, que deslizará el receptor HA adecuado hacia arriba y hacia el stent HA (Figura 4C).
    NOTA: Observe el bombeo de sangre. Una opción es cortar el GDA del donante para confirmar que la sangre está bombeando a través de la anastomosis. Asegúrese de volver a atar la arteria antes de pasar al siguiente paso del procedimiento si el GDA está cortado.
  41. Ate el monofilamento no absorbible 10-0 consigo mismo, sobre el donante HA (Figura 4D). La anastomosis arterial ya está completa.
  42. Anastomosis biliar: coloque una corbata libremente alrededor del receptor BD y stent (Figura 5A), luego retire el stent BD. Enjuague el BD tanto del receptor como del donante antes de que se complete la conexión biliar.
  43. Inserte el stent BD del donante en el conducto biliar del receptor (Figura 5B) y apriete la corbata que se colocó previamente alrededor del BD receptor(Figura 5C).
  44. Devolver los intestinos a la cavidad del cuerpo. Inculcar 2 ml de solución de lactato de Ringer de 37 oC en la cavidad para vaciarla. Remoje parte de la solución con gasa.
  45. Asegúrese de que los intestinos estén de vuelta en su posición original antes de coser el peritoneo parietal y la piel con 5-0 monocril.
  46. Cierre la incisión en dos capas con 5-0 monocril. Inyectar 0,5 ml de 0,5% de bupivacaína alrededor del peritoneo parietal cosido y repetirlo una vez que la piel esté cosida.
  47. Enreda suavemente a la rata receptora en una toalla de papel cuando se transfiera a la jaula. Permita que el animal libre acceso al agua y los alimentos desde el momento del despertar. Mantenga una manta de circulación de agua tibia debajo de la mitad de la jaula durante 24-38 h. Una rata se designa a una jaula durante el período postoperatorio inmediato.

5. Atención postoperatoria

  1. Remoje los pellets de comida en agua y colóquelos en un plato de Petri en el suelo de la jaula.
  2. Monitoree la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria y el color de la piel de la rata.
  3. Administrar piperacillin en los días postoperatorios 1, 2 y 3. Administrar buprenorfina por vía subcutánea y controlar cualquier signo de dolor, como cualquier cambio de comportamiento, letargo, piel sin coñar, depresión, mutilación o pérdida de apetito durante las primeras 72 h.
    NOTA: El dolor se evalúa al menos 2 veces al día durante 3 días después del trasplante, luego al menos 1 veces al día en adelante.

Representative Results

Al establecer un modelo OLT de rata de anastomosis no HA utilizando un protocolo28descrito anteriormente, nuestro equipo observó tasas de supervivencia del 50% y 37,5% a los 21 días y 60 días después de la operación, respectivamente. Aunque algunos grupos28han notificado altas tasas de supervivencia a largo plazo sin anastomosis HA, estos primeros resultados ponen de relieve los inconvenientes de no tener afluencia arterial. Por el contrario, el procedimiento de reconexión de HA optimizado aumentó significativamente la supervivencia a largo plazo del 37,5% al 88,2% (p a 0,015)(Figura 6).

El análisis histológico de un subconjunto representativo de animales trasplantados sin reconexión ha (en los días 6 y 13 después de la operación) mostró signos de lesión hepática hipoxica con necrosis centrilobular (Figura 7). La necrosis hepática extensiva se asoció con niveles tremendamente elevados de alanina aminotransferasa (ALT) y aspartato aminotransferasa (AST) en estos animales (Figura 7). Por el contrario, las ratas trasplantadas con reconexión de HA no mostraron signos de lesión hepática, y el análisis histológico reveló una estructura normal de parénquima hepático con acini organizado, lóbulos (por ejemplo, tríadas centrales y tríadas con vena hepática), arterias y conducto biliar(Figura 7).

Aunque el tiempo anhepático medio en el transcurso de 23 operaciones separadas fue aceptable (12 min y 14 s [± 78 s]), todavía es posible que la supervivencia en el modelo de reconexión no HA pueda mejorarse con el aumento de la práctica. Sin embargo, vale la pena señalar que tres de los cuatro animales trasplantados sin reconexión de HA (que estaban siendo seguidos para la supervivencia a largo plazo) fueron eutanasiados debido a la angustia en los días 56, 96 y 111 después de la operación. Además, el análisis histológico de los hígados reveló cambios reactivos después de una lesión hepática hipoxica, incluyendo marcada proliferación de las vías biliares, fibrosis e inflamación periportal, y parénquima hepático distorsionado (Figura suplementaria 2). La presencia de características morfológicas de lesión hepática hipoxica corroboran los hallazgos de que la reconexión de HA es importante para la perfusión hepática eficiente y la función normal.

Figure 1
Figura 1: Representación esquemática del diseño del manguito impreso en 3D para vena porta y vena cava inferior infrahepática. La primera corbata se aprieta en la ranura (ii) más cercana a la manija (iii), y la segunda corbata se aprieta en la ranura (i) más alejada de la manija. Los diámetros exteriores son (iv) 2,38 mm para la vena porta (PV) y 2,15 mm para la vena cava inferior infrahepática (IHVC). Los diámetros interiores son (v) 1,74 mm para el PV y 1,38 mm para el IHVC. Las longitudes son (vi) 2,60 mm para el PV y 2,15 mm para el IHVC (las especificaciones exactas para todos los materiales impresos en 3D se pueden encontrar en Materiales Suplementarios). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Inserción del stent de la arteria hepática en el injerto. (A) El extremo de apertura del tronco celíaco (i) se ensancha cortando la arteria esplénica a la arteria gástrica izquierda, lo que expone la bifurcación de la HA común. (ii) El stent BD está atado antes de la extracción del hígado de rata donante. (iii) El manguito fotovoltaico y (iv) el manguito IHVC se insertan y atan doblando los extremos de los vasos sobre el manguito. (B) (i) Para insertar el stent HA, el HA común expuesto se estira varias veces con fórceps. (C) (i) El stent HA se coloca de forma segura en el HA común y se ata con 8-0 prolene. (D) (i) El stent HA se enjuaga con (ii) Latata solución de lactato de Ringer (BD - conducto biliar, IHVC - vena cava inferior infrahepática, HA - arteria hepática). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Conexión infrahepática inferior de vena cava con soporte impreso en 3D. (A) El (i) PV se conecta utilizando la misma técnica que la conexión IHVC. El injerto está (ii) sujeto por encima del (iii) manguito IHVC. La abertura IHVC del destinatario se sutura en los lados de la abertura a un soporte impreso en 3D para mantenerlo abierto. Una seda suelta (v) 7-0 está atada alrededor del receptor IHVC. (B) El manguito del injerto IHVC se inserta (i) dentro del IHVC receptor. La corbata suelta ahora está apretada. (C) Se retira la abrazadera y (i) el soporte impreso en 3D se separa con tijeras. (D) Una seda adicional (i) 7-0 está atada alrededor de la conexión si no es segura, pero normalmente un empate es suficiente (PV - vena porta, IHVC - vena inferior infrahepática cava). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Conexión microvascular del manguito de la arteria hepática. (A) (i) El stent BD no está conectado al destinatario. (ii) El stent HA se coloca en el injerto, que está vinculado a la HA adecuada del (iv) receptor. (iii) El PV está conectado. (B) 10-0 etilon con una (i) aguja curvada se dibuja a través del stent HA a los lados del extremo de apertura HA receptor. (C) El 10-0 etilon se extrae a través del stent HA; por lo tanto, el HA apropiado del receptor se tira a través del stent como una manga. (D) (i) Se realiza un empate con 10-0 etilión una vez que el HA apropiado del receptor se tira en el stent a la porción que primero corre a través del stent HA. (E) Se muestra aquí un esquema de la anastomosis HA descrito en (B), (C), y (D) (BD - conducto biliar, HA - arteria hepática, PV - vena porta). *El extremo de apertura del tronco celíaco se ensancha cortando la arteria esplénica a la arteria gástrica izquierda. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 5
Figura 5: Conexión del conducto biliar utilizando dos stents. (A) i) El ptent BD del injerto se inserta en el BD receptor con la ayuda del (ii) stent atado libremente en la apertura del BD del destinatario. (iii) El PV se vincula antes de la conexión BD, que se encuentra detrás del BD. (B) El stent al final del BD del destinatario se elimina y se utiliza como una abertura ampliada a (i) insertar el stent BD atado al injerto. (C) La corbata que está asegurando libremente el stent receptor se utiliza ahora para atar la conexión, y (i) otra seda 7-0 se utiliza para mantener firmemente el stent en su lugar para evitar resbalones o torsión del stent. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 6
Figura 6: Supervivencia porcentual del trasplante. Trasplante ortotópico del hígado de rata sin reconexión HA (n .8) y con reconexión HA (n a 17). A los animales se les sigue de cerca después del trasplante en busca de signos de insuficiencia hepática y/o infección durante al menos 60 días. Las ratas que no mostraron complicaciones después de la cirugía fueron consideradas sobrevivientes (*p a 0,015, según lo calculado por la estimación de Kaplan-Meier [prueba de rango largo]). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 7
Figura 7: Evaluación histopatológica hepática. Secciones representativas de hematoxilina y teñida de eosina en animales (A) sin y (B) con reconexión de la arteria hepática (HA) en los días 6 y 13 después del trasplante de hígado (LTx). (C) Parénquima hepático normal que muestra tríada portal (vena porta, arteria y conducto biliar), lóbulos incluyendo vena central, y acini. Los hepatocitos junto a la tríada portal son hepatocitos de la zona 1; hepatocitos junto a la vena central dentro de los lóbulos son hepatocitos de la zona 3; y los hepatocitos entre las zonas 1 y 3 son hepatocitos de la zona 2 (ALT - alanina aminotransferasa, AST - aspartato aminotransferasa, CV - vena central). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Supplementary Figure 1
Figura complementaria 1: Dimensiones del stent y del manguito. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Supplementary Figure 2
Figura complementaria 2: Evaluación histopatológica hepática que muestra la alteración del parénquima hepático. Secciones representativas de hematoxilina y teñida de eosina en animales sin reconexión HA en los días 54, 96 y 111 después de LTx. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Material Suplementario 1: Manguito Porta 200g - soporte 2.0. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Material Suplementario 2: Manguito de cava 200g - soporte 2.0. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Material Suplementario 3: Retractor hepático 200g. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Material Suplementario 4: Soporte de respaldo - 1.2. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Material Suplementario 5: Cava 150g - 2.1. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Material Suplementario 6: Porta 1.4.1. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Material Suplementario 7: Brazo de soporte McGil. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Material Suplementario 8: Soporte mini brazo LAB. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Material Suplementario 9: Soporte y brazo parte blanda 1.3. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Material Suplementario 10: Base del soporte - 3.1. Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).

Discussion

Los modelos de trasplante de hígado animal pequeño son importantes para entender la inmunidad del trasplante e identificar nuevas estrategias terapéuticas32. El modelo ideal de trasplante de hígado animal pequeño replica todos los pasos del procedimiento humano, incluida la anastomosis arterial. Puede ser difícil interpretar los resultados del modelo OLT de rata, ya que la mayoría de las versiones no incorporan un paso de anastomosis HA, lo que conduce a mayores tasas de complicaciones y morbilidad42. Algunos procedimientos de reconstrucción han utilizado la arteria renal, que requiere la extirpación del riñón27. Este protocolo evita la extracción de órganos, ya que está más allá de lo que ocurre en el procedimiento humano.

Las reconstrucciones arteriales también se pueden realizar manipulando la aorta de rata31. Sin embargo, estos métodos requieren una amplia disección y sujeción de la aorta. Si el tiempo de abrazadera se prolonga, entonces la rata receptora tendrá malos resultados relacionados con la isquemia distal43. En los seres humanos, una técnica quirúrgica LT implica la ligadura y la división de la arteria gastroduodenal receptora (GDA). Sin embargo, las características fisiológicas y anatómicas de los roedores hacen que el trasplante utilizando esta técnica sea más difícil fisiológicamente y puede conducir a complicaciones (es decir, necrosis del páncreas y del conducto biliar35 y fuga44). La reconexión arterial en este protocolo está destinada a eludir este desafío, mantener el flujo sanguíneo del conducto y mejorar el resultado del receptor.

El uso de una técnica de manga y stent para la reconstrucción de la rata HA se ha descrito previamente27. En esta técnica, se utiliza un stent como guía, y la arteria se reconstruye desde el tronco celíaco del donante hasta el receptor de HA común. A continuación, se disecciona el destinatario de HA común y el GDA receptor está atado27. Como resultado, el suministro de sangre a la parte inferior del receptor BD y la cabeza del páncreas puede verse comprometido. Se cree que la circulación colateral a esta área a menudo proporciona un flujo sanguíneo inadecuado al conducto biliar. Por ejemplo, este protocolo prueba-sujeta el destinatario GDA primero con un clip microvascular y, a continuación, divide el destinatario BD. Con el GDA sujetado, el BD dividido no sangra. Después de retirar la abrazadera GDA, se observa un sangrado rápido del BD. Este protocolo, que mantiene un buen flujo al conducto biliar receptor dividido, protege la fisiología del tejido hepático receptor proporcionando una perfusión adecuada de sangre hepática y previniendo la lesión hepática hipoxica post-OLT.

En el lado del donante, el stent HA se inserta en el tronco celíaco durante la preparación del injerto con facilidad mediante la creación de un parche a partir del tronco celíaco, la arteria gástrica izquierda y la arteria esplénica. El stent se puede insertar a través de la abertura ancha, que es menos difícil que tratar de insertar el stent en el tronco celíaco solo. Se ha encontrado que 24 G es un tamaño ideal para usar para el stent HA. La longitud del stent debe ser de 1,0-1,5 mm de largo, ya que actúa como una puerta abierta para permitir que la HA adecuada del receptor se tire fácilmente en la HA común del donante. Con una cuidadosa atención a donde se coloca la sutura de 10-0 etilon, la sangre que fluye a través de esta conexión nunca tocará el stent directamente, y el HA adecuado del receptor lo protegerá desde el interior, reduciendo el riesgo de complicaciones. Es importante destacar que el HA del donante nunca se sujeta para evitar el vasoespasmo. El éxito de la reconstrucción arterial se evalúa dejando abierto el GDA del donante. La anastomosis exitosa produce un buen flujo sanguíneo del donante GDA una vez completada la reconstrucción.

En este protocolo, similar a otros, la reconexión SHVC es el paso más lento y, en última instancia, dicta la duración de la fase anhepática. A medida que aumenta la duración del tiempo anhepático, el riesgo de lesión isquémica y disfunción hepática aumenta45. Otro componente crítico de los modelos de ratas OLT son los tamaños del injerto, los stents y los puños. Si el injerto es demasiado pequeño, el injerto puede torcer o voltear, obstruyendo las conexiones vasculares. El tamaño de los stents y puños puede requerir ajustes según la edad, el sexo, el peso y la tensión de la rata. El tamaño de los puños utilizados aquí fue elegido como se describió anteriormente28,y se utilizó un tamaño de manguito que controlaba para el tamaño de la rata. No hubo signos de angustia o complicaciones (es decir, congestión hepática, edema, ascitis o esplenomegalia) durante el período de seguimiento (hasta la fecha: mediana de 133 días después de la operación, mínimo 115 días después de la operación, máximo 161 días después de la operación). Se justifican otros estudios para determinar el tamaño adecuado de PV e IHVC para varias cepas de ratas que tienen en cuenta tanto la edad como el sexo.

Este protocolo OLT de rata modificado utiliza puños impresos en 3D para el PV y el IHVC, como se describió anteriormente39,40. Los métodos existentes para conectar el PV y el IHVC incluyen una técnica de microsutura32,técnica de manguito46y técnica de férula temporal microsuture47. La técnica del manguito impreso en 3D fue elegida, ya que permite que el tamaño del manguito se estandarice de acuerdo con la tensión de la rata y sea fácil de preparar y usar. Grandes cantidades de puños con las mismas dimensiones se pueden imprimir a la vez. La superficie exterior del manguito tiene dos ranuras para ayudar con la fijación de lazos y evitar resbalones. Una cola también se incorpora en el diseño del manguito para permitir una manipulación más fácil del manguito. En general, se cree que la incorporación de puños impresos en 3D conduce a altas tasas de éxito y reproducibilidad del procedimiento OLT al acortar el tiempo anhepático. Se determina que esta técnica también acorta la curva de aprendizaje quirúrgico.

En conclusión, el protocolo descrito estableció un modelo que es más similar al trasplante de hígado humano mediante la incorporación de un paso de reconexión arterial. Este protocolo se puede adaptar para estudiar muchos aspectos inmunológicos y quirúrgicos del trasplante de hígado y puede servir como modelo para probar nuevas intervenciones terapéuticas relevantes para el trasplante.

Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Esta investigación fue financiada a través de fondos del programa de trasplantes Multi-Organ en la UHN y el apoyo de la Fundación General de Toronto y toronto Western Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
10-0 Ethilon Ethicon 2830G 10-0 Ethilon Black 1X5" BV100-4 Taper
10mL Syringe BD B302995 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
1mL Syringe BD B309628 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
20mL Syringe BD B301031 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
3D Printed Cuff for IHVC Custom
3D Printed Cuff for PV Custom
3D Printed Holder for IHVC Custom
3D Printed Holder for PV Custom
3mL Syringe BD B309657 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
4-0 Sofsilk Coviden GS-835 Wx coded braided silk, 30", Suture 1-Needle 26 mm Length 1/2 Circle Taper Point Needle
5-0 Monocryl Ethicon Y433H Undyed Monofilament 1X27" TF
5mL Syringe BD B309646 Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable
7-0 Silk Teleflex Medical 103-S Black
8-0 Prolene Ethicon 2775G 8-0 Prolene Blue 1X24" BV130-5 EVP Double Armed
Barraquer Micro Needle Holder Without Catch Aesculap Surgical Instruments FD231R Curved 120 mm, 4 3/4″
Barraquer Needle Holder, Extra Fine Jaws 8.0mm, Curved With Out Lock Rumex International Co. 8-025T Small Size, Titanium
Barraquer Needle Holder, Fine Jaws 12.0mm, Curved With Out Lock Rumex International Co. 8-021T Small Size, Titanium
BD Insyte Autoguard BC 22 GA x 1.00 IN BD Angiocath / Autoguard 382523 22 G x 1.00" (0.9 mm x 25 mm) Wingless catheter, 37 mL/min
BDPrecisionGlide Single-use Needles: Regular Bevel - Regular Wall. BD B305106 PrecisionGlide stainless-steel needles with translucent, color-coded, polypropylene hubs. 22 G
BD Precisionglide Syringe Needle 21G BD 305167 Gauge 21, length 1.5 inch, hypodermic needle
BD Precisionglide Syringe Needle 30G BD 305128 Gauge 30, length 1 inch, hypodermic needle
Betadine Solution by Purdue Products LP Purdue Products Lp 67618-150-17 10% povidone–iodine topical solution USP
Bupivacaine Injection BP 0.5% SteriMax Inc. DIN:02443694 0.5% (100mg/20mL)
Curved Tying Forceps Duckworth & Kent 2-501E 6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 88mm
DC Temperature Controller FHC Inc. 40-90-8D
DK Iris Scissors (Curved) Duckworth & Kent 1-211B Blunt tips, cut length 4mm, tip to pivot length 11mm, round handle, length 107mm
Ethanol, 200 proof (100%), USP, Decon Labs Decon Labs, Inc. 2716 Dilute to 70% with d2H2O
Fine Adjustable Wire Retractor Fine Science Tools 17004-05 Maximum spread: 3.5cm, Depth 5cm
Harvard Apparatus Isoflurane Funnel-Fill Vaporizer Harvard Appartus Limited 34-1040SV
Heparin LEO(heparin sodium) LEO Pharma Inc. DIN:00453811 10,000 i.u./10 mL
Ice-Pak Cryopak FIP88016 4.00 in. x 7.00 in., thickness 1.50 inch
Isoflurane United States Pharmacopeia (USP) 99.9% Piramal Healthcare Limited DIN: 02231929 250 mL, Inhalation Anesthetic, NDC 66794-017-25
Khaw Transconjunctival Adjustable Suture Control Forceps Duckworth & Kent 2-502N 5mm highly polished tying platforms, straight shafts, flat handle, length 84mm
Lactate Ringer's Injected USP, 1000mL Baxter Co. DIN: 00061085 JB2324
McPherson Tying Forceps Duckworth & Kent 2-500E 6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 90mm
Metzenbaum Scissors - 14.5 cm Fine Science Tools 14024-14 Straight Sharp/Blunt
Micro Kitzmiller Clamp Scanlan 3003-630 Jaw length 23mm, Length 11cm
Microscope-Leica M525 F20 Leica Microsystems No catalog number
Non-woven Gauze Sponges Fisherbrand 22-028-556
Olsen-Hegar with Suture Cutter Fine Science Tools 12002-14 15 mm cutting edge, 2mm jaw surface - 14cm
OptixCare Eye Lube, 25gm OptixCare ES-KE8O-69U1 Formerly Optixcare Surgical Eye Lubricant
Piperacillin sodium salt Sigma-Aldrich P8396 Penicillin analog
Puritan 3" Standard Cotton Swab w/Wooden Handle Puritan Medical Products Company LLC 803-WC Regular Cotton Tipped Applicator with Wooden Handle
Round Handled Needle Holder Straight w/ Lock Fine Science Tools 12075-12 Round handles allow easy fingertip adjustments - 12.5cm
Shea Scissors Curved Blunt Fine Science Tools 14105-12 Transplant scissors with light and delicate pattern - 12cm
Stainless Steel Micro Serrefines Curved - 4mm Fine Science Tools 18055-06 Jaw length 4mm, Jaw width 0.75mm, Total length 16mm, Jaw pressure 125g
Stainless Steel Micro Serrefines Curved - 6mm Fine Science Tools 18055-05 Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 17mm, Jaw pressure 100g
Stainless Steel Micro Serrefines Straight - 6mm Fine Science Tools 18055-03 Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 15mm, Jaw pressure 100g
Surgical Platform Custom, magnetic
SurgiVet Vaporstick Anesthesia Machine General Anesthetic Services, Inc V7015
T/Pump Localized Therapy Stryker TP700 Series
Vacuum-Pressure Pump Barnant Co. 400-1901
Vannas Scissors with Microserrations Straight Fine Science Tools 15070-08 Cutting edge: 5mm, Tip diameter: 0.1mm - 8.5cm
Vetergesic Buprenorphine Ceva Animal Health Ltd NAC No.:12380352 0.324 mg/ml buprenorphine hydochloride Solution for Injection for Dogs and Cats
Vetroson V-10 Bipolar Electrosurgical Unit Summit Hill Laboratories No catalog number
Surgical Drape PDC Healthcare DRP1824 Multi-purpose sterile clear plastic, 18" x 24", 40/case

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References

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Medicina Número 165 trasplante de hígado ortotópico anastomosis de la arteria hepática reconexión de la arteria hepática manguito de vena portal manguito infrahepático inferior vena cava stent del conducto biliar técnica del manguito impreso en 3D técnica microvascular tiempo anhepático
Reducción de las complicaciones después de la reconexión arterial en un modelo de rata de trasplante hepático ortotópico
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Chen, X. C., Sekhon, M., Ma, X. Z.,… More

Chen, X. C., Sekhon, M., Ma, X. Z., Manuel, J., Chung, S., He, E., Bartczak, A., Fischer, S., Thoeni, C., Oldani, G., Perciani, C. T., MacParland, S., McGilvray, I. Reduced Complications after Arterial Reconnection in a Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation. J. Vis. Exp. (165), e60628, doi:10.3791/60628 (2020).

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