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Medicine

Modèle de douleur arthrosique induite par injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat

Published: May 20, 2020 doi: 10.3791/60649
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1,2, 1, 1, 1
1The First Affiliated Hospital, Zhejiang Chinese Medical University, 2College of Pharmaceutical Science, Zhejiang Chinese Medical University

Summary

Cette étude décrit la méthode d’injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat et discute des comportements liés à la douleur et des changements histopathologiques qui en résultent, qui fournissent des références pour des applications futures.

Abstract

Les modèles animaux actuels de l’arthrose (OA) peuvent être divisés en modèles spontanés et modèles induits, qui visent tous deux à simuler les changements physiopathologiques de l’arthrose humaine. Cependant, en tant que symptôme principal au stade avancé de l’arthrose, la douleur affecte la vie quotidienne des patients et il n’existe pas beaucoup de modèles disponibles. Le modèle induit par le mono-iodoacétate (MIA) est le modèle de douleur arthrose le plus largement utilisé, principalement utilisé chez les rongeurs. MIA est un inhibiteur de la glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase, qui provoque la mort des chondrocytes, la dégénérescence du cartilage, l’ostéophyte et des changements mesurables dans le comportement animal. En outre, des changements d’expression de la métalloprotéinase matricielle (MMP) et des cytokines pro-inflammatoires (IL1 β et TNF α) peuvent être détectés dans le modèle induit par l’AIM. Ces changements sont cohérents avec les conditions physiopathologiques de l’arthrose chez l’homme, ce qui indique que l’AMI peut induire un modèle mesurable et efficace de la douleur arthrose. Cette étude vise à décrire la méthodologie de l’injection intra-articulaire d’AMI chez le rat et à discuter des comportements liés à la douleur et des changements histopathologiques qui en résultent.

Introduction

L’arthrose est la maladie articulaire la plus répandue dans le monde, touchant environ 10 à 12 % des populations chez les adultes1. L’articulation la plus généralement touchée est le genou, et l’arthrose a une incidence plus élevée chez les personnes âgées, en particulier les femmes2. En tant que maladie chronique, l’arthrose se développe progressivement au fil des décennies en insuffisance articulaire avec des symptômes tels que la perte de cartilage, l’inflammation synoviale, l’ostéophytose, la diminution de la fonction et la douleur chronique3. Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), l’arthrose est la quatrième maladie la plus répandue chez les femmes et la huitième maladie la plus répandue chez les hommes. D’ici 2020, l’arthrose pourrait devenir la quatrième maladie la plus invalidante chez l’homme4. Cependant, les thérapies actuellement disponibles de l’arthrose ne traitent que les symptômes et prolongent le temps jusqu’à la chirurgie de remplacement articulaire5.

L’arthrose spontanée chez les patients humains prend souvent beaucoup de temps à produire des symptômes cliniques tels que des douleurs articulaires6. Dans les premiers stades de l’arthrose, la douleur est généralement intermittente et devient plus fréquente et plus sévère à mesure que la maladie progresse, ce qui en fait la plainte prédominante des patients7. Par conséquent, des modèles animaux extensifs pour la douleur arthrose ont été développés au cours du dernier demi-siècle pour promouvoir le traitement de soulagement de la douleur. Les modèles OA ont classiquement été divisés en modèles spontanés et induits. Les modèles spontanés comprennent des modèles naturels et des modèles génétiquement modifiés, qui peuvent simuler plus précisément l’évolution de l’arthrose primaire chez l’homme8. Les modèles induits peuvent généralement être divisés en deux catégories : 1) arthrose post-traumatique induite par une intervention chirurgicale ou un autre traumatisme; ou 2) injection intra-articulaire de substances chondrotoxiques ou pro-inflammatoires3. Ces modèles jettent les bases de l’étude physiopathologique de l’arthrose et contribuent grandement au développement de médicaments pour réduire la douleur et augmenter la fonction.

Récemment, l’inducteur le plus largement utilisé pour la modélisation de l’arthrose est le mono-iodoacétate (MIA). MIA, un inhibiteur de la glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase, peut provoquer des modifications de la matrice cartilagineuse, une dégradation, une perte de cartilage, une synovite et d’autres modifications, similaires aux modifications pathologiques de l’arthrosehumaine 9. Il a été noté que l’injection intra-articulaire d’AIM induisait une douleur continue 28 jours après l’administration de l’AIM, ce qui indique que le modèle d’AIM peut être utile pour étudier la douleur nociceptive chronique10,11,12. Dans cette étude, des rats Sprague-Dawley mâles ont reçu des injections intra-articulaires de 0,5, 1,5 ou 3 mg d’AMI dans les articulations du genou. La gravité des douleurs articulaires induites par l’AMI a été mesurée par l’évaluation de la sensibilité mécanique et thermique 1, 7, 14, 21, 28 et 35 jours après les injections. Sur cette base, 1,5 mg d’AIM a été choisi comme concentration finale pour évaluer les profils de démarche et les changements histologiques 28 jours après les injections.

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Protocol

Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité des normes médicales et de l’éthique de l’Université médicale chinoise du Zhejiang et sont conformes à la législation chinoise sur l’utilisation et les soins des animaux de laboratoire.

1. Injection intra-articulaire de mono-iodoacétate dans le genou

  1. Après une semaine d’acclimatation, répartir de façon aléatoire et égale 40 rats Sprague-Dawley mâles pesant de 180 à 200 g (âgés de 4 à 5 semaines) en quatre groupes (n = 10 rats/groupe).
    REMARQUE : Les rats du groupe témoin recevront une injection intra-articulaire de 50 μL de solution saline, tandis que les rats des groupes expérimentaux seront traités avec 0,5, 1,5 ou 3 mg d’AIM dissous dans 50 μL de solution saline, respectivement.
  2. Le jour de l’injection, préparer fraîchement la solution de MIA dans une solution saline stérile (0,9% NaCl) à une concentration de 15, 30 et 60 mg / mL et une solution de pentobarbital à 10% dans une solution saline stérile (0,9% NaCl).
    ATTENTION: L’AIM a un effet extrêmement destructeur sur la muqueuse, les voies respiratoires supérieures, l’œil et la peau et d’autres tissus. Par conséquent, le masque et les gants sont recommandés lors de la préparation d’une solution.
  3. Anesthésier les rats par injection intrapéritonéale de kétamine à 60 mg/kg et de xylazine à 5 mg/kg (toutes deux préparées dans une solution saline). Serrez doucement les orteils du rat avec une pince à épiler pour confirmer l’anesthésie.
  4. Placez le rat avec le dos tourné vers le bas. Rasez le genou et essuyez la zone entourant l’articulation du genou avec de l’alcool.
  5. Maintenez le genou à un angle de 90° et révélez le tendon rotulien blanc sous la rotule. Appuyez sur le tendon rotulien avec le bout du doigt pour trouver l’espace sous la rotule.
  6. Choisissez la jonction de l’espace et du tendon rotulien latéral comme site d’injection. Ensuite, insérez l’aiguille de 26 G verticalement dans le site d’environ 5 mm. Aucune résistance ne doit être ressentie lorsque l’aiguille est dans l’espace articulaire.
    REMARQUE : Il est important de garder l’aiguille perpendiculaire au site d’injection.
  7. Injecter 50 μL de solution saline ou MIA dans la cavité articulaire. Retirez lentement l’aiguille et enroulez un morceau de gaze autour du site d’injection pour minimiser le reflux et les fuites. Après la récupération de l’anesthésie, retirez la gaze.
  8. Testez le comportement lié à la douleur 1, 7, 14, 21, 28 et 35 jours après les injections comme décrit dans la section 2.

2. Évaluations comportementales

  1. Seuil de retrait mécanique (MWT)
    NOTE: Le MWT a été mesuré par le test von Frey13 et l’observateur a été aveuglé par les injections que les animaux avaient reçues.
    1. Placez un rat dans une cage en plastique surélevée (17 cm x 11 cm x 13 cm) avec une base en treillis métallique suspendue à 50 cm au-dessus d’une table. Assurez-vous que l’environnement de test est silencieux et donnez au rat 30 minutes pour s’adapter à l’environnement.
    2. Appuyez perpendiculairement sur l’aiguille de von Frey sur la surface plantaire de la patte postérieure de chaque rat. Augmenter la pression graduellement (environ 20 g/s) et linéairement jusqu’à ce que la patte se lève ou se lèche de pattes.
    3. Utiliser une force inférieure au seuil précédent pour s’assurer que le seuil est la force de retrait minimale. Testez chaque rat plus de trois fois, à au moins 3−5 min d’intervalle.
    4. Notez la force minimale provoquant un réflexe de retrait de la patte. Faire la moyenne des données en tant que MWT des rats.
  2. Latence de retrait thermique (TWL)
    NOTE: Le TWL a été mesuré à l’aide de l’appareil d’essai plantaire (tableau des matériaux) et l’observateur a été aveuglé par les injections que les animaux avaient reçues.
    1. Placez une boîte en plexiglas (60 cm x 20 cm x 14 cm, divisée en 6 compartiments) sur une plaque de verre de 3 mm d’épaisseur et mettez des rats dans la boîte (un dans chaque compartiment). Assurez-vous que l’environnement est calme et que la température ambiante est constante.
    2. Donnez aux rats 30 minutes pour s’adapter à l’environnement de test.
    3. Calibrez le stimulus thermique via le radiomètre infrarouge. Réglez l’intensité infrarouge souhaitée à 70 unités.
    4. Placez l’émetteur/détecteur infrarouge sur le récipient directement sous le centre de la patte testée.
    5. Appuyez sur le bouton START . La minuterie démarre automatiquement. Le contrôleur éteindra automatiquement la lumière infrarouge et arrêtera complètement la minuterie dès que le mouvement de la patte se produit.
    6. Enregistrer le temps de réaction lors de l’apparition du retrait de la patte et du léchage de la patte.
      REMARQUE: Une réponse positive au test est considérée comme le retrait de la patte et le léchage de la patte. Si seul le retrait de la patte se produit, il doit être considéré comme un mouvement volontaire du rat plutôt que comme une réponse positive.
    7. Répétez le test plus de trois fois. Faire la moyenne des données en tant que TWL des rats.
      NOTA : Chaque exposition à la chaleur rayonnante ne doit pas dépasser 20 s. Les stimulations infrarouges sur la même patte postérieure doivent être espacées d’au moins 3 à 5 minutes.
  3. Analyses des profils de marche
    REMARQUE : Les analyses du profil de marche ont été mesurées à l’aide d’un système d’imagerie (Tableau des matériaux) et l’observateur a été mis en aveugle par les injections que les animaux avaient reçues.
    1. Ajustez la longueur du compartiment de marche en utilisant les boutons aux deux extrémités du compartiment de marche à une longueur appropriée pour les rats (p. ex. 61 cm).
    2. Placez un rat dans le compartiment de marche et entraînez les rats à faire des courses ininterrompues pendant au moins 5 cycles à une vitesse de 18 cm/s avant l’expérience formelle.
      REMARQUE: Lorsqu’un rat est placé pour la première fois dans le compartiment de marche, la vitesse peut être réglée à environ 20 cm / s et arrêtée lorsque vous courez environ 2 s. Réglez ensuite la vitesse sur 18 cm/s. Tapotez doucement le dos du rat avec la cloison, si le rat fait une pause ou se retire pendant la marche. Essayez de réduire progressivement la vitesse de 18 cm/s à 10 cm/s. Si le rat échoue finalement à effectuer le test, il est acceptable de choisir un autre rat pour le test.
    3. Augmentez lentement la vitesse du tapis roulant jusqu’à ce qu’il atteigne la vitesse cible (18 cm/s). Capturez au moins 5 s une vidéo du mouvement continu du rat avec la caméra vidéo numérique haute vitesse montée sous la ceinture transparente du tapis roulant.
    4. Testez chaque rat à au moins 5 minutes d’intervalle pour obtenir au moins trois courses ininterrompues.
    5. Dessinez un « cadre de sélection » pour définir la limite de l’image de marche animale dans le logiciel d’imagerie et entrez la vitesse d’exécution pour chaque vidéo. Sélectionnez les vidéos en tant que groupe et traitez les vidéos automatiquement par le logiciel. Après avoir traité les vidéos, le logiciel produira plusieurs feuilles de calcul pour signaler les indices de marche, y compris la position, le balancement, le freinage, la propulsion, la cadence, la séquence de pas, etc.
    6. Calculez la surface totale de la patte (cm2), la longueur moyenne de foulée (cm) et la longueur de foulée unitaire.
      NOTE: La surface totale des pattes est la moyenne de la surface totale de quatre pattes de chaque groupe de rats et la surface de la patte est définie comme la surface maximale de la patte en contact avec le tapis roulant pendant la phase de position du cycle de pas. La longueur de foulée est la distance entre les contacts initiaux de la même patte en une foulée complète. Longueur de foulée unitaire = longueur moyenne de foulée (cm)/longueur du corps (cm).

3. Analyses histopathologiques et immunohistochimiques

  1. Euthanasier des rats par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à raison de 150 mg/kg (préparé dans une solution saline). Réséquer immédiatement les articulations du genou pour les analyses histologiques.
  2. Fixez les joints dans du formol à 10% pendant 24 h, décalcifiez avec 10% d’EDTA dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pendant 8 semaines, puis incorporez les joints dans de la paraffine.
    ATTENTION: Le formol peut causer une irritation des yeux, de la peau et des voies respiratoires. Il doit être manipulé dans une hotte.
  3. Couper les joints encastrés à la paraffine à 3 mm d’épaisseur avec un microtome et flotter dans un bain-marie à 40 °C contenant de l’eau distillée.
  4. Transférer les sections sur des lames de verre. Sécher les lames pendant la nuit et conserver les lames à température ambiante (RT) pour continuer la coloration suivante.
  5. Placer les lames dans un four à 60 °C pendant 4 h pour les déparaffiner.
  6. Immergez les diapositives successivement dans le xylène, le xylène, l’éthanol 100%, l’éthanol 100%, l’éthanol à 95%, l’éthanol à 80% et l’éthanol à 75% pendant 5 min, respectivement, à RT.
  7. Colorer les coupes avec de l’hématoxyline et de l’éosine (H & E), de la safranine-O (SO) et de l’hématoxyline bleue d’Alcian (ABH) ainsi que des anticorps contre le collagène de type II chez le rat (Col2), le collagène de type X (Col10) et la métalloprotéinase matricielle 13 (MMP13), comme décrit aux étapes 3.8 à 3.12.
  8. Coloration H&E
    1. Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min. Colorer les lames avec de l’hématoxyline pendant 3−5 min.
    2. Rincer les lames avec duH2O3xdésionisé, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’hématoxyline à la surface.
    3. Teindre les lames avec de l’éosine pendant 30 s. Ensuite, rincer les lames avec duH2Odésionisé 3x, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’éosine à la surface.
    4. Immergez les lames dans de l’ammoniac à 0,1 % pendant 10−20 s. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.
    5. Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.
    6. Couvrir les lames par résine neutre.
  9. SO coloration
    1. Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min. Colorer les lames avec de l’hématoxyline pendant 3−5 min.
    2. Différencier rapidement dans 1% d’alcool acide (environ 3 s). Ensuite, rincer les lames avec duH2O3x désionisé, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’hématoxyline à la surface.
    3. Glisser les lames avec la solution Fast Green (FCF) pendant 5 min. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.
    4. Glisser de coloration avec SO pendant 1−2 min. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.
    5. Rincer les lames avec de l’acide acétique à 1 % pendant 1 à 2 min pour éliminer le FCF résiduel. Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 1 min.
    6. Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.
    7. Couvrir les lames par résine neutre.
  10. Coloration ABH
    1. Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min. Plonger les lames dans de l’alcool acide à 1 % pendant 30 s et égoutter brièvement sur une serviette en papier (ne pas rincer).
    2. Immergez les diapositives dans ABH pendant 1 h. Ensuite, rincer les lames avec duH2O3x désionisé, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’ABH à la surface.
    3. Différencier rapidement dans 1% d’alcool acide (environ 3 s). Rincer les lames avec leH2O3xdésionisé, 1 min chacune.
    4. Immergez les lames dans de l’eau d’ammonium à 0,5 % pendant 15 s. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.
    5. Immerger les lames dans de l’éthanol à 95% pendant 1 min. Immergez les lames dans une solution d’éosine/orange G pendant 1,5 min.
    6. Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.
    7. Couvrir les lames par résine neutre.
  11. Examinez toutes les lames au microscope et notez statistiquement sur une échelle de 0 à 13 par observation en double aveugle, selon le système de notation14 de Mankin.
  12. Immunohistochimie
    1. Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min.
    2. Immerger les lames dans du citrate de sodium 0,1 M et placer les lames dans un four à 60 °C pendant 4 h pour récupérer l’antigène.
    3. Immergez des diapositives dans du Triton X-100 à 0,3 % dans du PBS pendant 10 min. Ensuite, rincez les lames avec PBS 2x, 3 min chacune.
    4. Incuber des sections dans une solution à 3% H2O2 dans du méthanol à TA pendant 10 min pour bloquer l’activité endogène de la peroxydase. Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.
    5. Incuber des sections avec du sérum de chèvre à 5% dans du PBS pendant 30 minutes à TA pour bloquer toute liaison non spécifique. Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.
    6. Incuber des sections pendant une nuit à 4 °C avec 100 μL d’anticorps primaires dilués au PBS (1:1 000) contre le collagène de type II chez le rat (Col2), le collagène de type X (Col10) et la métalloprotéinase matricielle 13 (MMP13). Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.
    7. Incuber des sections avec 100 μL d’anticorps secondaire dilué au PBS (1:1 000) (secondaire anti-souris chèvre ou secondaire anti-souris chèvre) pendant 20 min à TA. Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.
    8. Incuber les sections avec 100 μL de solution de travail de 3,3′-diaminobenzidine (DAB). Surveillez la réaction pendant que la réaction chromogène rend les sites épitopiques bruns.
      ATTENTION : Le DAB est cancérigène. Portez toujours des gants et travaillez dans une cagoule lorsque vous travaillez avec DAB.
      REMARQUE: Le temps de développement des couleurs peut varier de quelques secondes à 10 min.
    9. Dès qu’une couleur brune se développe sur les sections, rincer les lames avec du H2O 2x désionisé, 3 min chacune.
    10. Immerger les lames dans l’hématoxyline pendant 1−2 min pour contre-teindre les lames. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.
    11. Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.
    12. Couvrir les lames par résine neutre.
    13. Observez la couleur de la coloration des anticorps dans les sections au microscope.

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Representative Results

Avec cette méthodologie, nous avons établi un modèle de douleur arthrose chez le rat et détecté les changements qui en résultent. MWT et TWL reflétaient respectivement l’allodynie mécanique et l’hyperalgésie thermique. Comme le montre la figure 1, l’AIM a induit une allodynie mécanique et une hyperalgésie thermique présentes de manière dose-dépendante. Remarquablement, la diminution de MWT a atteint un pic de 21 jours à 28 jours, puis a rebondi, suggérant que la réparation articulaire peut se produire à ce stade, mais MWT de 3 mg MIA groupe était encore à un faible niveau. Le changement de TWL était à peu près cohérent avec MWT (Figure 2).

Sur cette base, nous avons sélectionné 1,5 mg d’AMI comme dose finale et évalué les schémas de démarche et les changements histologiques 28 jours après l’injection. Les paramètres de la démarche (surface totale de la patte et longueur unitaire de foulée) reflétaient les comportements liés à la douleur. Les niveaux de paramètres de marche, y compris la surface totale des pattes (figure 3A) et la longueur unitaire de foulée (figure 3B) ont été significativement réduits dans le groupe MIA après 28 jours, ce qui suggère que l’AMI induisait des douleurs articulaires liées à l’arthrose chez les rats. Avec l’augmentation du score de Mankin sur les lames histopathologiques, la dégénérescence du cartilage, la perturbation du collagène et la désorganisation de la matrice ont évidemment été observées dans le groupe MIA (Figure 4). Comme l’illustre la figure 5, 1,5 mg d’AMM a entraîné une régulation à la hausse significative de la MMP13 et du Col10, ainsi qu’une régulation négative significative du Col2.

Figure 1
Figure 1 : Développement de MTW après injection d’AMI. Les seuils de retrait mécanique des pattes postérieures ont été évalués après injection d’AMI (0,5, 1,5 ou 3 mg/rat) et de solution saline (NaCl à 0,9 %), n = 10 rats/groupe. Les valeurs sont présentées sous forme de moyenne ± écart-type. **P < 0,01 par rapport au groupe traité au sérum physiologique; ANOVA unidirectionnelle suivie de la comparaison de la différence la moins significative (LSD) de Fisher. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Développement de TWL après injection d’AMI. La latence de retrait thermique des pattes postérieures a été évaluée après injection d’AMI (0,5, 1,5 ou 3 mg/rat) et de solution saline (NaCl à 0,9 %), n = 10 rats/groupe. Les valeurs sont présentées sous forme de moyenne ± écart-type. **P < 0,01 par rapport au groupe traité au sérum physiologique (NC); ANOVA unidirectionnelle suivie de la comparaison LSD de Fisher. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Analyse de la marche 28 jours après l’injection d’AMI. (A) Surface totale des pattes (cm2). Surface totale des pattes: la moyenne de la superficie totale de quatre pattes de chaque groupe de rats. (B) Longueur de foulée unitaire. Longueur de foulée unitaire = Longueur moyenne de foulée (cm)/longueur du corps (cm). n = 10 rats/groupe. Les valeurs sont présentées sous forme de moyenne ± ET. # #P < 0,01 par rapport au groupe traité au sérum physiologique (NC) au jour 28. Cette figure a été modifiée à partir de Yan et al.15. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Observation histopathologique (coloration HE, SO et AHB) et score de Mankin des articulations du genou du rat au jour 28 après le traitement MIA. n = 10 rats/groupe. Barre d’échelle = 40 μm. Les valeurs sont présentées sous forme de moyenne ± écart-type. ##P < 0,01 par rapport au groupe traité au sérum physiologique (NC). ANOVA unidirectionnelle suivie de la comparaison LSD de Fisher. Cette figure a été modifiée à partir de Yan et al.16. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Observation immunohistochimique des expressions de MMP13, Col2 et Col10 dans le cartilage de rat au jour 28. Barre d’échelle = 50 μm. N = 10 rats/groupe. Cette figure a été modifiée à partir de Yan et al.16. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Discussion

Le modèle de l’arthrose chez le rat induit par MIA est un modèle bien établi et largement utilisé. L’injection intra-articulaire d’AMI provoque initialement une inflammation sévère et aiguë, ce qui donne lieu à la phase plus longue et dégénérative de l’arthrose17,18. Dans cette recherche, nous avons mesuré la sensibilité nociceptive par MWT et TWL, et évalué les altérations de la démarche avec un système d’imagerie. Des rapports antérieurs ont révélé que l’injection de MIA pourrait augmenter la sensibilité des fibres articulaires afférentes du genou conduisant à la nociception, ce qui se traduit par une hyperalgésie thermique et un seuil mécanique réduit19,20. Il a été prouvé que les altérations de la marche étaient liées à une nociception accrue, ce qui suggère que les modèles de marche pourraient être utilisés pour évaluer les modèles de douleur21. Par conséquent, les modèles induits par l’AIM sont principalement utilisés pour évaluer la douleur liée à l’arthrose et dépister les médicaments oraux ainsi que les drogues injectables articulaires 3,6.

Bien que comparé au modèle OA induit chirurgicalement, il est plus simple et plus rapide d’injecter MIA dans la cavité articulaire, il y a encore des points critiques dans la modélisation. Tout d’abord, la cavité articulaire des rats est minuscule et son emplacement doit être confirmé avant l’injection. Deuxièmement, l’AIM est toxique, donc la dose d’AIM doit être soigneusement choisie. Il a été rapporté que l’AMI pourrait induire des lésions cartilagineuses articulaires de manière dose-dépendante et temporelle (évaluée par le score histologique OARSI et le score Mankin), indiquant que la progression et la gravité des lésions articulaires peuvent être modulées en régulant la concentration de MIA22,23. L’AIM induisait des marqueurs de douleur et de stress oxydatif à fortes doses10,18,24. Des rapports antérieurs suggéraient qu’une dose de 1,5 mg d’injection d’AMI chez le rat produisait un processus inflammatoire similaire à l’arthrose du genou humain18,25. En outre, il est important d’utiliser le même expérimentateur tout au long du test comportemental et de familiariser les rats avec l’environnement à l’avance, afin de réduire l’anxiété et d’éviter d’affecter les résultats expérimentaux.

Comme mentionné ci-dessus, les modèles animaux OA sont généralement divisés en modèles spontanés et induits. L’injection intra-articulaire de MIA est largement utilisée en raison de plusieurs avantages: 1) opération simple; 2) facilité d’induction et de reproductibilité; 3) dose et gravité contrôlables; 4) temps de modélisation court; et 5) convient aux petits animaux ainsi qu’aux grands animaux. Cependant, comme d’autres modèles animaux, les modèles OA induits par l’AMI présentent également plusieurs inconvénients. La mort cellulaire étendue et la destruction rapide des articulations après injection d’AMI sont incompatibles avec l’arthrose spontanée ou post-traumatique chez l’homme26. De plus, l’AIM résiduel dans la cavité articulaire peut affecter les effets des traitements intra-articulaires ultérieurs, entraînant un résultat incertain en utilisant le modèle MIA. La question de savoir s’il faut ou non laver la cavité articulaire avant l’injection thérapeutique dans ce modèle reste une question sans réponse. Dans l’ensemble, il n’existe pas de modèle animal unique qui récapitule parfaitement tous les aspects de l’arthrose humaine, mais la grande variété de modèles disponibles permet d’appliquer synthétiquement plusieurs modèles aux questions les plus pertinentes.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Cette étude a été financée par la Fondation provinciale des sciences naturelles du Zhejiang de Chine (subvention n° : LY17H270016), la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention no : 81774331, 81873049 et 81673997) et le Zhejiang Provincial Science and Technology Project of Traditional Chinese Medicine of China (subvention no : 2013ZQ007 et 2016ZZ011).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anti-Collagen II antibody Abcam(UK) 34712 Primary antibody for immunohistochemistry (IHC)
Anti-Collagen X (Col10) antibody Abcam(UK) 49945 Primary antibody for IHC
DigiGait Imaging System Mouse Specifics (Boston, MA, USA) Equipment for gait patterns analyses
Eosin Sigma-Aldrich 861006 The dye for HE staining
Fast Green FCF Sigma-Aldrich F7252 The dye for SO staining
Goat anti-mouse antibody ZSGQ-BIO (Beijing, China) PV-9002 Secondary antibody for IHC
Goat anti-rabbit antibody ZSGQ-BIO (Beijing, China) PV-9001 Secondary antibody for IHC
Hematoxylin Sigma-Aldrich H3163 The dye for HE staining
MIA Sigma-Aldrich I4386-10G powder
MMP13 Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, USA) 69926 Primary antibody for IHC
Modular tissue embedding center Thermo Fisher Scientific (USA) EC 350 Produce paraffin blocks.
Plantar Test apparatus UgoBasile (Italy) 37370 Equipment for TWL assay
PrimeScript RT reagent Kit (Perfect Real Time) TaKaRa Biotechnology Co. Ltd. (Dalian, China) RR037A Extracte total RNA from cultured cells
Rotary and Sliding Microtomes Thermo Fisher Scientific (USA) HM325 Precise paraffin sections.
Safranin-O Sigma-Aldrich S2255 The dye for SO staining
Tissue-Tek VIP 5 Jr Sakura (Japan) Vacuum Infiltration Processor

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References

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Médecine numéro 159 mono-iodoacétate arthrose modèle animal injection intra-articulaire douleur arthrosique rats
Modèle de douleur arthrosique induite par injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat
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Xu, J., Yan, L., Yan, B., Zhou, L.,… More

Xu, J., Yan, L., Yan, B., Zhou, L., Tong, P., Shan, L. Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats. J. Vis. Exp. (159), e60649, doi:10.3791/60649 (2020).

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