ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
Myocardinfarct (MI) diermodellen die het natuurlijke proces van de ziekte bij mensen nabootsen, zijn cruciaal voor het begrijpen van pathofysiologische mechanismen en het testen van de veiligheid en werkzaamheid van nieuwe opkomende therapieën. Hier beschrijven we een MI-varkensmodel dat is gemaakt door een percutane embolisatiespoel in te zetten.
Abstract
Myocardinfarct (MI) is wereldwijd de belangrijkste doodsoorzaak. Ondanks het gebruik van evidence-based behandelingen, waaronder coronaire revascularisatie en cardiovasculaire geneesmiddelen, ontwikkelt een aanzienlijk deel van de patiënten pathologische linkerventrikelremodellering en progressief hartfalen na MI. Daarom zijn nieuwe therapeutische opties, zoals cellulaire en gentherapieën, onder andere, ontwikkeld om gewond myocard te herstellen en te regenereren. In deze context zijn diermodellen van MI cruciaal bij het onderzoeken van de veiligheid en werkzaamheid van deze experimentele therapieën vóór klinische vertaling. Grote diermodellen zoals varkens hebben de voorkeur boven kleinere vanwege de hoge gelijkenis van varkens en menselijke harten in termen van anatomie van de kransslagader, cardiale kinetiek en het post-MI genezingsproces. Hier wilden we een MI-model in varken beschrijven door permanente spoelinzet. Kortom, het omvat een percutane selectieve coronaire cannulatie door retrograde femorale toegang. Na coronaire angiografie wordt de spoel onder fluoroscopische begeleiding ingezet bij de doeltak. Ten slotte wordt volledige occlusie bevestigd door herhaalde coronaire angiografie. Deze aanpak is haalbaar, zeer reproduceerbaar en emuleert de pathogenese van menselijke niet-gerevasculariseerde MI, waarbij de traditionele open-borstoperatie en de daaropvolgende postoperatieve ontsteking worden vermeden. Afhankelijk van het tijdstip van follow-up is de techniek geschikt voor acute, subacute of chronische MI-modellen.
Introduction
Myocardinfarct (MI) is wereldwijd de meest voorkomende oorzaak van mortaliteit, morbiditeit en invaliditeit1. Ondanks de huidige therapeutische vooruitgang ontwikkelt een aanzienlijk deel van de patiënten nadelige ventriculaire remodellering en progressief hartfalen na MI, wat resulteert in een slechte prognose als gevolg van ventriculaire disfunctie en plotselinge dood 2,3,4. Nieuwe therapeutische opties om gewond myocardium te repareren en/of te regenereren worden dus onder de loep genomen en translationele MI-diermodellen zijn cruciaal bij het testen van hun veiligheid en werkzaamheid. Hoewel verschillende modellen zijn gebruikt voor cardiovasculair onderzoek, waaronder ratten 5,6, muizen 7,8, honden9 en schapen10, zijn varkens een van de beste keuzes voor het modelleren van cardiale ischemiestudies vanwege hun hoge gelijkenis met mensen in termen van hartgrootte, anatomie van de kransslagader, cardiale kinetiek, fysiologie, metabolisme en het post-MI-genezingsproces11, 12,13,14,15.
In deze context zijn veel verschillende open-chirurgische en percutane benaderingen beschikbaar om MI-varkensmodellen te ontwikkelen. De open-borstbenadering omvat een linker laterale thoracotomieprocedure en is nuttig bij het uitvoeren van chirurgische coronaire ligatie 16,17, myocardiale cryo-verwonding, cauterisatie12 en coronaire plaatsing van een hydraulische occlude18 of een ameroïde constrictor19, onder anderen. Chirurgische coronaire occlusie is op grote schaal gebruikt om nieuwe therapeutische opties zoals cardiale weefseltechnologie en celtherapie te testen, omdat het brede toegang en visuele beoordeling van het hart mogelijk maakt; in tegenstelling tot menselijke MI kan het echter resulteren in chirurgische verklevingen, aangrenzende littekens en postoperatieve ontsteking17. Myocardiale cryo-injury en cauterisatie zijn gemakkelijk reproduceerbare technieken, maar reproduceren niet de pathofysiologische MI-progressie waargenomen bij mensen12. Aan de andere kant zijn verschillende percutane technieken ontwikkeld om tijdelijke of permanente coronaire blokkering te produceren. Deze omvatten transcoronaire of intracoronaire ethanolablatie 20,21, occlusie door ballonangioplastiek22, of levering van trombogene materialen zoals agarosegelparels23, fibrinogeenmengsels9 of coil-embolisatie17,24. Hoewel ballonangioplastiek beter geschikt is voor ischemie / reperfusiestudies, is de inzet van coronaire spoel een van de beste keuzes voor het modelleren van niet-gerevasculariseerde MI. Deze percutane benadering is haalbaar, consistent reproduceerbaar en vermijdt open-borstchirurgie. Het maakt nauwkeurige controle van de locatie van het infarct mogelijk en resulteert in pathofysiologie vergelijkbaar met die van een menselijke niet-gereperfuseerde MI. Bovendien is coil embolization geschikt voor het modelleren van acute, subacute of chronische MI; chronisch congestief hartfalen; of valvulaire ziekte17.
Het huidige protocol heeft tot doel te beschrijven hoe een MI-varkensmodel kan worden ontwikkeld door permanente spoelinzet. Kortom, het omvat een percutane selectieve coronaire cannulatie door retrograde femorale toegang. Na coronaire angiografie wordt onder fluoroscopische begeleiding een spoel ingezet bij de doeltakslagader. Ten slotte wordt volledige occlusie bevestigd door herhaalde coronaire angiografie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Deze studie werd goedgekeurd door de Ethische Commissie van de Animal Experimentation Unit van het Duitse Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP) en overheidsinstanties (Generalitat de Catalunya; Code: 10558 en 11208), en voldoet aan alle richtlijnen met betrekking tot het gebruik van dieren in onderzoek en onderwijs zoals gedefinieerd in de Gids voor de verzorging en het gebruik van proefdieren25.
1. Preprocedurale voorbereiding van dieren
- Gebruik gekruiste Landrace X Grote Witte varkens (30-35 kg) van beide geslachten.
- Houd de dieren gedurende 12 uur voorafgaand aan de procedure in een vastentoestand.
2. Sedatie, anesthesie en analgesie
- Verdoof het dier met een intramusculaire (IM) injectie van ketamine (3 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) en dexmedetomidine (0,03 mg/kg). Wacht ongeveer 10-15 minuten.
- Zodra het varken is verdoofd, ventileer het met een zuurstof (90-100%) -isofluraan (1-2%) mengsel en een gezichtsmasker om optimale sedatie te garanderen.
- Plaats dierenartszalf op de ogen van het varken om uitdroging te voorkomen.
OPMERKING: Herhaal elke 20 minuten. - Plaats intraveneus (IV) een katheter van 20 G in een laterale oorader. Dien propofol (1-2 mg / kg) toe om anesthesie te induceren.
- Zodra het varken geen slikreflex heeft, intubeer het dier met behulp van een endotracheale buis (maat 6,5-7,0 voor 30-35 kg).
OPMERKING: Pas de grootte van de endotracheale buis aan volgens de grootte van het varken. Intubatie moet snel worden uitgevoerd om een dieper verdovingsvlak en langdurige apneu te voorkomen. - Dien IV buprenorfine (0,01 mg/kg) toe voor intraoperatieve analgesie. Gebruik een fentanyl transdermale pleister (100 μg/h) voor postoperatieve analgesie.
OPMERKING: De fentanylpleister wordt aangebracht op de inguinale huid en is 72 uur actief om postoperatieve pijn te beperken. Het farmacologische effect begint niet onmiddellijk na de bevalling, dus pas het toe voordat de procedure wordt gestart. - Voer luchtwegmaskerzakunitventilatie (20 inflaties/ min) uit tijdens het transport van het varken naar de vasculaire interventionele radiologie (VIR) kamer.
- Sluit de endotracheale buis aan op het anesthesieapparaat dat is uitgerust met een luchtwegsensor en capnografie-opname.
- Start mechanische overdrukventilatie met FiO2 0,50, met een getijdenvolume van 10 ml/kg en een frequentie van 16-20 ademhalingen/min. Handhaaf de anesthesie met isofluraan (1-3%).
OPMERKING: Om het juiste chirurgische anesthesievlak te bevestigen, mag het dier niet spontaan ademen of cornea- of pupillichtreflexen hebben.
3. Hemodynamische monitoring en voorbereiding van het operatiegebied
- Plaats het dier in rugligging op de operatietafel en bevestig de ledematen met tape of verband aan de tafel.
- Plaats elektrocardiogram (ECG) probes subcutaan in de ledematen van het dier voor het registreren van veranderingen in ST-segment, T-golven en hartslag tijdens de experimentele procedure.
- Plaats een pulsoximeter op de tong of een hoek van de lip van het dier en de niet-invasieve drukmanchet op de voorpoot.
- Meet de rectale/slokdarmtemperatuur met een sonde.
- Reinig het rechter femorale gebied met chirurgische zeep gevolgd door afwisselend antiseptische povidon-jodiumoplossing en alcohol 3 keer onder steriele omstandigheden.
- Zorg ervoor dat de chirurg chirurgisch handen wassen en een steriele japon en steriele handschoenen draagt.
- Bedek het dier met een steriel chirurgisch gordijn.
- Bereid en spoel met heparinized zoutoplossing de naald, een 6F vasculaire mantel, een 0,035-inch J-tipdraad, een 6F JR4 90-cm geleidingskatheter, een 0,014-inch 200-cm geleidedraad, een 150-cm lengte / 0,017-inch binnendiameter microkatheter en de contrast medium injectiespruitstuk kit.
4. Vasculaire toegang
- Prik de rechter dijbeenslagader via een percutane benadering met echogeleide punctie. Lokaliseer de bifurcatie tussen de oppervlakkige dijbeenslagader en de diepe dijbeenslagader.
- Plaats de transducer 2-3 cm proximaal tot de bifurcatie, in de gemeenschappelijke femorale slagader, en lijn het midden van de transducer uit met de gemeenschappelijke femorale slagader.
- Plaats de naald in het midden van de transducer en prik de slagader bij een hoeking van ongeveer 45°. Breng vervolgens een 6F vasculaire mantel in met behulp van de gemodificeerde Seldinger-techniek26.
OPMERKING: In geval van significante spasmen of hematoom, crossover naar de contralaterale femorale slagader. - Spoel de katheters met hepariniseerde zoutoplossing. (5000 IE ongefractioneerde heparine/1000 ml van 0,9% NaCL).
- Dien heparine toe via de schede (300 IE/kg).
5. Coronaire angiografie
- Steek de J-tipdraad in de JR4-geleidingskatheter en breng de draad door de mantel in de opgaande aorta en plaats de katheter vervolgens over het valvulaire oppervlak.
- Verwijder de draad en sluit de katheter aan op het injectiespruitstuksysteem. Zuiver het hele systeem.
- Schakel onder fluoroscopie de katheter in de linker hoofdkransslagader in en injecteer 10 ml gejodeerd contrastmedium om het linker coronaire systeem te visualiseren (figuur 1A, C).
OPMERKING: Het is belangrijk om ervoor te zorgen dat de arteriële drukgolfvorm niet wordt gedempt voordat u injecteert om het risico van coronaire dissectie te voorkomen. - Voer angiogrammen uit in twee orthogonale weergaven: linker voorste schuine 40° en rechter voorste schuine 30° projecties.
- Vervroeg een 0,014-inch geleidedraad voorgemonteerd op de microkatheter naar de middelste linker anterieure dalende (LAD) of distale linker circumflex (LCX) kransslagader onder fluoroscopische begeleiding.
6. Spiraalimplantatie
- Onder fluoroscopische begeleiding, breng de microkatheter door de draad naar de gewenste locatie waar het spoelimplantaat moet worden ingezet. In het geval van LAD-occlusie plaatst u de spoeldistale naar de eerste diagonale tak en voor LCX plaatst u de spoeldistale naar de eerste marginale tak.
OPMERKING: Proximale benaderingen (vóór de eerste diagonale of eerste marginale takken) hebben zeer lage overlevingskansen. - Verwijder de draad en selecteer de spoel.
OPMERKING: Het is belangrijk om de optimale spoelgrootte en -lengte te selecteren. Een kleine of korte spoel kan niet goed in het vaatlumen worden geplaatst en heeft een zeer hoog risico op distale migratie als gevolg van contrastinjecties of spontane, wat resulteert in een kleinere infarctgrootte. Een grote of lange spoel kan proximaal naar het vat verzakken en een groter infarct veroorzaken dan gewenst. De keuze van de juiste spoel is vooral belangrijk als niet-detecteerbare spoelen worden gebruikt, omdat deze niet kunnen worden verwijderd. De optimale grootte is 1-2 mm groter dan het lumen van het te emboliseren vat en de lengte tussen 20-60 mm is meestal voldoende voor varkens van 30-40 kg. - Lever de spoel af via een microkatheter en injecteer langzaam 5 ml gejodeerd contrastmedium onder fluoroscopie om de juiste positie van de spoel te visualiseren.
- Verwijder de microkatheter in de geleidingskatheter en plaats de geleider in een zijtak om controle-injecties uit te voeren en om de toegang tot de slagader te garanderen voor het geval een tweede spoel moet worden geïmplanteerd.
- Wacht tot de spoel trombose heeft en sluit de slagader af.
OPMERKING: Wanneer de slagader is afgesloten, kunnen veranderingen in het elektrocardiogram worden waargenomen. Een andere manier om volledige arteriële occlusie te controleren, is door elke 10 minuten langzame injecties van gejodeerd contrast uit te voeren (figuur 1B, D). Als de slagader niet binnen 20-30 minuten wordt afgesloten, kan een ander spiraalimplantaat nodig zijn.
7. Einde van de procedure
- Zodra de slagader is afgesloten, dient u een continue IV-infusie van lidocaïne (50-100 μg / kg / min) toe gedurende ten minste 1 uur om aritmische episodes te voorkomen.
- Voer een angiogram uit om ervoor te zorgen dat er geen stroom distale naar de occlusie is.
- Verwijder de draad, microkatheter en geleidingskatheter.
- Verwijder de mantel en voer handmatige compressie uit gedurende 20 minuten.
8. Postoperatieve procedure en herstel van dieren
- Controleer het dier totdat het volledig is hersteld, met behulp van ECG, rectale temperatuur, pulsoximetrie en capnografie.
OPMERKING: Dien in het geval van ventriculaire aritmieën een bolus van lidocaïne toe (1,5-3,5 mg / kg). - Dien een IM-injectie van tulathromycine (2,5 mg /kg) toe als profylactische postoperatieve antibiotische therapie. Voor postoperatieve analgesie wordt vóór de chirurgische ingreep een transdermale fentanylpleister toegediend (stap 2.6).
- Schakel het isofluraan uit en houd mechanische ventilatie totdat het dier spontaan begint te ademen.
- Wanneer het varken de slikreflex herstelt, verwijdert u de endotracheale buis. LET OP: Controleer of het dier een goede SpO2 (meer dan 95%) heeft voor en na de extubatie.
- Vervoer het dier naar een individuele kooi. Plaats het dier over een warmwaterdeken en bedek het met een thermisch gordijn om postoperatieve onderkoeling te voorkomen.
OPMERKING: Breng het varken niet terug naar het gezelschap van andere dieren voordat het volledig is hersteld. - Controleer het dier totdat het voldoende bij bewustzijn is gekomen om de sternale lighouding te behouden.
9. Postoperatieve pijnbeoordeling en -monitoring
- Controleer tijdens de postoperatieve follow-up de algemene toestand van de dieren, inclusief de ademhalingsfrequentie, voedsel- en waterinname, activiteit en interactie met de andere personen, uiterlijk en kleuring van de huid en de evolutie van de chirurgische wond.
- Pas een dagelijks toezichtprotocol toe volgens de volgende scoringscriteria: - Gewicht:
0: Normaal
1: <10% gewichtsverlies
2: 10-20% gewichtsverlies
3:> 20% gewichtsverlies
- Lichaamsconditie:
0: Goed: niet-prominente wervels, bekken- of wervelbeenderen
2: Regelmatig: bewijs van spinale segmentatie, palpabele bekkenbotten
3: Vermagering: extreem gemarkeerd skelet, weinig of geen vlees om te bedekken
- Gedrag:
0: Normaal: Actief en interactief in je omgeving
1: Lichte afname van de activiteit en minder interactief
2: Abnormaal: uitgesproken afname van activiteit, geïsoleerd
3: Abnormaal: Immobiel of hyperactiviteit, mogelijke zelfbeschadiging
- Uiterlijk:
0: Normaal: huid /haar glanzend en ogen helder
1: Verdwijnt balseming, huid/haar zonder glans
2: Slechte huid/nasale afscheidingen
3: Slechte huid, abnormale of gebogen houding
- Gedragsstoornissen:
0: Geen
1: Onvermogen om normaal te bewegen
2: Niet in staat om voedsel / drank te bereiken, geïsoleerd van andere dieren
3: Intentie om je te verstoppen/hoekje, reageert niet op prikkels (sterven)
- Klinische symptomen:
0: Geen
1: Onderkoeling, koorts, lichte respiratoire insufficiëntie
2: Infectie van de chirurgische wond, matige respiratoire insufficiëntie met muco-bloederige afscheidingen
3: Hartfalen, ernstige respiratoire insufficiëntie (cyanose, open mond)
Partituur:
- 1-5: Houd eenmaal per dag toezicht op de dieren.
- 6-12: Zorg voor ondersteunende therapie indien nodig.
- Elk dier met een score van 3 in een van de bovenstaande parameters of met een totale score >12 wordt geëuthanaseerd.
OPMERKING: De dieren moeten dagelijks worden gecontroleerd door het dierenverzorgpersoneel en twee keer per week door het onderzoeks- en veterinaire team. - Hoewel er geen pijn en angst worden verwacht van de procedure, als een dier tekenen van pijn vertoont, geef dan pijnstillende therapie (tramadol, oraal, 2-4 mg / kg, dagelijks). Als een dier niet reageert op pijnstillende medicatie en tekenen van chronische pijn vertoont (zeer lage waarschijnlijkheid), euthanaseer het dier dan met een overdosis anesthetisch (natriumthiopental, IV, 200 mg / kg).
- Als de chirurgische wond tekenen van infectie vertoont (lage waarschijnlijkheid) ondanks de toegediende antibiotische therapie, behandel de wond dan dagelijks en start een nieuw antibioticumregime (cefquinomesulfaat, IM, 2 mg / kg, dagelijks).
10. Euthanasie methode
- Dien onder eerdere sedatie en anesthesie, zoals eerder beschreven, een iv natriumthiopentale overdosis (200 mg / kg) toe.
- Bevestig cardiorespiratoire arrestatie en overlijden door vitale functies te controleren (elektrocardiogram, bloeddruk, capnografie).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
MI overlevingskansen en locatie
Zevenenvijftig varkens ondergingen coronaire spiraalimplantatie in de LCX marginale tak (n = 25; 12 vrouwtjes en 13 mannetjes) of in de LAD tussen de eerste en de tweede diagonale tak (n = 32; 16 vrouwtjes en 16 mannetjes) van de kransslagader en werden gedurende 30 dagen opgevolgd. De overlevingskans van dieren die werden onderworpen aan een MI in de marginale LCX-tak was 80% (n = 20). Drie varkens stierven als gevolg van fatale complicaties gerelateerd aan atrioventriculaire (AV) blok en asystolie vóór het inzetten van de spoel, en 2 varkens stierven na ventriculaire fibrillatie (VF) gerelateerd aan transmurale MI na spoelplaatsing. De overlevingskans van dieren die bij LAD bij MI werden ingediend, was 72% (n = 23): 1 varken stierf als gevolg van een AV-blok en asystolie na het inzetten van de spoel en 8 dieren na VF (5 na het inzetten van de spoel, 2 na 12-48 uur na mi en één 26 dagen na mi). De overlevingskansen verschilden tussen de LCX marginale tak (2-2,5 mm in diameter) en middelste LAD (2,5-3 mm in diameter) MI, waarschijnlijk als gevolg van de grotere infarctuitbreiding in het LAD-model.
Magnetische resonantie beeldvorming (MRI) analyse werd uitgevoerd bij alle dieren 30 dagen na MI. Figuur 2 illustreert late gadolinium-versterkte MRI-beelden van de LCX marginale tak (figuur 2A,C) en distale LAD (figuur 2B,D) infarctmodellen. Zoals afgebeeld, beïnvloedt spoelinzet in de marginale kransslagader van LCX de LV-laterale wand, terwijl het interventriculaire septum het meest getroffen gebied is bij distale LAD-plaatsing. Deze resultaten werden ook bevestigd na hartsectie (figuur 2E,F).
Figuur 1: Coronaire angiografie, anteroposterior projectie. Representatieve beelden van pre- (A,B) en post-coil (witte pijlen) inzet (C,D) in de LCX marginale tak en distale LAD kransslagader. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Magnetische resonantie beeldvorming en hartweefsel secties. Representatieve T1 3-kamer (A,B) en korte-as (C,D) vertraagde verbeteringsbeelden voor LCX marginaal en distaal LAD-infarct. Beelden tonen gezond (zwart) en infarct (wit) myocardium. Foto's van hartsecties na LCX marginaal (E) en distale LAD MI (F). Pijlen geven de locatie en uitbreiding van het infarctgebied aan. Schaalbalk = 1 cm Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Een spoel in een kransslagader biedt een reproduceerbaar en consistent preklinisch niet-gereperfuseerd MI-model bij varkens dat kan worden gebruikt om nieuwe cardiovasculaire therapeutische strategieën te ontwikkelen en te testen.
In onze handen was de mortaliteit bij follow-up 19% gerelateerd aan complicaties van MI, meestal binnen de eerste 24 uur van de procedure. Al deze sterfgevallen zijn gerelateerd aan de natuurlijke geschiedenis van de niet-gereperfuseerde MI en waren de primaire uitkomsten van de studie. Een van de meest kritieke stappen in dit protocol is afhankelijk van de binnenkomst van de microcatheter in de kransslagaders. In sommige gevallen veroorzaakte de vooruitgang van de microkatheter een vagale reactie die leidde tot ernstige hypotensie, AV-blok en uiteindelijk asystolie. Niettemin kan dit worden vermeden door een IV-bolus van adrenaline (0,001 mg / kg) toe te dienen voordat de microkatheter naar voren wordt gebracht. Een andere complicatie is het optreden van kwaadaardige aritmieën die kunnen leiden tot VF. Deze episodes treden meestal 30 minuten na MI-instauratie op. We raden aan om een lidocaïne continue infusiesnelheid (50-100 μg / kg / min) gedurende ten minste 1 uur te gebruiken om het risico op ventriculaire aritmieën te verminderen. Als alternatief kan een continue infusie van amiodaron (50-80 μg/kg/min) worden toegediend. Als er echter ventriculaire aritmische voorvallen optreden, raden we aan een bolus van lidocaïne (1,5-3,5 mg / kg) af te leveren. In geval van ernstige bradycardie adviseren wij de toediening van atropine bolus (0,01 mg/kg), noradrenalineperfusie (0,05-3 μg/kg/min) voor milde of matige hypotensie en adrenaline (0,03 mg/kg) voor ernstige hypotensie, elektromechanische dissociatie, AV-blok of asystolie. Wanneer echter een VF optreedt, moet een 320J ventriculaire defibrillatie worden toegepast met een monofasische cardiale defibrillator en worden herhaald totdat het dier zijn hartritme herstelt. Wanneer verschillende ventriculaire defibrillaties nodig zijn of asystolie optreedt, voert u handmatige borstcompressies uit (80-90 compressies / min), drukt u de ribbenkast 4 inch in en sluit u het dier aan op de mechanische ventilator onder 100% O2.
Als de interventieprocedure met meer dan een uur wordt verlengd, is het nuttig om het antistollingsniveau te controleren met de geactiveerde stollingstijdtest om ervoor te zorgen dat deze langer is dan 300 seconden. Als het korter is, moet een extra dosis heparine worden toegediend.
In het geval dat er geen occlusieve trombus ontstaat na inzet van de kransslagaderspiraal, raden wij de plaatsing van een andere spoel aan. Een andere optie zou kunnen zijn om protamine (1 mg / 100IU UFH) toe te dienen om de vorming van stolsels te vergemakkelijken, hoewel er een risico bestaat op trombusvorming in de geleidende katheter en daaropvolgende embolisatie tijdens controle-injectie.
Veel andere occlusiemodellen zijn beschreven om MI te simuleren op basis van stopzetting van de coronaire stroom door arteriële ligatie, een ameroïde constrictor of balloninflatie. Een ingezette spoel zet echter de stollingscascade in gang met trombusvorming die de kransslagader afsluit. Dit mechanisme simuleert zo goed mogelijk de pathofysiologie van menselijke MI, vergeleken met andere niet-invasieve technieken zoals ballonocclusie. Ondanks het feit dat niet-gereperfuseerde MI resulteert in uitgebreidere littekens, minder levensvatbaar myocardium en een grotere vermindering van de hartfunctie dan ischemie-reperfusiemodellen27, is het meer geschikt voor het screenen van ontstekingsremmende therapieën, omgekeerde hartremodellering en gen- of stamceltherapie voor de behandeling van hart- en vaatziekten28.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen
Acknowledgments
We spreken onze dank uit aan het Centrum voor Vergelijkende Geneeskunde en Bioimaging van Catalonië (CMCiB) en het personeel voor hun bijdrage aan de uitvoering van het diermodel. Dit werk werd ondersteund door het Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), de Sociedad Española de Cardiología en de Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Dit werk werd ook gefinancierd door de projecten Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] en CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], als onderdeel van het Plan Nacional de I+D+I, en medegefinancierd door de ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Dr. Fadeuilhe werd ondersteund door een beurs van de Spaanse Vereniging voor Cardiologie (Madrid, Spanje).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-F JR4 0-71"guiding catheter | Medtronic | LA6JR40 | 6F JR4 90 cm Guiding catheter |
| Adrenaline 1 mg/mL | B.Braun | National Code (NC). 602486 | Adrenaline |
| Atropine 1 mg/mL | B.Braun | NC. 635649 | Atropine |
| Betadine | Mylan | NC. 694109-1 | Povidone iodine solution |
| Bupaq 0.3 mg/mL | Richter Pharma AG | NC. 578816.6 | Buprenorphine |
| Dexdomitor 0.5 mg/mL | Orion Pharma | NC. 576303.3 | Dexmedetomidine |
| Draxxin | Zoetis | NC. 576313.2 | Tulathromycin |
| EMERALD Guidewire | Cordis | 502-585 | 0.035-inch J-tipped wire |
| External defibrillator | DigiCare | CS81XVET | Manual external defibrillator |
| Fendivia 100 µg/h | Takeda | NC. 658524.5 | Fentanyl transdermal patch |
| Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm | Argon | GWI1802 | Introducer needle |
| Heparine 1% | ROVI | NC. 641647.1 | Heparin |
| Hi-Torque VersaTurn F | Abbott | 1013317J | 0.014-inch 200 cm Guidewire |
| IsoFlo | Zoetis | 50019100 | Isoflurane |
| Ketamidor | Richter Pharma AG, | NC. 580393.7 | Ketamine |
| Lidocaine 50 mg/mL | B.Braun | NC. 645572.2 | Lidocaine |
| MD8000vet | Meditech Equipment | MD8000vet | Multi-parameter monitor |
| Midazolam | Laboratorios Normon | NC. 624437.1 | Midazolam |
| Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 | Merit | PSI-6F-11-035 | 6F Vascular sheath |
| Propovet Multidosis 10 mg/mL | Zoetis | NC. 579742.7 | Propofol |
| RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO | Boston Scientific | M001181370 | 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter |
| Ruschelit | Teleflex | 112482 | Endotracheal tube with balloon (#6.5) |
| SPUR II | Ambu | 325 012 000 | Airway mask bag unit-ventilation (AMBU) |
| Vasofix 20 G | B.Braun | 4269098 | 20 G Cannula |
| Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL | General Electrics | 1177612 | Iodinated contrast medium |
| VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm | Boston Scientific | M0013822030 | Coil |
| WATO EX-35 | Mindray | WATO EX-35Vet | Anesthesia machine |
References
- Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
- Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
- Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
- Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
- Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
- Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
- Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
- Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
- Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
- Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
- Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
- Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
- Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
- Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
- Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
- Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
- Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
- Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
- Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
- Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
- Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
- Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R.
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
- Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).
Tags
Geneeskunde Nummer 177 myocardinfarct varkens spiraaluitzet preklinisch model.Erratum
Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 05/26/2022.
Citeable Link.
An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.
Step 3.5 was updated from:
Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions
to:
Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.
Section 9 was updated from:
9. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
to:
9. Postoperative pain assessment and monitoring
- During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
- Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
- Weight:
0: Normal
1: <10% weight loss
2: 10-20% weight loss
3:> 20% weight loss
- Body condition:
0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover
- Behavior:
0: Normal: Active and interactive in your environment
1: Slight decline in activity and less interactive
2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm
- Physical appearance:
0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
1: Disappears embalming, skin/hair without shine
2: Poor skin/nasal secretions
3: Poor skin, abnormal or hunched posture
- Behavioral disorders:
0: None
1: Inability to move normally
2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)
- Clinical signs:
0: None
1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)
Score:
- 1-5: Supervise the animals once a day.
- 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
- Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team. - Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
- If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).
10. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
