Kombinera mänskliga organoider och organ-på-ett-chip-teknik för att modellera tarmregionspecifik funktionalitet
Summary
Biopsi-härledda tarmorganoider och organ-on-a-chips-teknologier kombineras till en mikrofysiologisk plattform för att rekapitulera regionspecifik tarmfunktionalitet.
Abstract
Tarmslimhinnan är en komplex fysisk och biokemisk barriär som uppfyller en myriad av viktiga funktioner. Det möjliggör transport, absorption och metabolism av näringsämnen och xenobiotika samtidigt som det underlättar ett symbiotiskt förhållande med mikrobiota och begränsar invasionen av mikroorganismer. Funktionell interaktion mellan olika celltyper och deras fysiska och biokemiska miljö är avgörande för att etablera och upprätthålla tarmvävnadshomeostas. Att modellera dessa komplexa interaktioner och integrerad tarmfysiologi in vitro är ett formidabelt mål med potential att förändra hur nya terapeutiska mål och läkemedelskandidater upptäcks och utvecklas.
Organoider och Organ-on-a-Chip-teknologier har nyligen kombinerats för att generera mänskligt relevanta tarmchips som är lämpliga för att studera de funktionella aspekterna av tarmfysiologi och patofysiologi in vitro. Organoider som härrör från biopsierna i den lilla (tolvfingertarmen) och tjocktarmen sås in i det övre facket i ett organchip och expanderar sedan framgångsrikt som monolager samtidigt som de distinkta cellulära, molekylära och funktionella egenskaperna hos varje tarmregion bevaras. Mänskliga tarmvävnadsspecifika mikrovaskulära endotelceller införlivas i organchipets nedre fack för att återskapa epitel-endotelgränssnittet. Denna nya plattform underlättar luminal exponering för näringsämnen, läkemedel och mikroorganismer, vilket möjliggör studier av tarmtransport, permeabilitet och värd-mikrobinteraktioner.
Här tillhandahålls ett detaljerat protokoll för etablering av tarmchips som representerar det mänskliga tolvfingertarmen (tolvfingertarmschip) och tjocktarmen (kolonchip) och deras efterföljande kultur under kontinuerligt flöde och peristaltikliknande deformationer. Vi demonstrerar metoder för att bedöma läkemedelsmetabolism och CYP3A4-induktion i tolvfingertarmschip med hjälp av prototypiska inducerare och substrat. Slutligen tillhandahåller vi ett steg-för-steg-förfarande för in vitro-modellering av interferon gamma (IFNγ) -medierad barriärstörning (läckande tarmsyndrom) i ett kolonchip, inklusive metoder för att utvärdera förändringen av paracellulär permeabilitet, förändringar i cytokinsekretion och transkriptomisk profilering av cellerna i chipet.
Introduction
Människans tarm är ett komplext och multitasking-organ som kan regenerera sig själv. Det är uppdelat i tunn- och tjocktarmen. Tunntarmens primära funktion är att ytterligare smälta mat som kommer från magen, absorbera alla näringsämnen och överföra resterna till tjocktarmen, som återvinner vattnet och elektrolyterna. Tunntarmen är vidare uppdelad i flera anatomiskt distinkta regioner: tolvfingertarmen, jejunum och ileum, som var och en är anpassad för att utföra specifika funktioner. Till exempel hjälper tolvfingertarmen att bryta ner chymen (maginnehållet) för att möjliggöra korrekt absorption av näringsämnen som involverar proteiner, kolhydrater, vitaminer och mineraler i jejunum. Denna proximala del av tunntarmen är också huvudplatsen för intestinal läkemedelsabsorption och metabolism, och den kännetecknas av det högre uttrycket av läkemedelsmetaboliserande enzymer (t.ex. CYP3A4) jämfört med deras uttryck i ileum och kolon1. Förutom sin huvudsakliga roll vid smältning och absorption av näringsämnen är tarmen också en effektiv barriär mot potentiellt skadligt luminalt innehåll, såsom patogena mikroorganismer, mikrobiella metaboliter, dietantigener och toxiner 2,3. Det är anmärkningsvärt att den mänskliga kolon är bebodd av ett stort antal mikroorganismer, som långt överstiger det totala antalet celler i människokroppen, vilket ger många fördelar för näring, metabolism och immunitet. Därför är upprätthållandet av integriteten hos slemhinnebarriären som bildas av tarmepitelceller avgörande för att möjliggöra det symbiotiska förhållandet mellan tarmmikrobiotan och värdcellerna genom att fysiskt separera dem för att undvika onödig immuncellaktivering2. Dessutom spelar programmerad tarmcellsdöd en viktig roll som en självskyddande mekanism som förhindrar att infekterade celler kvarstår eller sprider sig – och därigenom sprider potentiella patogener3 – medan den kontinuerliga självförnyelsen av tarmepitelet var fjärde till sjunde dag kompenserar för cellförlusten som säkerställer barriärintegritet och vävnadshomeostas. Försämringar av beskrivna tarmfunktioner, inklusive näringsupptag, barriärintegritet eller obalans i tarmcellsdöd och självförnyelse, kan leda till utveckling av en rad gastrointestinala störningar, inklusive undernäring och inflammatorisk tarmsjukdom (IBD)2,3.
Tidigare har djurmodeller och transformerade cancer-härledda tarmcellinjer använts för att studera de fysiologiska och patofysiologiska funktionerna hos mänsklig tarmvävnad. Den allt mer framträdande oron över djurforskningens överförbarhet till människor, orsakad av förekomsten av betydande skillnader mellan de två arterna, belyste dock behovet av människorelevanta alternativa metoder4. De vanliga in vitro-tarmcellinjerna inkluderar T84-, Caco-2- och HT29-celler. Medan de efterliknar vissa aspekter av tarmbarriärfunktionen och membrantransporten, kännetecknas de av ett förändrat uttryck av läkemedelsmetaboliserande enzymer5, ytreceptorer och transportörer4. Dessutom saknar de tarmsegmentspecificitet och misslyckas med att rekapitulera komplexiteten hos tarmepitel, där varje modell endast innehåller en av de fem epitelcelltyperna som finns i tarmen6.
Nyligen introducerades humana tarmorganoidkulturer etablerade från färska biopsier i tunntarmen och tjocktarmen 7,8 eller inducerade pluripotenta stamceller (iPSC)9 som alternativa experimentella modeller med potential att komplettera, minska och kanske ersätta djurförsök i framtiden. Medan iPSCs kan erhållas på ett icke-invasivt sätt, kräver etablering av organoider från iPSCs användning av komplexa och långa protokoll (med flera experimentella steg) och genererar kulturer som liknar mänsklig fostervävnad. Däremot är biopsi-härledda organoider mycket skalbara, eftersom de kan utnyttja den inneboende förnyelsekapaciteten hos tarmvävnad och kan passeras på obestämd tid och förökas in vitro. Viktigt är att biopsi-härledda organoider upprätthåller sjukdoms- och tarmregionspecifika egenskaper hos den primära vävnaden från vilken de utvecklades och emulerar den cellulära mångfalden i tarmepitelet. Organoider kan användas som patientspecifika avatarer in vitro för att avslöja biologin och patogenesen av olika gastrointestinala störningar och förbättra deras terapeutiska hantering. Även om tarmorganoider har uppnått en imponerande grad av fysiologisk funktionalitet, misslyckas de fortfarande med att reproducera komplexiteten hos de infödda organen på grund av deras brist på kritiska stromakomponenter – inklusive blodkärl, bindväv, perifera nerver och immunceller – samt mekanisk stimulering. Mekaniska parametrar, såsom flöde, skjuvspänning, stretch och tryck, är kända för att påverka vävnadsmorfogenes och homeostas in vivo och har tidigare visat sig förbättra mognaden av celler in vitro 10,11,12,13. En ytterligare viktig nackdel med organoidsystem är lumenets otillgänglighet och därmed till epitelets apikala sida. Detta utgör en utmaning för att undersöka olika mekanismer associerade med det polariserade uttrycket av jon- och läkemedelstransportörer, värd-mikrobiominteraktioner och farmaceutisk toxicitetstestning. Slutligen lider organoidkulturer av betydande variationer i storlek, morfologi och funktion på grund av den stokastiska karaktären hos in vitro-självorganisationsprocessen och cell ödesval. För att förverkliga den fulla potentialen hos tarmorganoider i sjukdomsmodellering, läkemedelsscreening och regenerativ medicin är det därför nödvändigt att utforska nya strategier som minskar variationen i organoidutveckling, förbättrar tillgången till det luminala facket och införlivar saknade cell-cellinteraktioner.
Organ-on-a-Chip-tekniken har introducerat många tekniker för införlivande av mekaniska krafter och vätskeflöde till tarmcellkulturer in vitro. Men eftersom de flesta av de första proof-of-concept-studierna har använt cancer-härledda cellinjer som inte uppvisade tillräcklig cellulär mångfald, har relevansen av dessa system ifrågasatts. Nyligen har vi synergistiskt kombinerat tarmorganoider och organ-on-a-chip-teknik för att införliva de bästa funktionerna i varje tillvägagångssätt i ett in vitro-system 14,15,16. Det resulterande tarmchipet rekapitulerar den multicellulära arkitekturen i tarmepitelet, närvaron av epitel-endotelvävnadsgränssnitt och de mekaniska krafterna för vätskeflöde och stretch, vilket möjliggör emulering av organnivåfunktioner in vitro. Dessutom ökar användningen av primärvävnads-härledda organoider (som kan provtas från olika regioner i människans tarm) som utgångsmaterial denna modells mångsidighet, eftersom chips som representerar humant tolvfingertarmen, jejunum, ileum och kolon kan etableras efter liknande sådd- och odlingsförfaranden. Viktigt är att tarmchips möjliggör bedömning i realtid av: tarmbarriärens integritet; aktiviteten hos borstgränsen och läkemedelsmetabolismenzymer; produktion av muciner; utsöndring av cytokiner; och interaktion mellan tarmceller och patogena och kommensala mikroorganismer, vilket visats i de tidigare publicerade rapporterna. I synnerhet när tarmchips etablerades med hjälp av organoider genererade från olika individers vävnad, fångade dessa modeller den förväntade variationen mellan givare i de funktionella svaren på olika läkemedel och behandlingar. Sammantaget öppnar sammanslagning av organoider med Organ-on-a-Chip-teknik dörren till mer avancerade, personliga, in vivo-relevanta modeller som kan förbättra den fysiologiska relevansen och noggrannheten hos in vitro-fynden samt deras extrapolering till människor. Här presenteras ett detaljerat protokoll för att fastställa tarmchipet och dess tillämpning i studierna av fysiologiska funktioner hos de två tarmsegmenten: tolvfingertarmen och tjocktarmen. För det första beskrivs metoderna för att bedöma aktiviteten hos det läkemedelsmetaboliserande enzymet CYP3A4 i tolvfingertarmschipet, liksom dess induktion av prototypiska föreningar såsom rifampicin och vitamin D3. För det andra beskrivs de steg som krävs för att modellera “läckande tarm” i kolonchipet i protokollet, med störningen av epitelbarriären som utförs med hjälp av kännetecknande cytokiner som är inblandade i patogenesen av IBD. Kortfattat förökas organoider härledda från humana biopsier in vitro, utsätts för enzymatisk matsmältning och införs i chipets övre kanal. I närvaro av kontinuerlig perfusion med tillväxtfaktorberikade medier utvecklas de till ett sammanflytande epitelialt monolager med 3D-arkitektur och en lättillgänglig apikal cellyta. Botten, “vaskulärt” chipfack är utsäde med mikrovaskulära endotelceller isolerade från tunn- eller tjocktarmen. Epitelet och endotelet separeras av ett poröst töjbart membran, vilket underlättar de parakrina interaktionerna mellan de två vävnaderna och, när de utsätts för cykliska deformationer, emulerar peristaltikliknande rörelser i den mänskliga tarmen. Samodlingen upprätthålls under de dynamiska flödesförhållanden som genereras av luminal och vaskulär perfusion med lämpliga cellodlingsmedier. Slutligen beskriver vi många typer av analyser och slutpunktsanalyser som kan utföras direkt på chip eller från provtagna cellodlingsavlopp.
Protocol
Representative Results
Discussion
Kombinationen av organ-on-a-chip-teknik och tarmorganoider är lovande för noggrann modellering av människans tarmfysiologi och patofysiologi. Här tillhandahåller vi ett enkelt och robust steg-för-steg-protokoll (beskrivs i figur 1) för etablering av tarmchipet som innehåller biopsi-härledd tunntarms- eller kolonepitel och tarmmikrovaskulära endotelceller samodlade i en mikrofluidisk enhet. Denna chipbaserade simulering av människans tarm innehåller fysiologiska, luminala och vask…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi tackar professor Mark Donowitz för att ha tillhandahållit de tarmbiopsi-härledda organoiderna och Brett Clair för att ha utformat de vetenskapliga illustrationerna av chip-, bärbar- och odlingsmodulen. Resten av de vetenskapliga illustrationerna genererades med hjälp av BioRender.
Materials
| small intestine Human Intestinal Microvascular Endothelial Cells | AlphaBioRegen | ALHE15 | 0.5 cells M/ml ; cryopreserved |
| colon Human Intestinal Microvascular Endothelial Cells | AlphaBioRegen | ALHE16 | 0.5 cells M/ml ; cryopreserved |
| Biopsy-derived Human Duodenal Organoids | John Hopkin's University | – | The organoids were provided by Professor Mark Donowitz (Institutional Review Board Number: NA_00038329). |
| Biopsy-derived Human Colonic Organoids | John Hopkin's University | – | The organoids were provided by Professor Mark Donowitz (Institutional Review Board Number: NA_00038329). |
| Zoë CM-1™ Culture Module | Emulate Inc. | – | Culture module |
| Orb-HM1™ Hub Module | Emulate Inc. | – | 5% CO2, vacuum stretch, and power supply |
| Chip-S1™ Stretchable Chip | Emulate Inc. | – | Organ-Chip |
| Pod™ Portable Modules | Emulate Inc. | – | Portable module |
| UV Light Box | Emulate Inc. | – | – |
| Chip Cradle | Emulate Inc. | – | 1 per square culture dish |
| Steriflip®-HV Filters | EMD Millipore | SE1M003M00 | 0.45 μm PVDF filter |
| Square Cell Culture Dish (120 x 120 mm) | VWR | 82051-068 | – |
| Handheld vacuum aspirator | Corning | 4930 | - |
| Aspirating pipettes | Corning / Falcon | 357558 | 2 mL, polystyrene, individually wrapped |
| Aspirating tips | - | Sterile (autoclaved) | |
| Serological pipettes | - | 2 mL, 5 mL, 10 mL, and 25 mL low endotoxin, sterile | |
| Pipette | P20, P200, P1000 and standard multichannel | ||
| Pipette tips | P20, P200, and P1000. | ||
| Conical tubes (Protein LoBind® Tubes) | Eppendorf | 0030122216; 0030122240 | 15 mL, 50 mL tubes |
| Eppendorf Tubes® lo-bind | Eppendorf | 022431081 | 1.5 mL tubes |
| 96 wells black walled plate | – | – | for epithelial permeability analysis |
| Microscope (with camera) | – | – | For bright-field imaging |
| Water bath (or beads) | – | – | Set to 37°C |
| Vacuum set-up | - | – | Minimum pressure: -70 kPa |
| Cell scrapers | Biotium | 220033 | |
| T75 flasks | BD Falcon | 353136 | Cell culture flask |
| Emulate Reagent-1 (ER-1) | Emulate Inc. | – | Chip coating solution |
| Emulate Reagent-2 (ER-2) | Emulate Inc. | – | Chip coating solution |
| Dulbecco’s PBS (DPBS) | Corning | 21-031-CV | 1X |
| Cell Culture Grade Water | Corning | MT25055CV | |
| Trypan blue | Sigma | 93595 | For cell counting |
| TryplE Express | ThermoFisher Scientific | 12604013 | Organoids dissociation and endothelium cells detachment solution |
| Advanced DMEM/F12 | ThermoFisher Scientific | 12634028 | Medium |
| IntestiCult™ Organoid Growth Medium (Human) | Stem Cell technologies | 06010 | Organoid Growth Medium |
| Endothelial Cell Growth Medium MV 2 | Promocell | C-22121 | Endothelial medium |
| Fetal bovine serum (FBS) | Sigma | F4135 | Serum |
| Primocin™ | InvivoGen | ANT-PM-1 | antimicrobial agent |
| Attachment Factor™ | Cell Systems | 4Z0-210 | coating solution for flask |
| Matrigel – Growth Factor Reduced | Corning | 356231 | Solubilized basement membrane matrix |
| Collagen IV | Sigma | C5533 | ECM component |
| Fibronectin | Corning | 356008 | ECM component |
| Y-27632 | Stem Cell technologies | 72304 | organoid media supplement |
| CHIR99021 | Reprocell | 04-0004-10 | organoid media supplement |
| Cell Recovery Solution | Corning | 354253 | Basement mebrane matrix dissociationsolution |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma | A9576 | 30%, Sterile |
| Cell Culture Grade Water | Corning | MT25055CV | Sterile, Water |
| DMSO | Sigma | D2650 | solvent |
| 3KDa Dextran Cascade Blue | Invitrogen | D7132 | 10 mg powder |
| Rifampicin (RIF) | Sigma | Cat# R3501 | CYP inducer |
| Testosterone hydrate | Sigma | T1500 | CYP substrate |
| 1,25-dihyroxy Vitamin D3 (VD3) | Sigma | Cat# D1530 | CYP inducer |
| Acetonitrile with 0.1% (v/v) Formic acid | Sigma | 159002 | LCMS stop solution |
| IFNγ | Peprotech | 300-02 | |
| 4% Paraformaldehyde (PFA) | EMS | 157-4 | Fixative |
| Triton-X 100 | Sigma | T8787 | |
| Normal Donkey Serum (NDS) | Sigma | 566460 | |
| anti-Occludin | ThermoFisher Scientific | 33-1500 | tight junctions marker |
| anti-Claudin 4 | ThermoFisher Scientific | 36-4800 | tight junctions marker |
| anti-E-cadherin | Abcam | ab1416 | epithelial adherens junctions marker |
| anti-VE-cadherin | Abcam | ab33168 | endothelial adherent junctions marker |
| anti- Zonula Occludens 1 (ZO-1) | Thermo Fischer | 339194 | tight junctions marker |
| DAPI | ThermoFisher Scientific | 62248 | nuclear stain |
| 2-mercaptoethanol | Sigma | M6250 | |
| PureLink RNA Mini Kit | Invitrogen | 12183020 | RNA lysis, isolation and purification kit |
| SuperScript™ IV VILO™ Master Mix | Invitrogen | 11756050 | reverse transcriptase kit |
| TaqMan™ Fast Advanced Master Mix | Applied Biosystems | 4444557 | qPCR reagent |
| QuantStudio™ 5 Real-Time PCR System | Applied Biosystems | A28573 | Real-time PCR cycler |
| 18S primer | ThermoFisher Scientific | Hs99999901_s1 | Eukaryotic 18S rRNA |
| CYP3A4 primer | ThermoFisher Scientific | Hs00604506_m1 | Cytochrome family 3 subfamily A member 4 |
| Pierce™ Coomassie Plus (Bradford) Assay Kit | ThermoFisher Scientific | 23236 | Protein quantification kit |
| MSD Tris lysis buffer | Meso Scale Diagnostics | R60TX-3 | Protein lysis buffer |
| Cleaved/Total Caspase-3 Whole Cell Lysate Kit | Meso Scale Diagnostics | K15140D | Caspase 3 detection kit |
| V-PLEX Vascular Injury Panel 2 Human Kit | Meso Scale Diagnostics | K15198D | |
| V-PLEX Human Proinflammatory Panel II (4-Plex) | Meso Scale Diagnostics | K15053D | |
| Zeiss LSM 880 | Zeiss | – | Confocal microscope |
| Zeiss LD plan-Neofluar 20x/0.40 Korr M27 | Zeiss | – | 20X long-distance objective lenses |
| Zeiss AXIOvert.A1 | Zeiss | – | Brightfield microscope |
| Zeiss LD A-Plan 10X/0.25 Ph1 | Zeiss | – | 10X objective lenses |
Riferimenti
- Fritz, A., et al. Expression of clinically relevant drug-metabolizing enzymes along the human intestine and their correlation to drug transporters and nuclear receptors: An intra-subject analysis. Basic and Clinical Pharmacology and Toxicology. 124 (3), 245-255 (2019).
- Okumura, R., Takeda, K. Maintenance of intestinal homeostasis by mucosal barriers. Inflammation and Regeneration. 38 (1), 1-8 (2018).
- Delgado, M. E., Grabinger, T., Brunner, T. Cell death at the intestinal epithelial front line. FEBS Journal. 283 (14), 2701-2719 (2016).
- Mestas, J., Hughes, C. C. W. Of mice and not men: Differences between mouse and human immunology. The Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).
- Sun, H., Chow, E. C. Y., Liu, S., Du, Y., Pang, K. S. The Caco-2 cell monolayer: Usefulness and limitations. Expert Opinion on Drug Metabolism and Toxicology. 4 (4), 395-411 (2008).
- Yu, H., et al. The contributions of human mini-intestines to the study of intestinal physiology and pathophysiology. Annual Review of Physiology. 79, 291-312 (2017).
- Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
- Sato, T., et al. Long-term expansion of epithelial organoids from human colon, adenoma, adenocarcinoma, and Barrett’s epithelium. Gastroenterology. 141 (5), 1762-1772 (2011).
- Spence, J. R., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells into intestinal tissue in vitro. Nature. 470 (7332), 105-110 (2011).
- Durel, J. F., Nerurkar, N. L. Mechanobiology of vertebrate gut morphogenesis. Current Opinion in Genetics and Development. 63, 45-52 (2020).
- Gayer, C. P., Basson, M. D. The effects of mechanical forces on intestinal physiology and pathology. Cellular Signalling. 21 (8), 1237-1244 (2009).
- Xu, Y., et al. Mechanical stimulation activates Piezo1 to promote mucin2 expression in goblet cells. Journal of Gastroenterology and Hepatology (Australia). 36 (11), 3127-3139 (2021).
- Navabi, N., McGuckin, M. A., Lindén, S. K. Gastrointestinal cell lines form polarized epithelia with an adherent mucus layer when cultured in semi-wet interfaces with mechanical stimulation. PLoS One. 8 (7), 68761 (2013).
- Kasendra, M., et al. Development of a primary human Small Intestine-on-a-Chip using biopsy-derived organoids. Scientific Reports. 8 (1), 1-14 (2018).
- Kasendra, M., et al. Duodenum intestine-chip for preclinical drug assessment in a human relevant model. eLife. 9, 50135 (2020).
- Apostolou, A., et al. A novel microphysiological colon platform to decipher mechanisms driving human intestinal permeability. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 12 (5), 1719-1741 (2021).
- Jalili-Firoozinezhad, S., et al. Author correction: A complex human gut microbiome cultured in an anaerobic intestine-on-a-chip. Nature Biomedical Engineering. 3 (7), 583 (2019).
- Yin, J., et al. Fluid shear stress enhances differentiation of jejunal human enteroids in Intestine-Chip. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 320 (3), 258-271 (2021).
- Sontheimer-Phelps, A., et al. Human colon-on-a-chip enables continuous in vitro analysis of colon mucus layer accumulation and physiology. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 9 (3), 507-526 (2020).
- Tovaglieri, A., et al. Species-specific enhancement of enterohemorrhagic E. coli pathogenesis mediated by microbiome metabolites. Microbiome. 7 (1), 43 (2019).
- Huh, D., et al. Microfabrication of human organs-on-chips. Nature Protocols. 8 (11), 2135-2157 (2013).
- Fujii, M., Matano, M., Nanki, K., Sato, T. Efficient genetic engineering of human intestinal organoids using electroporation. Nature Protocols. 10 (10), 1474-1485 (2015).
- Kim, H. J., Huh, D., Hamilton, G., Ingber, D. E. Human gut-on-a-chip inhabited by microbial flora that experiences intestinal peristalsis-like motions and flow. Lab on a Chip. 12 (12), 2165-2174 (2012).
- Sarna, S. K. Colonic motility: From bench side to bedside. Morgan & Claypool Life Sciences. , (2010).
- Basson, M. D. Paradigms for mechanical signal transduction in the intestinal epithelium – category: Molecular, cell, and developmental biology. Digestion. 68 (4), 217-225 (2003).
- Wang, F., et al. Interferon-gamma and tumor necrosis factor-alpha synergize to induce intestinal epithelial barrier dysfunction by up-regulating myosin light chain kinase expression. The American Journal of Pathology. 166 (2), 409-419 (2005).
- Nava, P., et al. Interferon-γ regulates intestinal epithelial homeostasis through converging β-Catenin signaling pathways. Immunity. 32 (3), 392-402 (2010).
- Madara, J. L., Stafford, J. Interferon-γ directly affects barrier function of cultured intestinal epithelial monolayers. Journal of Clinical Investigation. 83 (2), 724-727 (1989).
- Bruewer, M., et al. Proinflammatory cytokines disrupt epithelial barrier function by apoptosis-independent mechanisms. The Journal of Immunology. 171 (11), 6164-6172 (2003).
- Jones, S. C., et al. Adhesion molecules in inflammatory bowel disease. Gut. 36 (5), 724-730 (1995).
- Uhlar, C. M., Whitehead, A. S. Serum amyloid A, the major vertebrate acute-phase reactant. European Journal of Biochemistry. 265 (2), 501-523 (1999).
- Pérez-González, C., Ceada, G., Matejčić, M., Trepat, X. Digesting the mechanobiology of the intestinal epithelium. Current Opinion in Genetics & Development. 72, 82-90 (2022).
- In, J., et al. Enterohemorrhagic escherichia coli reduces mucus and intermicrovillar bridges in human stem cell-derived colonoids. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 2 (1), 48-62 (2016).
- Grassart, A., et al. Bioengineered human organ-on-chip reveals intestinal microenvironment and mechanical forces impacting shigella infection. Cell Host and Microbe. 26 (3), 435-444 (2019).
- Kerns, S. J., et al. Human immunocompetent organ-on-chip platforms allow safety profiling of tumor-targeted t-cell bispecific antibodies. eLife. 10, 67106 (2021).
- Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic organs-on-chips. Nature Biotechnology. 32 (8), 760-772 (2014).
- Ingber, D. E. Reverse engineering human pathophysiology with organs-on-chips. Cell. 164 (6), 1105-1109 (2016).
