Summary
>7 日龄小鼠的心胸外科模型需要插管，但这对青春期前（8-14 天大）小鼠幼崽具有挑战性，并且关于插管麻醉方案的信息很少。在这里，我们提出了氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品在 10 天大的 C57BL/6J 小鼠幼崽中的剂量方案，允许气管插管，同时最大限度地减少动物死亡率。
Abstract
小鼠手术模型在临床前研究中起着重要作用。可以从0-14日龄小鼠的心胸外科模型中获得心脏损伤后心肌再生的机制见解，其心肌细胞与成人不同，保留增殖能力。7天大的小鼠幼崽通过体温过低有效地固定，心胸外科手术不需要插管。然而，青春期前（8-14 天大）小鼠幼崽确实需要插管，但这具有挑战性，并且几乎没有关于麻醉以促进插管的信息。在这里，我们提出了氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品在 10 天大的 C57BL/6J 小鼠幼崽中的剂量方案，允许气管插管，同时最大限度地减少动物死亡率。氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品剂量方案对体重的经验滴定表明，不同体重的小鼠幼崽对麻醉的反应是非线性的，其中20/4/0.12mg/kg、30/4/0.12mg/kg和50/6/0.18mg/kg的剂量促进了体重在3.15-4.49g（n = 22）、4.50-5.49g（n = 20）和5.50-8.10g（n = 20）之间的幼崽插管， 分别。体重较轻的幼崽比较重的幼崽需要更多的插管尝试（p < 0.001）。插管后生存率与体重相关（低体重、中体重和高体重组分别为 59%、70% 和 80%，R2 = 0.995）。对于插管后的心肌梗死手术，用4.5%异氟烷在100%氧气中诱导麻醉手术平面，并在100%氧气中用2%异氟醚维持。三个体重组的术后生存率相似，分别为92%、86%和88%（p=0.91）。再加上插管和手术动物处理实践的改进，以及手术后母亲的自相残杀，整个手术（插管加手术）的总生存期与体重相关（低、中、高体重组分别为 55%、60% 和 70%，R2 = 0.978）。鉴于 10 日龄幼犬插管遇到的困难以及相关的高死亡率，我们建议 10 日龄幼犬的心胸外科手术仅限于体重至少为 5.5 g 的幼犬。
Introduction
小鼠模型是临床前心胸研究中的宝贵工具，特别是因为可以轻松生成基因工程小鼠系，并且易于通过手术操作小鼠以提供病理疾病模型，例如，研究心脏损伤后的心肌再生1.在这方面，有趣的是，与心肌细胞已退出细胞周期的成年小鼠不同，0-2天大的新生小鼠心脏在心尖切除或诱导心肌梗死后以最小的疤痕修复2，3，4。相比之下，7 天大的新生儿心脏再生不完全，瘢痕形成发生率更高2，3。由于左心室顶端的心肌细胞在出生后长达2周内保持增殖能力，因此0-14日龄小鼠心脏损伤后再生的机制研究可能有助于确定受损成人心脏再生的治疗靶点5。
心脏损伤小鼠模型的开发涉及麻醉下的手术操作。这需要打开胸部以进入心脏，这通常需要插管和机械通气。小鼠品系、体重和年龄影响对麻醉剂的敏感性6.成年小鼠可以用多种药物麻醉，一种常见的插管方案是氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品，浓度为100/13/0.5mg/kg6，7。新生小鼠（0-7日龄）缺乏集中性疼痛反射，可以有效地固定在冰上，无需插管即可进行手术6，8，9。青春期前（8-14天大）小鼠幼崽不能用低温麻醉9，10;他们需要插管进行心胸外科手术。以前没有关于14天以下青春期前小鼠心胸外科手术的研究。根据我们的经验，14日龄以下异氟烷麻醉的青春期前小鼠的插管是困难的。为7天以上的小鼠报告的推荐注射麻醉方案为50-150mg / kg氯胺酮和5-10mg / kg甲苯噻嗪10。青春期前的小鼠仍在神经发育，它们对药物和药物代谢的反应与成年动物有很大不同6。这增加了液体、电解质和酸碱失衡的风险，以及低血糖和体温过低的风险，这不仅是因为它们的高代谢率会迅速耗尽它们有限的能量储存，而且还因为它们的体温调节不成熟6，11，12。因此，关于既能促进插管又能最大限度地提高青春期前小鼠存活率的麻醉方案的信息很少。
在这里，我们经验滴定了10天大的C57BL / 6J小鼠幼崽中氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品的剂量方案，重量范围为3-8g，以达到足够的麻醉平面，允许气管插管进行后续心胸手术，同时最大限度地减少动物死亡率。我们还改进了动物处理方法，以降低插管、手术和手术后母体同类相食的死亡率。
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Protocol
所描述的所有动物实验均由Garvan/St Vincent医院动物伦理委员会根据《澳大利亚科学用途动物护理和使用实践守则》和ARRIVE指南批准，所有实验均由经验丰富的小动物外科医生（JW）在儿科麻醉师（JJS）的指导下进行。
1. 仪器的准备
- 在手术当天，设置专门设备对10日龄幼崽进行插管（图1A，B）。这包括一个加热灯、插管平台、光纤灯、小镊子、一个由一段直径为 0.02 毫米的铜线制成的喉镜（长度为 60 毫米，线的末端以 175° 角塑造成直径为 3 毫米的圆; 图1B）和一个24号塑料静脉（IV）插管，用作气管插管。
- 确保套管由连接到 21 mm 塑料母鲁尔锁适配器的 19 mm 长塑料管 （0.7 mm OD） 组成（图 1B）。通过鲁尔锁适配器 插入 一根铜线来加固套管的管子。对于潮气体积为 ~8 μL/g 的小鼠，使用总体积为 130 μL 的套管13，14。
2.10日龄小鼠的麻醉
- 在手术当天，从10天大的C57BL / 6J幼崽的笼子中取出大坝，并将笼子放在加热垫（37°C）上。
- 使用0.5mL胰岛素注射器和29G针头与氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品腹膜内注射10μL麻醉幼崽，比例详见 表1 ，用于不同体重分组。
- 注射后立即将幼犬放入已用100%氧气预氧合的加热（37°C）有机玻璃室中。
3.10日龄小鼠插管
- 氧合3-4分钟后，将幼崽转移到基本上与成年小鼠相同的插管平台上进行插管。将小狗置于仰卧位（图 1C）或以 45° 角悬挂15 执行此操作。用加热灯保持温度。
- 插管前，通过爪捏反射评估麻醉深度。为了获得最佳插管效果，爪子捏反射必须仍然存在，但与有意识的动物相比明显减少。
- 将麻醉的小狗仰卧固定在插管平台上（图1C）后，用小镊子握住舌头，并使用由一块铜线制成的喉镜（图1B）暴露声门和声带。通过使用柔性光纤光的透射照明来帮助声带可视化（图 1D）。
- 使用加固的套管，倾斜套管，使鲁尔锁端略低于尖端（~10°），一旦声带分离，插入套管并向前推进，直到鲁尔锁适配器刚好在嘴外。插管后立即取下导线。
注意：除非套管推进得太远，并且从隆突感觉到阻力，否则预计这个年龄的小鼠在插管期间不会产生阻力。- 通过动物自主呼吸的能力评估插管后的麻醉深度。通过短暂阻塞插管导管来确认自主呼吸幼崽气管插管成功，以检查这是否阻止了胸部运动。
- 立即将插管幼崽转移到加热垫 （37 °C） 上，并将气管插管连接到呼吸机，呼吸机以 1 L/min 的流速提供 100% 氧气，分别为 30 μL/冲程、40 μL /冲程或 50 μL/冲程，分别为 3.15-4.59 g、4.50-5.49 g 或 5.50-8.10 g 幼崽和 150 次/分钟。
- 在 <15 秒内快速执行这些程序，以尽量减少重新呼吸。
4.10日龄小鼠心肌梗死手术
- 为了诱导手术麻醉的手术平面，将流入呼吸机的气体从100%氧气切换到4.5%异氟醚氧气（异氟烷浓度由蒸发器测定）4-5分钟。
- 改用异氟醚后，通过检查胸壁运动频率是否等于呼吸机的频率来再次确认气管插管。自主呼吸丧失后没有尾巴或爪子捏反射表明已达到麻醉的手术平面（4-5 分钟后）。
- 用2%异氟醚在氧气中维持麻醉。
- 如16中所述，在手术显微镜（10倍和16倍物镜）下进行心肌梗死手术。
- 以圆周运动对皮肤进行数次消毒，交替使用碘基或氯己定基磨砂膏和 70% 酒精。使用细剪刀，在胸部左侧壁的第三和第四肋骨（第四肋间隙）之间做一个水平的皮肤切口。使用细镊子，通过钝性解剖肋间隙打开胸部，并使用牵开器保持空间开放。
- 通过用 9-0 聚丙烯单丝缝合线结扎左心耳远端的左冠状动脉来诱发心肌梗死。在~10分钟的梗死手术后，用7-0脲炔关闭皮肤，并用βdine消毒切口。用70%乙醇或盐水清洁血液幼崽。
注意：青春期前幼崽的左冠状动脉结扎基本上是无血的，就像成人结扎一样。 - 用0.5 mL胰岛素注射器和29 G针头一个接一个地给药：阿替美唑（1-5mg / kg，10μL，腹膜内），以从镇静，镇痛（丁丙诺啡，0.075mg / kg，10μL，皮下）和生理盐水（50μL，腹膜内）中快速恢复。
- 通过停用异氟醚让动物恢复。确保此后几分钟内恢复自主呼吸。
- 将幼犬送回加热的预充氧室，并在恢复期间持续监测，直到恢复矫正反射，此时拔管幼犬。
- 用家用笼子床上用品轻轻擦拭幼犬，保持幼犬温暖，检查呼吸是否规律，以及幼犬是否能够自发运动。这将减少大坝手术后的同类相食。
- 当所有幼崽从麻醉中完全恢复时，将大坝放回笼子里。
注意：一只幼犬的准备、麻醉、插管、手术和恢复所需的总时间可能在 40-60 分钟之间。 - 家坝和幼崽在笼子里过夜，一半打开/一半离开37°C的加热垫。
5.梗死大小的术后评估
- 在手术后第3 天， 通过将幼崽置于以 4.5 mL/min 流速预平衡的有机玻璃室中以 1 mL/min 的流速麻醉幼崽。
- 一旦达到麻醉的手术平面（4-5分钟后），通过爪子捏反射进行评估，将幼犬从腔室中取出，并通过胶带将尾巴固定在加热垫上仰卧位。
- 将线放在门牙上并用胶带固定到位以保持头部伸展，并将头部放入连接到呼吸机的鼻锥中，以 200 μL/冲程、150 次/分钟的速度提供 4.5% 异氟醚的氧气溶液。用2%异氟醚在氧气中维持手术平面麻醉。
- 用70%乙醇消毒皮肤。使用细剪刀，沿气管在右颈总动脉的皮肤上切开 1 cm 的切口，并使用单腔聚乙烯管（OD 0.61 mm，ID 0.28 mm）插管暴露的血管，施用 0.2 mL 肝素化盐水 （200 U） 1 分钟以防止血液凝固。
- 将异氟醚在氧气中增加至4.5%1分钟，然后在2秒内快速施用0.2mL的3.3M KCl以阻塞舒张期的心脏。
- 通过相同的切口 解剖 右颈静脉并横断。用 0.2 mL 磷酸盐缓冲盐水 （PBS） 灌注心脏，然后用 0.1 mL 0.2% 阿尔新蓝灌注，以染色非梗死的远端心肌。检查灌注是否成功，通过颈静脉 冲洗 血液、PBS 和阿尔新蓝。
- 打开胸部，通过解剖周围的结缔组织和血管来切除心脏以释放心脏。用PBS冲洗心脏，如果需要，可以去除心房，并使用安装在手术显微镜上的相机使用10倍物镜拍摄心脏。
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Representative Results
10日龄小鼠的麻醉。 10天大的幼崽可以在4-5分钟内用4.5%异氟醚麻醉;然而，他们在准备插管的过程中从麻醉中恢复过来。由于它们的体积小，在标准鼻锥提供的异氟醚麻醉下插管是不可行的。我们之前曾使用氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品麻醉方案分别为100/13/0.5mg/kg，用于15日龄和21日龄幼犬和成人4，7的心胸外科手术。在包括氧气补充在内的初步实验中，发现推荐的注射方案50-150毫克/千克氯胺酮和5-10毫克/千克甲苯噻嗪10导致10 日龄幼崽的死亡率不可接受的。鉴于10日龄幼崽体重与窝产仔数呈负相关（R2 = 0.250，p < 0.0001; 图2），我们根据体重分组滴定麻醉方案。将氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品剂量分别减少至50/6/0.18mg/kg，导致足够的麻醉深度，允许对体重5.5-8.10g的自主呼吸幼崽进行气管插管（表1），但较轻的幼崽不能耐受该剂量。将氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品剂量分别减少到30/4/0.12毫克/千克，使体重为4.50-5.49克的幼崽能够插管，同时将氯胺酮剂量进一步减少到20毫克/千克，使体重为3.15-4.49克的幼崽能够插管（表1）。 表1 显示了进行手术的插管幼崽的数量和百分比;然而，很难从这些数据中提取与麻醉相关的死亡率，与过多插管尝试相关的死亡率。为了减少动物浪费，我们没有具体量化麻醉相关的死亡率。
10日龄小鼠的插管。 当仅尝试一两次后即可获得插管时，结局最佳。体重较轻的幼崽比较重的幼崽更难插管，并且需要更多的尝试（p < 0.001; 表 1）。低体重、中体重和高体重组的插管后生存率与体重相关，存活率分别为 59%、70% 和 80%（R2 = 0.995，p = 0.04; 表 1）。
10日龄小鼠的心肌梗塞手术。 幼崽在手术后监测2天。手术后没有疼痛的迹象。在48 h未存活到随访的幼崽中（表1），低体重组有1只在手术后6 h死亡，中高体重组各有1只幼崽在放回母体之前死亡，中高体重组各有1只幼崽在手术后16 h内被母猪蚕食， 第二天早上身体部位很小或什么都没有留下。不同体重组心肌梗死术后2 d生存率一致，为86%-92%（p = 0.91; 表 1）。手术后2天通过心脏的Alcian蓝色灌注评估梗死心肌，通过结扎远端的缺血性（未染色）组织与缺血性（未染色）组织的明确划分而明显（图1E）。
整个手术（插管加手术）的总生存率与低、中、高体重组的幼犬体重分别为55%、60%和70%相关（R2 = 0.978， 表1），尽管这种相关性没有达到统计学意义（p = 0.09）。
图 1：10 天大的 C57BL/6J 小鼠幼崽的气 管插管。 （A） 插管设置显示大型加热灯 （WL）、插管平台 （IP） 和柔性光纤照明 （FL），用于在插管时帮助声带可视化。（B） 镊子、喉镜、用作气管插管的 24 号套管，以及通过鲁尔锁适配器 插入 气管插管以在插管期间使套管变硬的铜线（比例尺 = 1 cm）。（C）通过将尾巴和前肢粘在插管平台上（12厘米（长）x 8.5厘米（宽）x 7.5厘米（高））来固定麻醉的幼崽仰卧位。放置在门牙上的线用于伸展头部并贴上胶带。（D）将光纤灯放置在颈部以透射声带下方的气管。用小镊子握住舌头，然后通过用喉镜暴露声门来观察声带的运动。气管插管插入气管，同时声带打开。（E）在用相机安装的手术显微镜（10倍物镜）下拍摄的左冠状动脉结扎后48小时（黑色缝合线，黑色箭头）的代表性小鼠幼崽心脏的照片注入了阿尔新蓝（心脏底部，顶点在底部，心房去除）。非梗死性心肌呈蓝色，心尖梗死心肌未染色且苍白;比例尺 = 100 μm。这个数字是从17修改的。 请点击此处查看此图的大图。
图 2：10 天大的 C57BL/6 幼崽的体重与窝产仔数呈负相关。 幼崽来自4-10大小不等的窝。平均C57BL/6窝为7个18。通过简单的线性回归分析数据，p<0.05被认为是显著的。这个数字是从17修改的。 请点击此处查看此图的大图。
| 麻醉方案：氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品（毫克/千克）;以 10 mL/g 体重给药，IP | 体重，g | 研究的幼崽数量 | 插管尝试（A，1-2;B，3-4或C，>4）和插管幼崽的数量，n（%） | 插管幼崽进行手术，n （%） | 术后两天生存率，n （%） | 插管加手术后的总生存期，n （%） | ||
| 一个 | B | C | ||||||
| 20/4/0.12 | 3.15 - 4.49 | 22 | 8 (36) | 9 (41) | 5 (23) | 13 (59) | 12 (92) | 12 (55) |
| 30/4/0.12 | 4.50 - 5.49 | 20 | 13 (65) | 5 (25) | 2 (10) | 14 (70) | 12 (86) | 12 (60) |
| 50/6/0.18 | 5.50 - 7.30 | 20 | 13 (65) | 3 (15) | 4 (20) | 16 (80) | 14 (88) | 14 (70) |
| p（卡方检验） | 编号<0.001 | p=0.91 | ||||||
| R2 （相关系数， | 0.995, | 0.978, | ||||||
| p 值） | p=0.04 | p=0.09 | ||||||
表1：10日龄小鼠幼崽的麻醉方案、插管次数和术后生存率。 采用卡方检验分析数据，p<0.05为显著性。
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Discussion
目前，没有充分记录的麻醉和插管10日龄小鼠用于心胸外科手术的方法。为此，我们根据体重滴定氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品剂量方案，其中20/4/0.12mg/kg、30/4/0.12mg/kg和50/6/0.18mg/kg的剂量分别有助于低体重（3.15-4.49g）、中重（4.50-5.49g）和高（5.50-8.10g）的幼崽插管。插管后生存率与体重相关（低、中、高体重组分别为 59%、70% 和 80%）。鉴于 10 日龄幼犬插管遇到的困难以及相关的高死亡率，我们建议 10 日龄幼犬的心胸外科手术仅限于体重至少 5.50 g 的动物。这种插管技术的局限性在于它取决于操作员的技能和经验，以及他们的学习速度。然而，预计在成人插管方面有经验的操作人员在对 10 窝 7 到 8 只幼崽进行练习后，可以熟练掌握青春期前插管。另一个限制是插管和心肌梗死手术后的总幼崽存活率从55%（最低体重组）到70%（最高体重组）不等。然而，这与 1 天大的幼崽报告的 60%-70% 的生存率相似，当在冰上固定后发生心肌梗死时，不需要插管8.
我们发现不同体重的10天大的小鼠幼崽对氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品麻醉方案有非线性反应。这可能反映了一些重要领域的发展差异。基础代谢率异速生长到质量的四分之三次方，从单细胞到哺乳动物19。这将影响研究中动物的药物处置，其体重变化了两倍半。药物代谢或解毒机制的成熟度是另一个在出生后立即迅速变化的因素，影响游离药物可用性的机制也是如此，例如蛋白质结合20。药代动力学差异可能不是非线性药物效应关系的唯一解释，因为对镇静剂的药效学反应也可能存在差异6。腹膜内注射麻醉剂后和插管前使用氧合可能提高了手术的安全性，正如最近在成人中注意到的那样21.进一步调整剂量，特别是对于最低体重组，可能会提高生存率。
麻醉深度对于成功插管至关重要。如果麻醉平面太轻，插管很困难，如果太深，幼崽会在插管期间或插管后用氧气通气时停止自主呼吸。处理幼崽有时也会导致屏气，尤其是在插管期间。如果在插管期间呼吸停止，刺激足部或尾巴，或将幼崽送回温暖的充满氧气的腔室，对于恢复正常呼吸至关重要。当幼犬恢复正常呼吸时，再次尝试插管。如果插管后呼吸停止，则用氧气给动物通气长达10分钟。如果在此期间恢复自主呼吸，动物继续进行手术。然而，我们发现，如果在这段时间内没有恢复自主呼吸，幼崽不会从麻醉中恢复过来，或者如果接受手术，在恢复期间死亡。
鉴于 10 天大的幼崽的高代谢率，最好通过将母猪与其幼崽分开尽可能短的时间来限制能量储存的消耗，从而将外科手术的次数限制在每窝每天四到五只幼崽，最长时间为 5-6 小时。为了减少接受过手术的幼崽的母性同类相食，任何未接受手术的同窝仔都被移走给养母或在大坝返回笼子之前被扑杀。我们降低手术后母体同类相食死亡率的处理方法与新生儿报告的处理方法相似9。
总之，我们的可行性研究表明，需要一种可注射的氯胺酮/甲苯噻嗪/阿托品麻醉方案，其使用方案远低于用于老年小鼠的方案，以尽量减少10日龄小鼠幼崽插管的死亡率，用于随后的心胸外科手术，以及降低插管，手术和手术后母体同类相食死亡率的特定处理方法。
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Disclosures
作者没有利益冲突需要披露。
Acknowledgments
这项工作得到了NHMRC计划资助[ID 1074386]，Leducq跨大西洋心血管研究卓越网络资助[RMG]和RT Hall Trust[RMG和SEI]的资助。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Atipamezole (Antisedan) | Provet (NSW) Pty Ltd | ATIP I | |
| Atropine 600 mcg/mL | Clifford Hallam Healthcare Pty Ptd | 1957699 PFIZER-0143386 | |
| Betadine | Livingstone International | BU0520 | |
| Buprenorphine (Temgesic) | Provet (NSW) Pty Ltd | TEMG I | |
| Fiber-optic light | Leica | 3011350 | CLS 150X |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC | Version 9.1.2 | |
| Intubation platform | - | - | Any sturdy box (e.g. plastic tip box) with approximate dimensions 12 (L) x 8.5 x (W) x 7.5 cm (H) |
| Isoflurane | Provet (NSW) Pty Ltd | ISOF 07 | |
| Ketamine 100 mg/mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | |
| Plastic intravenous cannula 24-gauge Polywin Safety | BD Insyte | CE0086 | 19 mm length of plastic tubing (0.7 mm outer diameter) attached to a 21mm plastic female luer lock adaptor; total volume of annula 130 μL |
| Single lumen polyethylene tube | Critchley Electrical Products Pty Ltd Auburn NSW | Outer diameter 0.61 mm, inner diameter 0.28 mm | |
| Small forceps | F.S.T. | NO 11051-10 | |
| Surgical microscope (camera optional) | Leica | M651 (Leica IC80 HD camera) | 10x and 16x objective |
| Suture 7-0 prolene | Ethicon | 8708H | |
| Suture 9-0 polypropylene monofilament | Ethicon | 2813 | |
| V-1 Tabletop with Active Scavenging isoflurane anesthesia systm | VetEquip | 901820 | |
| Vented 2-Liter plexiglass induction chamber | VetQuip Pty Ltd | 942102 | 25 cm (L) x 13 cm (W) x 11 cm (H) |
| Warming lamp | Brilant Lighting | 99223 | |
| Xylazine | Provet (NSW) Pty Ltd | XYLA Z 2 |
References
- Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Naqvi, N., et al. A proliferative burst during preadolescence establishes the final cardiomyocyte number. Cell. 157 (4), 795-807 (2014).
- Bogush, N., et al. DUSP5 expression in left ventricular cardiomyocytes of young hearts regulates thyroid hormone (T3)-induced proliferative ERK1/2 signaling. Scientific Reports. 10 (1), 21918 (2020).
- Flecknell, P. Laboratory Animal Anaesthesia. Third edition. , Elsevier Inc. (2009).
- Iismaa, S. E., et al. Cardiac hypertrophy limits infarct expansion after myocardial infarction in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6114 (2018).
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- Boston University Institutional Animal Care and Use Committee. Anesthesia and Analgesia: Neonatal Mice and Rats. , Available from: https://www.bu.edu/researchsupport/compliance/animal-care/working-with-animals/anesthesia/anesthesia-and-analgesia-neonatal-mice-and-rats-iacuc/ (2019).
- University of Texas at Austin Animal Resources Center. Mouse-Specific Anesthesia Guidance. , Available from: https://research.utexas.edu/qpcontent/uploads/sites/7/2020/02/Mouse_Anesthesia_guidance_ARC_112519.pdf (2019).
- Paddleford, R. Manual of Small Animal Anaesthesia. Second edition. , Masson. (2000).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 53 (1), 55-69 (2012).
- Daubenspeck, J. A., Li, A., Nattie, E. E. Acoustic plethysmography measures breathing in unrestrained neonatal mice. Journal of Applied Physiology. 104 (1), 262-268 (2008).
- Lim, R., et al. Measuring respiratory function in mice using unrestrained whole-body plethysmography. Journal of Visulaized Experiments. (90), e51755 (2014).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Du, X. -J., Gao, X., Ramsey, D. Surgical methods of inducing transverse aortic stenosis and myocardial infarction in the mouse. Asia Pacific Heart Journal. 7 (3), 187-192 (1998).
- Wu, J., et al. Anesthesia and intubation of 10-Day old C57BL/6J mouse pups for cardiothoracic surgery. Research Square. , (2021).
- Silver, L. M. Mouse Genetics: Concepts and Applications. Mouse Genome Informatics, The Jackson Laboratory. , (2008).
- West, G. B., Woodruff, W. H., Brown, J. H. Allometric scaling of metabolic rate from molecules and mitochondria to cells and mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, Suppl 1 2473-2478 (2002).
- Moscovitz, J. E., Aleksunes, L. M. Establishment of metabolism and transport pathways in the rodent and human fetal liver. International Journal of Molecular Science. 14 (12), 23801-23827 (2013).
- Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 60 (3), 289-297 (2021).
