Summary
Denne protokollen beskriver isolering av pulmonale interstitielle makrofager (IM) og deres adoptivoverføring etter IL-33-stimulering av lungealveolene i en musemodell, noe som kan lette in vivo-studien av idiopatisk lungefibrose (IPF).
Abstract
Den inflammatoriske responsen forårsaket av tidlig lungeskade er en av de viktigste årsakene til utviklingen av idiopatisk lungefibrose (IPF), som ledsages av aktivering av inflammatoriske celler som makrofager og nøytrofiler, samt frigjøring av inflammatoriske faktorer, inkludert TNF-α, IL-1β og IL-6. Tidlig inflammasjon forårsaket av aktiverte pulmonale interstitielle makrofager (IM) som respons på IL-33-stimulering er kjent for å spille en viktig rolle i den patologiske prosessen med IPF. Denne protokollen beskriver adoptivoverføring av IM stimulert av IL-33 til lungene hos mus for å studere IPF-utvikling. Det involverer isolering og kultur av primære IM fra vertsmuslungene, etterfulgt av adoptivoverføring av stimulerte IM til alveolene hos bleomycin (BLM)-induserte IPF-mottakermus (som tidligere har blitt utarmet av alveolære makrofager ved behandling med clodronatliposomer), og den patologiske evalueringen av disse musene. De representative resultatene viser at adoptivoverføring av IL-33-stimulerte makrofager forverrer lungefibrose hos mus, noe som tyder på at etableringen av makrofag-adoptivoverføringseksperimentet er et godt teknisk middel for å studere IPF-patologi.
Introduction
Idiopatisk lungefibrose (IPF) er en diffus lungebetennelsessykdom forårsaket av mange faktorer1. I cytokinmikromiljøet til Th1- og Th2-immunresponsen kan makrofager polariseres til klassisk aktiverte makrofager (M1) og alternativt aktiverte makrofager (M2). Lipopolysakkarider (LPS) eller cytokinet IFN- γ induserer M1-makrofager til å polarisere og produsere proinflammatoriske cytokiner, inkludert iNOS, IL-1, IL-6, TNF-α og IL-12. I motsetning til dette driver type II-cytokinene IL-4 og IL-13 polariseringen av M2-makrofager, som kan produsere forskjellige fibroblastvekstfremmende faktorer, som TGF-β og PDGF, som fremmer lungefibrose2. Den patologiske prosessen med IPF ledsages av makrofagaktivering og infiltrasjon. IPF medierer skadereparasjon, betennelse og fibrose gjennom frigjøring av cytokiner3. Siden bare begrensede terapeutiske alternativer er tilgjengelige, har det å utforske de molekylærpatologiske mekanismene ved IPF stor betydning for å utvikle nye strategier for forebygging og behandling av IPF. Tidligere studier av vår gruppe og andre forskere 4,5 har bekreftet økt frisetting av IL-33 hos IPF-pasienter og i musemodeller med bleomycin (BLM)-indusert IPF. IL-33 frigjøres av epitel- og endotelceller under fibrose og er involvert i makrofagaktivering, noe som resulterer i unormal spredning av fibroblaster, leukocyttinfiltrasjon og eventuelt tap av lungefunksjon5. Den nåværende protokollen beskriver adoptivoverføring av IL-33-stimulerte interstitielle makrofager (IM) inn i alveolene som et middel til å studere IPF-utvikling i musemodeller. Her ble IM isolert fra lungevevet til vertsmus, dyrket in vitro, stimulert med IL-33 i 24 timer, og deretter adoptivt overført til alveolene hos mottakermus ved trakealinjeksjon. Den direkte samlingen av stimulerte musemakrofager og deres adoptivoverføring til mottakeralveolene ble funnet å forverre graden av lungefibrose og kan tydeligere illustrere påvirkningen av stimulerende faktorer på fibrose sammenlignet med tidligere studier6. Teknikken som beskrives i denne artikkelen, kan gjøre det mulig for forskere å undersøke funksjonen til makrofager stimulert av potensielle cytokiner i utviklingen av IPF.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle forsøkene ble utført i henhold til veiledningen for stell og bruk av forsøksdyr. Alle dyreforsøkene ble godkjent av Experimental Animal Welfare Ethics Committee ved Jiangnan University (JN nr. 20211130m1720615[501]).
MERK: Totalt ble 10 mannlige C57BL/6 mus i alderen 6-8 uker gamle og veier 20-25 g brukt i denne studien. De tre eksperimentelle gruppene i studien inkluderte tre mottakermus hver, og en vertsmus ble brukt til IM-isolasjonen.
1. Uttømming av musens lungemakrofager
- Ta ut hetteglasset med clodronate liposomer (se materialfortegnelsen) fra kjøleskapet 30 minutter på forhånd, varm det til romtemperatur og snu det flere ganger for å sikre jevn blanding.
MERK: Klodronatliposomer innkapsler de hydrofile diklormetylenbisfosfonatmolekylene. Når disse liposomene forbrukes av makrofagene, frigjøres klodronatet gradvis ved virkningen av lysosomfosfatasen, og akkumuleringen utløser følgelig celleapoptose og uttømming av makrofager7. - Bedøv mus med 3% isofluran. Sjekk dybden av anestesi ved å klemme en fot for å sjekke bevisstheten. Påfør veterinærsalve på begge øynene for å forhindre tørrhet under anestesi.
- Aspirat 60 μL clodronate liposomer ved hjelp av en pipette med en steril sugespiss. Administrer stoffet dråpevis inn i nesehulen til den bedøvede musen, slik at når musen inhalerer, inhaleres legemidlet i luftrøret. Etter hver dråpe, sørg for at musen inhalerer stoffet helt og puster jevnt. Liposomer som inneholder PBS alene som kontroll8 (figur 2).
- Plasser musene på et 38 °C konstant temperaturbord for oppvarming for å øke hastigheten på utvinningen. Overvåk musene til de våkner. Etter at musene gjenoppretter godt og oppnår sternal recumbency, overfør dem til buret.
- Bruk mus med utarmede alveolære makrofager 2 dager etter behandling med klodronatliposomer som mottakermus for overføringseksperimentet.
MERK: I denne studien ble uttømmingen av alveolære makrofager bekreftet ved å kontrollere uttrykket av makrofagmarkører som beskrevet tidligere 8,9 etter administrering av klodronatliposomer ved inhalasjon (se tilleggsfigur 1).
2. Isolasjon og kultur av direktemeldinger
- Bedøv vertsmusen med en intraperitoneal injeksjon av ketamin (120 mg/kg) og xylazin (16 mg/kg). Bekreft dybden av anestesi via tap av tåklemmerefleksen. Påfør veterinærsalve på begge øynene for å forhindre tørrhet under anestesi. Deretter desinfiserer huden på den bedøvede musen med 75% alkohol og jod. Bruk saks til å skjære gjennom huden og eksponere kardiopulmonalt vev
- Aspirer 10 ml 1x PBS i en sprøyte med en 20 G kanyle og stikk spissen av kanylen inn i høyre forkammer på musen (figur 3A). Klipp musens dårligere vena cava med kirurgisk saks, og perfuser musen manuelt med PBS med konstant hastighet (10-20 ml / min) til lungevevvet blir hvitt. Skjær ut lungevevet og overfør det til iskald PBS i en dyrkningsskål (figur 3B).
- Klipp lungevevet i fragmenter på ca. 2 mm x 2 mm x 2 mm. Deretter tilsettes 15 ml Dulbeccos modifiserte Eagle's medium (DMEM) som inneholder 1% kollagenase A til lungevevvet for å isolere makrofagene. Inkuber ved 100 o / min i 30 minutter på et 37 ° C ristebord.
- Aspirer lungevevssuspensjonen gjennom en 10 ml sprøyte minst 20x for å gjøre den så fin som mulig. Filtrer denne suspensjonen gjennom en 40 μm cellesil. Sentrifuger filtratet ved 400 x g i 10 minutter og kast supernatanten.
- Lyse de røde blodlegemene i pelleten ved å tilsette 3 ml RBC lysisbuffer (se materialfortegnelse) på is i 2-3 min.
- Etter sentrifugering ved 150 x g i 5 minutter, resuspenderes cellepelleten med 10 ml DMEM (inneholdende 100 E/ml penicillin og 100 μg/ml streptomycin). Telle cellene ved hjelp av et hemocytometer.
- Frø cellene i 10 cm adherente cellekulturretter ved 2 x 107 celler/fat, og rug i 1 time ved 37 °C og 5% CO2. Dette gjør at lunge-IMene kan feste seg til parabolen5. Etter 1 time, aspirer supernatanten og de flytende cellene, og tilsett 10 ml friskt komplett dyrkningsmedium (DMEM inneholdende 10 % FBS, 100 U/ml penicillin og 100 μg/ml streptomycin). Inkuber i mer enn 8 timer eller over natten.
- Bestem renheten til de oppnådde IM-ene ved hjelp av flowcytometri med farging for F4/80- og CD11c-markører, som beskrevet tidligere5 (se tilleggsfigur 1).
3. Adoptivoverføring av IM inn i lungealveolene
- Erstatt dyrkningsmediet fra platen som inneholder de isolerte pulmonale IMene (trinn 2.7) med et komplett dyrkningsmedium inneholdende 10 ng / ml IL-33 for å stimulere IMene. Inkuber i 24 timer ved 37 °C og 5 % CO2. Bruk 1x PBS i stedet for IL-33 som en kontroll.
- Dissosiere pulmonale IMs ved å behandle dem med 1 ml 0,25% trypsin i 5 minutter. Deretter slukker du fordøyelsen ved å tilsette 3 ml frisk kultur komplett medium, og høster lungemakrofagene ved å sentrifugere cellesuspensjonen ved 150 x g og 4 °C i 5 minutter. Telle cellene ved hjelp av et hemocytometer, og resuspendere cellene i PBS til en endelig konsentrasjon på 5 x 105 celler / 50 μL.
- Bedøv mottakermusene med 3% isofluran gass. Vent til musen blir bevisstløs (som i trinn 1.2), og fest deretter lemmer av den bedøvede musen på en vertikal plate med medisinsk tape. Trekk musens tunge forsiktig til den ene siden ved hjelp av en bomullspinne.
- Slå på intubasjonslampen og skinn den på musens hals slik at luftrøret kan ses. Kontroller at luftrøret ligger nær tungen, spiserøret er nær baksiden av nakken, men åpningen av spiserøret er ikke synlig under operasjonen.
- Bruk intubasjonslampen (22 G) for å intubere musen. Før den inneliggende kanylen inn i luftrøret med en ledetråd (0,4 mm diameter). Fjern styreledningen og skyv kanylen inn i museluftrøret for å fullføre intubasjonen.
- Etter at kanylen er observert å komme inn i luftrøret, injiser 50 mikrol av cellesuspensjonen (inneholdende 5 x 105 IM) i mottakermusen gjennom luftrøret.
- Plasser musene på en 38 ° C konstant oppvarmingspute for oppvarming for å øke hastigheten på utvinningen. Overvåk musene til de våkner. Etter at de har gjenopprettet seg godt og oppnådd sternal recumbency, overfør dem til buret.
- Etter 24 timer administreres bleomycin (BLM) via luftrøret (ved hjelp av prosedyren i trinn 3.3-3.5) i en dose på 1,4 E/kg kroppsvekt for å indusere IPF. Administrer et likt volum saltvann til kontrollgruppen.
- Etter 21 dager, bestem alvorlighetsgraden av lungefibrose for de forskjellige gruppene av mus som ble adoptivt overført med PBS eller IL-33-stimulert IM-suspensjon ved å evaluere uttrykket av markører for fibrose og Ashcroft-poengsummen10.
- Ekstraher det totale RNA fra lungevevvet ved hjelp av et RNA-ekstraksjonsreagens (se materialtabell).
MERK: Kvantitativ analyse ble utført med en mikroplateleser. Hvis OD260 / OD280-forholdet er 1.8-2.0, er RNA-renheten høy. Alle prøvene ble lagret ved -80 ° C. - Utfør fluorescens kvantitativ PCR for å evaluere uttrykket av α-glatt muskelaktin (SMA) og fibronektin ved hjelp av spesifikke primere.
MERK: Primerne som ble brukt til α-SMA var fremover 5'- GACGCTGAAGTATCCGATAGAACG-3' og omvendt 5'-CACCATCTCCAGAGTCCAGCAAT-3', og primerne som ble brukt til fibronektin var fremover 5'-TCTGGGAAATGGAAAAGGGGAATGG-3' og omvendt 5'-CACTGAAGCAGGTCCTCGGTTGT-3'.
- Ekstraher det totale RNA fra lungevevvet ved hjelp av et RNA-ekstraksjonsreagens (se materialtabell).
- Utfør immunhistokjemi som beskrevet nedenfor.
- Dehydrer venstre lunge, legg den inn og skjær den i skiver med en parafinskive til en tykkelse på 4 μm.
- Legg vevseksjonene på lysbilder og stek lysbildene i en ovn ved 65-70 ° C i 30 minutter til 1 time. Devoks lysbildene med en synkende prosentandel alkohol (dvs. 100%, 95%, 90%, 80% og 70% alkohol) i 5 minutter.
- Flekk lysbildene i hematoksylinfargestoffløsning (analytisk ren) i 5 minutter. Vask deretter lysbildene med vann fra springen. Bløtlegg lysbildene i 1% saltsyrealkohol i 3 s, vask av den flytende fargen og suge i rennende vann i 5 minutter. Seksjonene blir blå.
- Fordyp i eosinoppløsning i 10 s til 1 min (bestem fargetiden i henhold til fargen), vask med vann fra springen og sett i henholdsvis 70%, 80%, 95%, 100% og 100% alkohol i 5 minutter hver. Deretter plasserer du lysbildene i xylen I og xylen II-løsninger i 3 minutter. Etter tørking, observer og ta bilder under det vertikale mikroskopet med nøytral klebende tetningsfilm.
- Utfør Ashcroft-skåring på seksjonene for å indikere alvorlighetsgraden av lungefibrose10. Utføre statistisk analyse av dataene ved hjelp av en t-test av to uavhengige prøver.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Protokollen som brukes her er oppsummert i flytskjemaet i figur 1. Inhalasjon av klodronatliposomer gjennom nesen (figur 2) ble brukt til å tømme lungemakrofagene hos voksne C57BL/6-mus, og dette ga en god mottakermusemodell. Pulmonale direktemeldinger ble isolert fra en annen ubehandlet mus (vertsmus) (figur 3A, B) og dyrket in vitro. De isolerte makrofagene ble stimulert med IL-33 i 24 timer og deretter intratrakealt innpodet i mottakermusene (figur 3C), med ustimulerte makrofager brukt som kontroll. Etter 24 timer ble BLM administrert til mottakermusene for å indusere en lungefibrosemodell. Graden av lungefibrose etter adoptivoverføring av IM med eller uten IL-33-stimulering ble sammenlignet 21 dager etter administrering av BLM. Hematoksylin og eosin (H&E) farging av de patologiske vevsseksjonene viste at de typiske patologiske endringene av fibrose ble observert etter BLM-administrasjon: musens lungevevstruktur ble ødelagt, aggregeringen av fibroblaster ble observert, og de normale alveolene forsvant eller reduserte. Adoptivoverføring av IL-33-stimulerte makrofager forverret graden av ødeleggelse av lungevev og økt fibroblastaggregering i BLM-stimulerte mus (figur 4A). Økningen i Ashcroft-skåren illustrerte ytterligere graden av lungefibrose (figur 4B). Den patologiske prosessen med lungefibrose er forbundet med økt aggregering av myofibroblaster, som utskiller α-glatt muskelaktin (α-SMA) og fibronektin. Bestemmelsen av ekspresjonsnivåene til disse markørene viste at mRNA-nivåene av α-SMA (figur 5B) og fibronektin (figur 5A) i lungevevet til mottakermusene som inneholdt adoptivoverførte IL-33-stimulerte IM og behandlet med BLM, ble ytterligere økt sammenlignet med de BLM-behandlede villtypemusene.
Figur 1: Skjematisk diagram over etableringen av makrofag-adoptivoverføringseksperimentet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Uttømming av makrofager hos mottakermus. Klodronatliposomene ble sluppet ned i nesehulen til musene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3 Isolering og adoptivoverføring av interstitielle makrofager. (A) Den nedre vena cava av vertsmusen ble kuttet for å lette perfusjonen. (B) Lungevevet fra vertsmusen ble kuttet i små biter. (C) De interstitielle makrofagene ble renset til 94 % ved bruk av flowcytometri med F4/80- og CD11c-markører. (D) IL-33-stimulerte IM ble administrert til mottakermusene gjennom luftrøret. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Effekten av adoptivoverføring av IL-33-stimulerte makrofager i de BLM-stimulerte musene. (A) H&E-farging av lungevevssnitt fra resipientmusene. Skala bar = 100 μm. (B) Ashcroft score bestemt fra lungevevsseksjonene til mottakermusene. Data er vist som gjennomsnitt ± SEM (n = 3). *p < 0,05, **p < 0,01. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Ekspresjonsnivåer av markørgener for lungefibrose hos mottakermus. (A) mRNA-nivået av fibronektin. (B) mRNA-nivået på α-SMA. Data er vist som gjennomsnitt ± SEM (n = 3). *p < 0,05, **p < 0,01. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Tilleggsfigur 1: Deplesjon av alveolære makrofager og renhet av IM. (A) Deplesjonen av alveolære makrofager ble bekreftet ved å kontrollere uttrykket av F4/80- og CD11b-markører. (B) Renheten av de oppnådde IMene ble vurdert ved hjelp av flowcytometri med farging for F4/80- og CD11c-markører, og renheten til de isolerte IMene ble bestemt til å være 94,4 % ved bruk av flowcytometri. Klikk her for å laste ned denne filen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne studien gir en effektiv metode for å tømme, isolere, kultur og overføre makrofager, noe som kan bidra til å studere mekanismene for lungefibrose hos mus. Det er mange metoder for uttømming av makrofager fra mus, for eksempel trakealadministrasjon, injeksjon av halevene og nasal innånding11. Denne studien optimaliserte nasal innåndingsmetoden, som er enkel å betjene og effektivt kan tømme lungemakrofager 8,9. Etter IL-33-stimuleringen av IM i kultur i 24 timer ble IMene adoptivt overført til lungene til mottakermusene ved hjelp av en ikke-invasiv trakealadministrasjonsrute, noe som forårsaket minst traumer for musene. Under intubasjon ble en anestesivarighet på >20 min ansatt for å sikre jevn fremgang av intubasjonen, noe som forbedret musens overlevelsesrate sterkt. Den innledende trakealadministrasjonen av en 50 mikrol i.m. suspensjon krever en mikropipette for å sikre nøyaktig administrering. Etter trakeal administrering skal 500 μl luft umiddelbart tilsettes i lungene med en 1 ml sprøyte for å sikre at cellesuspensjonen i kateteret helt kan komme inn i lungevevvet. Selv om denne metoden fjerner de alveolære makrofagene, kan makrofager fra andre deler av musen også migrere til alveolene i løpet av sykdommen, og dermed fortynne andelen celler som overføres til alveolene. Derfor må eksperimenter med strenge krav til andelen celler som overføres, utforske andre metoder ytterligere.
Lungemakrofager spiller en viktig rolle i lungens defensive funksjon12,13. Av disse uttrykker alveolære makrofager hovedsakelig markørene F4/80 og CD11b, mens interstitielle makrofager hovedsakelig uttrykker F4/80 og CD11c12. IM ble valgt for adoptivoverføring i denne studien, da prosessen krevde 5 x 105 celler, og IM utgjør en stor del av lungemakrofagene, noe som gjør dem lettere å oppnå. Et stort antall studier har vist at makrofager regulerer den inflammatoriske responsen ved å frigjøre inflammatoriske faktorer og spiller en viktig rolle i den patologiske prosessen med lungefibrose14. Studier har vist at IL-33 regulerer TGF-β og andre cytokiner for å regulere funksjonen til makrofager, noe som fremmer BLM-indusert lungefibrose4. Derfor spiller induserte endringer i makrofagfunksjonen en viktig rolle i patogenesen av lungefibrose. Denne studien gir en metode for adoptivoverføring av im som kan hjelpe forskere med å utforske makrofagenes rolle i lungesykdommer som astma og IPF. Det finnes i dag ikke noe effektivt legemiddel mot IPF, men denne studien indikerer at faktoren IL-33 kan være relevant for forskning og behandling av idiopatisk lungefibrose og dermed gi en retning for videre utforskning av forskning på lungefibrose. For eksempel kan et nøytraliserende antistoff mot IL-33 forberedes for å utforske effekten og gjennomførbarheten som et eksperimentelt IPF-legemiddel, og dermed gi en viktig retning for behandling av idiopatisk lungefibrose.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen konkurrerende økonomiske interesser.
Acknowledgments
Forfatterne anerkjenner Special Topic of Laboratory Management of Jiangnan University: Construction of Digital Slice Library Based on Pathological Specimens (JDSYS202223) og National Natural Science Foundation of China (81800065).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| DMEM | Life technologies Biotechnology,USA | 1508012 | |
| Arterial indwelling needle | B Braun Melsingen AG,Germany | 21G15G8393 | |
| BD Accuri C6 Plus | Becton Dickinson,USA | ||
| Bleomycin | Biotang, USA | Ab9465 | |
| Carbon dioxide incubator | Thermo Forma, USA | Thermo Forma370 | |
| CD11b | R&D Systems,USA | 1124F | |
| CD11c | R&D Systems,USA | N418 | |
| Cell culture dish | Thermo Forma, USA | 174926 | |
| Clodronate liposomes | Clodronate liposomes,Netherlands | CI-150-150 | |
| Collagenase A | Sigma-Aldrich, USA | 10103578001 | |
| F4/80 | R&D Systems,USA | 521204 | |
| Falcon Cell Strainer | Becton,Dickinson and Company, USA | 352340 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Life technologies,USA | 1047571 | |
| Hematoxylin Eosin | Nanjing Jiancheng Technology,China | 06-570 | |
| LightCycler 480 PCR detection system | Roche, USA | ||
| Murine recombinant factor IL-33 | Peprotech, USA | 210-33 | |
| Nikon microscope | Nikon Corporation, Japan | 941185 | |
| Penicillin, streptomycin | Life technologies,USA | 877113 | |
| Phosphate buffer (PBS) | Guangdong Huankai Microbial Technology ,China | 1535882 | |
| RBC lysis buffer | Beyotime Biotechnology Company,China | C3702 | |
| RNA Isolater | Vazyme company,China | R401-01-AA | Total RNA extraction reagent |
| RWD Inhalation Anesthesia Machine | Shenzhen Rayward Life Technology ,China | R500 | |
| Semi-automatic paraffin slicer | Leica, Germany | LeicaRM2245 | |
| SYBR Premix Ex Taq | Takara, Japan | 410800 | |
| Trypsin 0.25% | Life Technologies, USA | 1627172 |
References
- Heukels, P., Moor, C. C., vonder Thüsen, J. H., Wijsenbeek, M. S., Kool, M. Inflammation and immunity in IPF pathogenesis and treatment. Respiratory Medicine. 147, 79-91 (2019).
- Zhang, Y., Zhang, Y., Li, X., Zhang, M., Lv, J. Microarray analysis of circular RNA expression patterns in polarized macrophages. International Journal of Molecular Medicine. 39 (2), 373-379 (2017).
- Lee, J. W., et al. The role of macrophages in the development of acute and chronic inflammatory lung diseases. Cells. 10 (4), 897 (2021).
- Luzina, I. G., et al. Interleukin-33 potentiates bleomycin-induced lung injury. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 49 (6), 999-1008 (2013).
- Nie, Y., et al. AKT2 regulates pulmonary inflammation and fibrosis via modulating macrophage activation. Journal of Immunology. 198 (11), 4470-4480 (2017).
- Qian, F., et al. The transcription factor PU.1 promotes alternative macrophage polarization and asthmatic airway inflammation. Journal of Molecular Cell Biology. 7 (6), 557-567 (2015).
- Shah, S., Dhawan, V., Holm, R., Nagarsenker, M. S., Perrie, Y. Liposomes: Advancements and innovation in the manufacturing process. Advanced Drug Delivery Reviews. 154 (155), 102-122 (2020).
- He, W., et al. Alveolar macrophages are critical for broadly-reactive antibody-mediated protection against influenza A virus in mice. Nature Communications. 8 (1), 846 (2017).
- Eyal, F. G., Hamm, C. R., Parker, J. C. Reduction in alveolar macrophages attenuates acute ventilator induced lung injury in rats. Intensive Care Medicine. 33 (7), 1212-1218 (2007).
- Hübner, R. H., et al. Standardized quantification of pulmonary fibrosis in histological samples. Biotechniques. 44 (4), 507-517 (2008).
- Tacke, F., et al. Immature monocytes acquire antigens from other cells in the bone marrow and present them to T cells after maturing in the periphery. The Journal of Experimental Medicine. 203 (3), 583-597 (2006).
- Byrne, A. J., Maher, T. M., Lloyd, C. M. Pulmonary macrophages: A new therapeutic pathway in fibrosing lung disease. Trends in Molecular Medicine. 22 (4), 303-316 (2016).
- Wendisch, D., et al. SARS-CoV-2 infection triggers profibrotic macrophage responses and lung fibrosis. Cell. 184 (26), 6243-6261 (2021).
- Zhang, L., et al. Macrophages: Friend or foe in idiopathic pulmonary fibrosis. Respiratory Research. 19 (1), 170 (2018).
