Name: Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-02T13:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 7 s
Description: Impara a registrare simultaneamente potenziali di campo locale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e segnali respiratori in ratti liberamente mobili. Questo metodo integrato semplifica l'analisi dei dati e riduce i costi sperimentali.

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Questo lavoro è stato supportato da Kaken-Ciao (17 H 05939; 17 H 05551), la Fondazione Nakatomi e Suzuken Memorial Foundation.

Tutte le procedure che coinvolgono animali soggetti sono state eseguite secondo le linee guida NIH per la cura e l'uso di animali.
1. preparazione della matrice Micro-unità integrativa
<ol><li>Creare un array di micro-unità per le registrazioni come descritto altrove corticale-LFP1,2,3. Lasciare almeno 6 fori in metallo si apre su una scheda di interfaccia di elettrodo (BEI) per l'utilizzo come canali ECG/EMG/BR che sono collegati ai fili bioflex, come descritto in 1.2.</li>
	<li>Tagliare un filo di bioflex in 6 pezzi con lunghezza di 5,0 cm. Peel off il politetrafluoroetilene (PTFE) rivestimento di entrambe le estremità di tutti i pezzi di filo con lunghezze di ~5.0 mm. Collegare un'estremità di ciascuno dei pezzi di filo da uno dei fori metallici aperti (canali ECG/EMG/BR) sul BEI con una spilla d'oro.</li>
	<li>Tagliare un filo di smalto in due pezzi di 5,0-cm. Saldare una estremità di ciascuno di questi fili per i canali di riferimento di terra / (g/r) alla BEI (Figura 3, vedi anche precedenti carte12,13).</li>
	<li>Per la preparazione di elettrodi per ECG, tagliare un filo di bioflex in due pezzi di 16 cm. Staccare il rivestimento PTFE delle estremità di questi pezzi di filo a lunghezze di mm ~5.0 su un'estremità (breve termine) e ~ 15 mm a altra estremità (lungo termine).</li>
	<li>Formare un anello di filo con un diametro di 2.0 mm piegando la parte lunga del filo, e la forma dell'anello di fissaggio mediante saldatura.</li>
	<li>Per la preparazione di elettrodi EMG, tagliare un filo di bioflex in 2 pezzi con lunghezze di 8 cm. Peel off il rivestimento PTFE da entrambe le estremità di questi pezzi di filo con lunghezze di ~5.0 mm.</li>
	<li>Per la preparazione di elettrodi BR, tagliare un filo di bioflex in 2 pezzi con lunghezze di 6,0 cm. Peel off allo smalto di entrambe le estremità di questi pezzi di filo con lunghezze di ~5.0 mm. saldare un'estremità di ognuno di questi pezzi di filo alla testa di una vite in acciaio inox (diametro gambo Metro: 1.0 mm, stelo Lunghezza: 4,0 mm).</li>
	<li>Per la preparazione di elettrodi di terra/riferimento (gr), tagliare un filo di smalto in 2 pezzi con lunghezze di 6,0 cm. Peel off allo smalto di entrambe le estremità di questi pezzi di filo con lunghezze di ~5.0 mm. saldare un'estremità di ognuno di questi pezzi di filo alla testa di un acciaio-inox vite di Anguilla (diametro stelo: 1.4 mm, stelo Lunghezza: 3,0 mm).</li>
	<li>Gas sterilizzare tutti gli elettrodi e viti inox e tenerli in uno spazio pulito.</li>
</ol>2. l'impianto di elettrodi ECG/EMG
Nota: Eseguire tutte le fasi chirurgiche con tecnica asettica usando guanti sterilizzati e strumenti in autoclave. Per tutti i passaggi che implicano la creazione di un'incisione, sterilizzare la pelle con etanolo al 70% prima e coprire l'incisione con teli chirurgici.
<ol><li>Difficoltà un anestetizzati ratto (1.0-3.0% gas isoflurano) sul dorso su un pad termico piatto. Dare la buprenorfina come analgesico. Posto Unguento veterinario sugli occhi del ratto per prevenire la secchezza. Per pulire la superficie della pelle, usare betadine.</li>
	<li>Fare un'incisione di ~2.0 cm nella zona del torace mediale. Esporre i muscoli intercostali separando i muscoli del torace. Suturare gli anelli degli elettrodi ECG ai muscoli intercostali.</li>
	<li>Fissare lo stomaco dell'animale il termoforo. Fare un'incisione di ~1.0 cm nella zona del collo dorsale.</li>
	<li>Inserire gli elettrodi ECG per via sottocutanea attraverso l'incisione di petto. Far scorrere le estremità verso la zona del collo dorsale e tirarli fuori dall'incisione del collo. Sutura l'incisione sul petto.</li>
	<li>Inserire un'estremità di ognuno degli elettrodi EMG per via sottocutanea ad una lunghezza di cm ~2.0 attraverso l'incisione del collo. Difficoltà gli elettrodi EMG al muscolo del collo di suturazione.</li>
</ol>3. l'impianto della matrice Micro-unità integrativa e gli elettrodi di BR
<ol><li>Difficoltà ratto su un dispositivo stereotassica. Fare un'incisione di ~3.0 cm sulla testa lungo la linea mediana dal punto tra gli occhi per la zona del collo. Esporre il cranio.</li>
	<li>Fare due craniotomies circolari con diametri di 0,7-1,0 mm di sopra del bulbo olfattivo 11,0 mm anteriore e 1 mm bilaterale di bregma con un trapano ad alta velocità. Fino a quando le punte degli steli vite sono attaccate alla superficie del cervello, dell'impianto due elettrodi BR nel cranio.</li>
	<li>Fare due craniotomies circolari con diametri di 0,7-1,0 mm di sopra della corteccia frontale 2,7 mm anteriore e 2.7 mm bilaterale di bregma. Fino a quando la punta del gambo della vite è fissata alla superficie del cervello, dell'impianto due elettrodi g/r nel cranio.</li>
	<li>Fare sei-otto fori con un diametro di 1.0 mm nella zona circostante il craniotomy grande. Impianti di viti di ancoraggio (diametro stelo: 1.4 mm, stelo Lunghezza: 3,0 mm) nel cranio.</li>
	<li>Apportare un grande craniotomy circolare con un diametro di mm ~2.0 sopra l'ippocampo 3,8 mm posteriormente e 2,5 mm bilaterale al bregma. Inserire la matrice di micro-unità integrativa tale che la punta della cannula di array dell'unità si trova sopra il craniotomy grande</li>
	<li>Riempire lo spazio vuoto tra la punta della cannula e superficie del cervello con ~ 100 µ l di due soluzioni, vale a dire., 0,5% (in massa) di alginato di sodio e cloruro di calcio 10% (in massa). Nota: Questo processo forma un gel trasparente a ~ 5 min, dopo le due soluzioni sono mescolate sul cranio.</li>
	<li>Coprire la cannula, elettrodi di BR, elettrodi g/r, e le viti di ancoraggio con cemento dentale con uno spessore di 0,5 cm. essere attenti a non coprire le estremità aperte del BR e g/r elettrodi con il cemento in questa fase.</li>
	<li>Saldare le estremità aperte degli elettrodi ECG, EMG, BR e g/r per le punte di filo individuali che sono stati precedentemente collegati alla BEI (vedere la procedura 1.2 e 1.3).</li>
	<li>Coprire la parte inferiore della matrice di micro-unità integrativa e tutti i cavi degli elettrodi, con cemento dentale. Garantire che tutti i cavi degli elettrodi sono completamente coperti in modo che il topo non può graffiare li dopo l'impianto.</li>
	<li>Dopo il ricupero della coscienza sufficiente per mantenere decubito sternale, restituire l'animale al suo cag casa di Plexiglas trasparente e mantenere il proprio con accesso gratuito per acqua e cibo. Dopo l'intervento chirurgico, trattare l'animale con gli antibiotici (gentamicina).</li>
	<li>Dopo l'intervento chirurgico, monitorare gli animali con l'osservazione quotidiana. Verifica che camminano correttamente, e che non squittiscono quando lo sperimentatore tocca la matrice di micro-unità.</li>
</ol>4. le registrazioni in Vivo
Nota: Tutti i segnali vengono amplificati, alla 2 kHz e filtrata (0.1 - 500 Hz) passa-banda ad eccezione di attività dell'unità (alla 30 kHz e filtrata (500-6 kHz) passa-banda).
<ol><li>Collegare la bei della matrice micro-unità integrativa per l'headstage di un dispositivo di registrazione.</li>
	<li>Avanzare i tetrodi ruotando le viti per un paio di settimane dopo la chirurgia. Una volta che i tetrodi sono adiacenti alle aree del cervello di destinazione, stabilirsi i tetrodi nelle aree per un periodo di diversi giorni per registrazioni stabile.</li>
	<li>Monitorare i segnali elettrici mentre l'animale si muove liberamente in una camera di registrazione.</li>
</ol>

<ol><li>Kloosterman, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording%3A+Drive+Fabrication%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE%22%5BJournal%5D)">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication.</a> JoVE. (26), e1094(2009).</li>
<li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording%3A+Tetrode+Assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. (26), e1098(2009).</li>
<li>Jog, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tetrode+technology%3A+advances+in+implantable+hardware%2C+neuroimaging%2C+and+data+analysis+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Tetrode technology: advances in implantable hardware, neuroimaging, and data analysis techniques.</a> J Neurosci Methods. 117 (2), 141-152 (2002).</li>
<li>Fenske, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+multilevel+in+vivo+and+in+vitro+analysis+of+heart+rate+fluctuations+in+mice+by+ECG+telemetry+and+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Comprehensive multilevel in vivo and in vitro analysis of heart rate fluctuations in mice by ECG telemetry and electrophysiology.</a> Nat Protoc. 11 (1), 61-86 (2016).</li>
<li>Rossi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+aging+on+the+specialized+conducting+system%3A+a+telemetry+ECG+study+in+rats+over+a+6+month+period%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The effect of aging on the specialized conducting system: a telemetry ECG study in rats over a 6 month period.</a> PLoS One. 9 (11), 112697(2014).</li>
<li>Cesarovic, N., Jirkof, P., Rettich, A., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+radiotelemetry+transmitters+yielding+data+on+ECG%2C+heart+rate%2C+core+body+temperature+and+activity+in+free-moving+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE%22%5BJournal%5D)">Implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ECG, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice.</a> JoVE. (57), (2011).</li>
<li>Zeredo, J. L., Kumei, Y., Shibazaki, T., Yoshida, N., Toda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+biting+behavior+induced+by+acute+stress+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Res+Methods%22%5BJournal%5D)">Measuring biting behavior induced by acute stress in the rat.</a> Behav Res Methods. 41 (3), 761-764 (2009).</li>
<li>Young, G. A., Khazan, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electromyographic+power+spectral+changes+associated+with+the+sleep-awake+cycle+and+with+diazepam+treatment+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Biochem+Be%22%5BJournal%5D)">Electromyographic power spectral changes associated with the sleep-awake cycle and with diazepam treatment in the rat.</a> Pharmacol Biochem Be. 19 (4), 715-718 (1983).</li>
<li>Oishi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polygraphic+Recording+Procedure+for+Measuring+Sleep+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE%22%5BJournal%5D)">Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice.</a> JoVE. (107), e53678(2016).</li>
<li>Chaput, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory-phase-related+coding+of+olfactory+information+in+the+olfactory+bulb+of+awake+freely-breathing+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Respiratory-phase-related coding of olfactory information in the olfactory bulb of awake freely-breathing rabbits.</a> Physiol Behav. 36 (2), 319-324 (1986).</li>
<li>Ravel, N., Pager, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+patterning+of+the+rat+olfactory+bulb+unit+activity%3A+Nasal+versus+tracheal+breathing%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Lett%22%5BJournal%5D)">Respiratory patterning of the rat olfactory bulb unit activity: Nasal versus tracheal breathing.</a> Neurosci Lett. 115 (2-3), 213-218 (1990).</li>
<li>Okada, S., Igata, H., Sakaguchi, T., Sasaki, T., Ikegaya, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+for+the+simultaneous+recording+of+cerebral%2C+cardiac%2C+and+muscular+electrical+activity+in+freely+moving+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Sci%22%5BJournal%5D)">A new device for the simultaneous recording of cerebral, cardiac, and muscular electrical activity in freely moving rodents.</a> J Pharmacol Sci. 132 (1), 105-108 (2016).</li>
<li>Sasaki, T., Nishimura, Y., Ikegaya, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+Recordings+of+Central+and+Peripheral+Bioelectrical+Signals+in+a+Freely+Moving+Rodent%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Pharm+Bull%22%5BJournal%5D)">Simultaneous Recordings of Central and Peripheral Bioelectrical Signals in a Freely Moving Rodent.</a> Biol Pharm Bull. 40 (5), 711-715 (2017).</li>
</ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Per comprendere come il cervello modula i livelli di attività periferica e vice versa, su larga scala in metodi per catturare simultaneamente elettrica BCI da più zone del corpo della registrazione sono necessarie. Questo studio ha descritto una procedura chirurgica e un sistema di registrazione per il monitoraggio di potenziali di campo locale cerebrale, frequenza cardiaca, la grandezza della costruzione muscolare e ritmi respiratori, che sono stati migliorati in un sistema di registrazione che viene utilizzato per regi...

Il sistema nervoso centrale controlla gli Stati di corpo in risposta ai vari cambiamenti ambientali, e questo controllo è in genere rappresentato come cambiamenti nella frequenza cardiaca, frequenza respiratoria e contrazioni muscolari. Tuttavia, pochi studi hanno testato come tali fattori fisiologici periferici sono associati con attività corticale. Per risolvere questo problema, è necessario un metodo di registrazione su larga scala per il monitoraggio elettrico BCI da tessuti sia centrali che periferici. Nella corteccia cerebrale, segnali (LFP) potenziali di campo locale extracellularly sono registrati da elettrodi che vengono inseriti nei tessuti corticali1,2,3. Per registrare simultaneamente segnali multipli di LFP dalle regioni corticali di piccoli mammiferi, come ratti e topi, una serie di studi hanno sviluppato diversi tipi di gruppi di elettrodi su misura che sono denominate micro-drive. Una micro-unità convenzionale è composto da viti di metallo attaccate alla parte centrale degli elettrodi (che in genere sono tetrodi), un corpo di nucleo che accomoda le viti e gli elettrodi e una scheda di interfaccia elettrica (BEI) che accomoda fori in metallo per collegare le estremità aperte degli elettrodi (Figura 1, Figura 2e Figura 3). Questo elettrodo permette all'operatore di controllare la profondità di molti elettrodi inseriti nel cervello nel corso di giorni o settimane e consente lo svolgimento di registrazioni a lungo termine croniche dell'attività neuronale, come l'animale è sfidato con vari attività comportamentali. Negli organi periferici, i segnali heartbeat sono registrati come elettrocardiogrammi (ECG) da una coppia di elettrodi che vengono impiantati su o intorno al cuore zona4,5,6, e i segnali del muscolo scheletrico sono registrati come i electromyograms (EMGs) con elettrodi che vengono inseriti nel muscolo tessuto7,8,9. Il rapporto tra i segnali elettrici del bulbo olfattivo e ritmo del respiro (BR) è stato studiato con unità singole registrazioni10,11. In sistemi di registrazione convenzionali, questi segnali dai tessuti differenti sono stati catturati dai dispositivi di registrazione indipendente, il che significa che un sistema sperimentale supplementare è necessario per sincronizzare precisamente questi dispositivi multipli per simultanea registrazioni dei segnali del cervello-corpo. Questo sistema è stato sviluppato per superare questo problema. In questo sistema, tutti i segnali elettrici registrati dagli organi periferici, tra cui ECG, EMGs e segnali elettrici dal bulbo olfattivo che riflettono il ritmo del respiro, sono integrati in una singola matrice di micro-unità1,2 ,3, qui definita matrice di micro-unità integrativa. Questo sistema richiede soltanto un dispositivo di registrazione multi-canale ed è applicabile a qualsiasi matrice di micro-unità convenzionali. I vantaggi di questa tecnica sono che non richiede alcun dispositivi speciali o segnali di trigger per abbinare il tempo di registrazione di più dispositivi, e permette il trattamento più conveniente, dal momento che tutti i segnali sono registrati come tipi di dati simili. Questa tecnica aiuterà la comprensione dei correlati neurofisiologici delle associazioni tra gli organi centrali e periferici. Questo articolo descrive le procedure connesse con la tecnica e presenta il set di dati rappresentativi ottenuti da un ratto.

<table><tbody><tr><td>FEP Hookup Wire Stranded Acciaio Inossidabile&nbsp;</td><td>Cooner Wire Company, Chatsworth, CA</td><td>AS 633</td><td>Filo Bioflex</td></tr><tr><td>EIB-36-PTB</td><td>Neuralynx, Inc., Bozeman, MT</td><td>EIB-36-PTB</td><td>EIB</td></tr><tr><td>Cereplex M Roccia</td><td>nera&nbsp; Microsystems, Salt Lake City, UT</td><td></td><td>Headstage digitale</td></tr><tr><td>Cereplex Direct&nbsp;</td><td>Roccia nera&nbsp; Microsystems, Salt Lake City, UT</td><td></td><td>Sistema di acquisizione dati</td></tr><tr><td>UEW poliuretano magnete</td><td>filo Oyaide.com, Tokyo, Giappone</td><td>UEW 0,14 mm 20 m</td><td>Filo smaltato</td></tr><tr><td>SD-102</td><td>Narishige, Tokyo, Giappone</td><td>SD-102</td><td>Trapano ad alta velocità</td></tr><tr><td>Minimo ONE SERIES ver.2</td><td>Minitor Co., Ltd, Tokyo, Giappone</td><td>C2012</td><td>Trapano ad alta peed Alimentatore&nbsp;</td></tr><tr><td>Provinice 250 mL</td><td>Shofu Inc., Kyoto, Giappone</td><td>213620136</td><td>Cemento dentale</td></tr><tr><td>Anestesista per piccoli animali&nbsp;</td><td>Biomacchine, Chiba, Giappone</td><td>Anestesista</td> <td>TK-7</td></tr><tr><td>Buprenorfina cloridrato</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td><td>B7536-1ML</td><td>Analgesico</td></tr><tr><td>isoflurano</td><td>DS Pharma Animal Health, Osaka, Giappone&nbsp;</td><td>Isoflu 250mL</td><td></td></tr><tr><td>Vaselina, Bianco&nbsp;</td><td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Giappone</td><td>224-00165&nbsp;</td><td>Unguento veterinario&nbsp;</td></tr><tr><td>&nbsp; Alginato di sodio</td><td>Nacalai tesque, Kyoto, Giappone</td><td>31131-85</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro di calcio diidrato</td><td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Giappone</td><td>031-00435&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Vite in acciaio inox M1.0&volte; 4,0&nbsp;</td><td>MonotaRO, Hyogo, Giappone</td><td>42617504</td><td>Vite in acciaio inox per elettrodi BR</td></tr><tr><td>Vite in acciaio inox M1.4&times; 3.0</td><td>MonotaRO, Hyogo, Giappone</td><td>42617687</td><td>Vite in acciaio inox per elettrodi g/r e ancore</td></tr></tbody></table>

registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoraggio le dinamiche fisiologiche del cervello e tessuti periferici è necessaria per affrontare una serie di domande su come i controlli di cervello corpo funzioni e degli organi interni ritmi quando gli animali sono esposti a sfide emotive e cambiamenti nella loro ambienti di vita. In generale gli esperimenti, i segnali provenienti da diversi organi, quali il cervello e il cuore, sono registrati dai sistemi di registrazione indipendente che richiedono più dispositivi di registrazione e procedure diverse per l'elaborazione dei file di dati. Questo studio descrive un nuovo metodo che può monitorare contemporaneamente BCI elettrici, tra cui decine di potenziali di campo locale in più regioni del cervello, elettrocardiogrammi che rappresentano il ritmo cardiaco, i electromyograms che rappresentano sveglio / contrazione muscolare legati al sonno e segnali, in un ratto liberamente commovente di respirazione. La configurazione di registrazione di questo metodo si basa su una matrice di micro-unità convenzionale per le registrazioni potenziali di campo locale corticale in cui decine di elettrodi sono accomodati e dei segnali ottenuti da questi elettrodi sono integrati in un unico quadro elettrico montato sulla testa dell'animale. Qui, questo sistema di registrazione è stato migliorato in modo che i segnali provenienti da organi periferici vengono trasferiti anche una scheda di interfaccia elettrica. In un unico intervento, elettrodi prima vengono impiantati separatamente in parti del corpo appropriato e le aree del cervello di destinazione. Le estremità aperte di tutti questi elettrodi sono poi saldate ai singoli canali del quadro elettrico sopra la testa dell'animale affinché tutti i segnali possono essere integrati in singolo quadro elettrico. Questa scheda di collegamento a un dispositivo di registrazione consente la raccolta di tutti i segnali in un unico dispositivo, che riduce i costi di sperimentali e semplifica il trattamento dei dati, poiché tutti i dati possono essere trattati nello stesso file di dati. Questa tecnica aiuterà la comprensione dei correlati neurofisiologici delle associazioni tra gli organi centrali e periferici.

Questo metodo è in grado di catturare simultaneamente segnali bioelettrici da organi multipli che rappresentano l'attività neuronale del cervello, frequenza cardiaca, respirazione ritmica e le contrazioni del muscolo scheletrico (Figura 1). Figura 4 fornisce i dati di registrazione rappresentativo da un ratto liberamente commovente che è stato liberamente foraggiamento in una scatola rettangolare (25 × 40 cm...

Questo studio introduce un metodo per la registrazione simultanea di potenziali di campo locale nel cervello, elettrocardiogrammi, i electromyograms e segnali di un ratto liberamente commovente di respirazione. Questa tecnica, che riduce i costi di sperimentali e semplifica l'analisi dei dati, contribuirà alla comprensione delle interazioni tra il cervello e gli organi periferici.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

L'obiettivo generale di questo impianto chirurgico di elettrodi è quello di registrare simultaneamente segnali bioelettrici centrali e periferici da un ratto che si muove liberamente. Questo metodo può aiutare a rispondere a domande chiave nel campo delle neuroscienze, come la memoria, la cognizione, le emozioni e le interazioni cervello-corpo. Il vantaggio principale di questa tecnica è che un unico dispositivo di registrazione raccoglie tutti i segnali bioelettrici provenienti da un'ampia gamma di aree del corpo.Abbiamo avuto l'idea di questo metodo quando abbiamo notato che le attività muscolari e cardiache sono entrambe rappresentate da segnali elettrici simili ai segnali extracellulari del cervello. Abbiamo quindi considerato che tutti i segnali possono essere registrati da un unico dispositivo di registrazione multicanale. Per iniziare, preparare un array di microdrive standard per le registrazioni LFP corticali.Lasciare aperti almeno sei fori metallici su una scheda di interfaccia degli elettrodi per i canali di segnalazione. Quindi, crea sei lunghezze di cinque centimetri di filo Bioflex per trasportare i segnali. Staccare circa cinque millimetri di rivestimento in PFTE su entrambe le estremità.Quindi, collega un filo a ciascun foro metallico nella scheda utilizzando uno spillo d'oro. Quindi, crea due lunghezze di cinque centimetri di filo smaltato e saldali ai due canali di terra/riferimento sulla scheda. Per realizzare gli elettrodi ECG, tagliare due lunghezze di filo Bioflex da 16 centimetri e staccare 0,5 millimetri di rivestimento da un'estremità e 15 millimetri di rivestimento dall'altra estremità.Quindi, formare ogni sezione lunga spogliata in un cerchio di due millimetri di diametro e fissare l'anello con la saldatura. Per realizzare gli elettrodi EMG, tagliare due lunghezze di otto centimetri di filo Bioflex e staccare circa cinque millimetri di rivestimento da entrambe le estremità. Per realizzare gli elettrodi BR, tagliare due lunghezze di sei centimetri di filo Bioflex e staccare circa cinque millimetri di rivestimento da entrambe le estremità di ciascun filo.Per ciascuno dei due elettrodi BR, saldare un'estremità di ciascun filo alla testa di una vite in acciaio inossidabile. Per realizzare gli elettrodi di terra/di riferimento, tagliare due lunghezze di sei centimetri di filo smaltato. Per ciascuno dei due elettrodi di riferimento di terra, saldare un'estremità del filo a una vite leggermente più grande.Ora sterilizza tutti gli elettrodi e poi maneggiali in condizioni sterili. Per iniziare, fissa un ratto anestetizzato sulla schiena su un termoforo piatto. Fornire buprenorfina come analgesico e applicare un unguento oftalmico per prevenire la secchezza.Successivamente, pulire il petto e il collo con scrub alternati di etanolo al 70% e betadina. Quindi, drappeggia l'animale per lasciare scoperta solo la zona del torace. Innanzitutto, impiantare gli elettrodi ECG.Inizia con un'incisione di due centimetri nell'area toracica mediale. Quindi, esporre i muscoli intercostali separando i muscoli del torace. Ora, sutura gli anelli degli elettrodi ECG ai muscoli intercostali.Fallo in modo che gli elettrodi siano molto sicuri e ci sia un alto rapporto segnale/rumore. Quindi, praticare un'incisione di un centimetro nell'area dorsale del collo e incanalare gli elettrodi ECG per via sottocutanea fino all'incisione, lasciando un allentamento del filo sotto la pelle per ridurre al minimo lo stress fisico sull'elettrodo. Quindi, la sutura ha chiuso l'incisione toracica.Quindi, riposiziona e fissa l'animale per collegare gli elettrodi EMG. Inserire un'estremità di ciascun elettrodo per via sottocutanea di circa un centimetro nell'incisione del collo e nei muscoli del collo. Quindi, sutura questi elettrodi in posizione.Dopo l'impianto di elettrodi, fissare il ratto a un dispositivo stereotassico. Quindi, radere e pulire il cranio e iniziare l'impianto dell'array con un'incisione di tre centimetri lungo la linea mediana dal punto tra gli occhi al collo. Usando un trapano ad alta velocità, fai un paio di craniotomie circolari tra 0,7 e 1,0 millimetri di diametro sopra il bulbo olfattivo, che è 11,0 millimetri anteriormente e un millimetro bilaterale al bregma.Quindi, impiantare i due elettrodi BR abbastanza in profondità da consentire alle punte delle viti di entrare in contatto con il cervello, che è profondo circa due millimetri. Utilizzare tra i sei e gli otto giri completi della vite. Successivamente, fai un altro paio di craniotomie sopra la corteccia frontale, 2,7 millimetri anteriormente e 2,7 millimetri bilaterali al bregma.In questi fori, fissare i due elettrodi di massa/di riferimento in modo che entrino in contatto con il cervello a circa 1,6 millimetri di profondità. Questo richiede da quattro a cinque giri completi della vite. Ora, pianifica una craniotomia circolare di grandi dimensioni con un diametro di circa 2,0 millimetri sopra l'ippocampo, 3,8 millimetri posteriormente e 2,5 millimetri bilateralmente al bregma.Quindi, fai da sei a otto fori da 1,0 millimetri nell'area che circonderà la craniotomia. In ciascuno di questi fori, impiantare le viti di ancoraggio. Quindi, eseguire la craniotomia pianificata tra le viti.Sopra il foro grande, posizionare l'array di micro-drive integrativo in modo che la punta della cannula si trovi appena sopra la craniotomia grande. Riempi lo spazio tra la punta della cannula e la superficie del cervello con circa 100 microlitri di resina epossidica bicomponente. Nei prossimi cinque minuti, lasciare che la miscela si trasformi in un gel trasparente.Quindi, coprire la cannula, gli elettrodi BR, gli elettrodi di terra/di riferimento e le viti di ancoraggio con cemento dentale. Applicare circa cinque millimetri di cemento senza coprire le estremità aperte degli elettrodi BR o di terra/di riferimento. Ora, salda tutte le estremità aperte degli elettrodi nel punto in cui si collegano alla scheda.Quindi, coprire la parte inferiore dell'array di microazionamenti integrativi e tutti i fili degli elettrodi con cemento dentale. È importante coprire completamente i fili degli elettrodi in modo che il ratto non possa graffiarli dopo l'impianto. Ora, permetti al topo di riprendersi.Dopo aver riacquistato conoscenza sufficiente per mantenere la decubito sternale, ospitalo da solo senza compagni di gabbia e dagli libero accesso a cibo e acqua. Dopo l'intervento chirurgico, far avanzare gradualmente i tetrodi facendo avanzare le viti ogni giorno. Una volta che i tetrodi sono adiacenti alle aree cerebrali bersaglio, lasciali riposare per diversi giorni, durante i quali i segnali si stabilizzeranno.Utilizzando i metodi descritti, i segnali bioelettrici provenienti dal cervello, dal cuore, dai polmoni e dai muscoli scheletrici possono essere catturati simultaneamente e correlati. Ad esempio, un ratto che si muove liberamente e che subisce un comportamento di foraggiamento fornisce un set di dati con transizioni tra lo stato attivo e quello di riposo. Uno spettro di potenza è stato calcolato da una traccia di LFP ippocampale utilizzando l'analisi wavelet.Il segnale BR registrato dalla superficie del bulbo olfattivo è stato utilizzato per stimare approssimativamente i cambiamenti relativi nelle frequenze respiratorie, come quelli che si verificano durante il comportamento esplorativo di sniffing. Una volta padroneggiata, questa tecnica può essere eseguita in tre ore se eseguita correttamente. Dopo il suo sviluppo, questa tecnica ha aperto la strada ai ricercatori nel campo delle neuroscienze per esplorare la relazione tra gli organi centrali e periferici con un'alta risoluzione temporale nei roditori.

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Abbiamo sviluppato un metodo per il controllo simultaneo risonanza magnetica funzionale e la registrazione elettrofisiologica del cervello dei roditori, fornendo una piattaforma per l'indagine del rapporto tra attività neurale e il livello di ossigenazione blood dipendente (BOLD) segnale RM.

FMRI simultanea ed Elettrofisiologia nel cervello roditori

Questo video mostra la procedura dettagliata per preparare un ratto anestetizzato per registrazioni elettrofisiologiche dell'attività cerebrale da più siti. Il cuoio capelluto viene sezionato per accedere al cranio e vengono praticati dei fori in punti precisi per installare e fissare gli elettrodi. Gli elettrodi a microfilo di tungsteno vengono quindi inseriti nella posizione mirata per registrare i dati.

Registrazioni elettrofisiologiche in vivo di attività cerebrali da più siti nei ratti

Il video mostra la registrazione elettrofisiologica simultanea da più regioni cerebrali in un ratto utilizzando un array di micro-drive integrativo. Gli elettrodi di registrazione sono posizionati nel bulbo olfattivo, gli elettrodi di riferimento nella corteccia frontale e gli elettrodi array di micro-drive nell'ippocampo. Il ratto può foraggiare liberamente e la registrazione simultanea da tutti gli elettrodi impiantati viene registrata utilizzando l'array.

Un metodo di array di micro-drive per la registrazione elettrofisiologica da più regioni cerebrali

Questo video mostra la procedura per le registrazioni simultanee di elettroencefalografia co-localizzata (EEG) e potenziali di campo locale (LFP) in un ratto anestetizzato. Il processo prevede la preparazione del ratto e l'applicazione di elettrodi stimolanti ai suoi cuscinetti di baffi. Un elettrodo a ragno EEG viene posizionato sul cranio del ratto per le misurazioni EEG di superficie. Allo stesso tempo, un microelettrodo multicanale viene inserito in una specifica regione del cervello...

Registrazioni elettroencefalografiche concomitanti e di potenziale di campo locale in un ratto anestetizzato

Il video mostra la registrazione dei segnali dell'elettroencefalogramma (EEG) da cuccioli di ratto indotti da convulsioni. Prendiamo un cucciolo che si muove liberamente impiantato con elettrodi collegati a un sistema di acquisizione dati. Una neurotossina viene somministrata per indurre crisi epilettiche e l'attività di scoppio elettrico risultante viene monitorata utilizzando il segnale EEG.

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Qui introduciamo una nuova tecnica per la registrazione dell'elettroencefalografia (EEG) nei cuccioli epilettici neonatali liberi e descrivere le sue procedure, le sue caratteristiche e le sue applicazioni. Questo metodo consente di registrare EEG per più di una settimana.

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Questo protocollo descrive un metodo semplice per la registrazione simultanea di co-localizzato l'elettroencefalografia (EEG) e multi-laminare locale campo potenziale in un ratto anestetizzato. Un foro della bava nel cranio per l'inserimento di un microelettrodo è indicato per produrre distorsione trascurabile del segnale EEG.

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Qui, descriviamo una configurazione per la registrazione simultanea di elettrocardiografia e pressione sanguigna intra-arteriosa (BP) in ratti sperimentali, che possono essere fatto con attrezzatura standard in strutture per animali e possono essere applicati a fisiologiche o farmacologiche studi per studiare i meccanismi patogeni o terapeutici nella medicina cardiovascolare.

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Impara a registrare simultaneamente potenziali di campo locale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e segnali respiratori in ratti liberamente mobili. Questo metodo integrato semplifica l'analisi dei dati e riduce i costi sperimentali.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente (Video) | JoVE Journal

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

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