Summary
Cet ouvrage présente la méthodologie d’application haute échographie axés sur l’intensité pour bloquer les potentiels d’action des nerfs neuropathiques diabétiques.
Abstract
Bloc de conduction du nerf avec un transducteur à ultrasons haute d’axés sur l’intensité (HIFU) a été réalisée récemment dans des modèles animaux normaux et diabétiques. HIFU peut bloquer réversible de la conduction des nerfs périphériques sans endommager les nerfs tout en utilisant un paramètre approprié à ultrasons. Bloc temporaire et partiel des potentiels d’action des nerfs montre que HIFU a le potentiel pour être un traitement clinique utile pour soulager la douleur. Ce travail démontre les procédures permettant de supprimer les potentiels d’action des nerfs neuropathiques dans les rats diabétiques in vivo à l’aide d’un transducteur HIFU. La première étape consiste à générer des rats mâles adultes de neuropathiques diabétiques par injection de streptozotocine (STZ). La deuxième étape consiste à évaluer la neuropathie périphérique diabétique chez les rats rendus diabétiques par STZ par une sonde électronique de von Frey et une plaque chauffante. L’étape finale consiste à enregistrer en vivo extracellulaire potentiels d’action du nerf exposés à sonication HIFU. La méthode a montré ici peut-être bénéficier de l’étude des applications analgésique d’ultrasons.
Introduction
Médicaments par voie orale, l’acupuncture1, et de la stimulation nerveuse électrique2 ont été utilisés pour le traitement de polyneuropathie diabétique douloureuse. Cependant, les effets secondaires des médicaments par voie orale, opération invasive de l’acupuncture et la stimulation électrique des nerfs entravent l’efficacité thérapeutique et l’adhérence du patient. Bloc d’échographie des nerfs périphériques dans des modèles animaux a été étudiée pendant des décennies,3,4,5. La conduction de in vitro de nerfs sciatiques de la grande grenouille verte est inhibée de façon réversible après le traitement de 10 à 20 pulsations de l’exposition aux ultrasons pour 0,4 - 1,0 s6. Un facteur de bloquer la conduction nerveuse est l’élévation de température induite par ultrasons7. Pour les patients avec polyneuropathie, la suppression des potentiels d’action composé de muscle (CMAPs) a été effectuée dans le nerf péronier exposé à des ultrasons de faible intensité pour 2 min8. Le temps de récupération complète était moins de 5 min.
Récemment, l’alimentation et la Drug Administration des États-Unis a approuvé HIFU comme un traitement non invasif des fibromes utérins9, palliations des douleurs des os métastases10et11de la cancer de la prostate. Un transducteur HIFU émet des faisceaux acoustiques en dehors du corps, et les poutres transmettront dans divers milieux de tissu et convergent vers la tumeur cible au foyer. La zone focale est immédiatement formée pour générer des effets localisés sur les tumeurs de cible sans endommager les tissus environnants. HIFU a également été appliquée pour inhiber la conduction nerveuse ou provoquer une dénervation du nerf dans des expériences in vivo de normale de rats Sprague-Dawley (SD)12. En outre, les effets à court et à long terme de HIFU neuropathique nerfs ont été étudiés13. Les résultats précédents ont montré que le bloc permanent ou réversible de la conduction nerveuse sensorielle pourrait être atteint par HIFU avec les paramètres appropriés. Outre les applications analgésiques, HIFU peut-être servir comme un outil pour étudier la contribution relative des composants centraux et périphériques au blocage de la conduction nerveuse pour la recherche fondamentale de la neurologie et le développement de médicaments contre la douleur. Donc, il faut une HIFU blocage plate-forme technologique spécifique des nerfs périphériques dans des modèles animaux. Le but de cet article est de démontrer les procédures pour partiellement ou complètement bloquer les potentiels d’action des nerfs périphériques chez les rats diabétiques neuropathiques par HIFU. Modèles de rat diabétique et l’évaluation des symptômes neuropathiques périphériques ont été mis en place. Une plate-forme HIFU et processus expérimentaux spécifiques pour traiter les nerfs sciatiques rat sont présentés.
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Protocol
the Institutional Animal Care et utilisation Comité des instituts nationaux de recherche santé de Taïwan a approuvé tous les protocoles animales.
1. induction de modèle diabétique en mâles adultes Sprague - Dawley (SD) Rats
- boulettes rat Retirez la cage à rats SD rapide mâles (300-350 g) pendant 6 h avant l’induction de STZ. Tampon
- Prepare citrate de sodium (0,1 M, pH 4,5).
- Monohydrate de dissoudre 1,05 g d’acide citrique (C 6 H 8 O 7 · H 2 O ; mol en poids 210.14) dans 50 mL d’eau pour faire une solution d’acide citrique 0,1 M distillée.
- Dissoudre 1,47 g citrate trisodique dihydraté (C 8 H 5 O 7 Na 3 · 2 H 2 O ; mol en poids 294.12) dans 50 mL d’eau pour faire une solution de citrate de sodium 0,1 M distillée.
- Ajouter 25 mL de solution de l’acide citrique à 25 mL de solution de citrate de sodium. Surveiller le pH de tampon citrate de sodium (pH 4,5) en utilisant un testeur de pH.
Remarque : La mémoire tampon est fait isotonique par addition d’un volume approprié de solution de citrate de sodium 0,1 M.
- STZ dissoudre dans un tampon citrate de sodium 0,1 M à céder un 50 mg/mL solution STZ.
Remarque : La solution STZ est sensible à la lumière, par conséquent, couvrir la solution STZ avec du papier aluminium et utiliser dans 15-20 min. - Dessiner la solution STZ de 50 mg/kg dans une seringue d’insuline ou de tuberculine 1 mL avec aiguille de calibre 26 à 28. nettoyer le site d’injection avec un tampon à l’éthanol et par voie intrapéritonéale injecter la solution STZ dans le quadrant inférieur droit de l’abdomen pour éviter d’endommager organes abdominaux.
- Fournir des rats avec de l’eau de 10 % de sucrose comme source unique de l’eau pendant 48 h après l’injection de STZ pour prévenir l’hypoglycémie.
2. confirmation du diabète chez les Rats par STZ
- surveiller la concentration de glucose plasmatique jeûne de tous les rats injectés par STZ après 72 h avec un lecteur de glycémie.
- Rapide des rats rendus diabétiques par STZ pendant 15 h avant de mesurer le jeûne sang glycémie.
- Empêcher les rats dans un sac de retenue et d’exposer les queues pour la collecte de sang pendant les mesures glycémiques.
- Utilisez une lancette de sang pour piquer la pointe de la queue pour obtenir une petite goutte de sang. Placez la goutte de sang sur une bandelette de test de glycémie. Enregistrer la glycémie à jeun.
Remarque : Le lecteur de glycémie détecte et affiche le niveau de glucose sanguin en unités de mg/dL. Exclure les rats à jeun de la glycémie inférieure à 150 mg/dL après 2 semaines de STZ-induction.
3. Évaluation de la neuropathie diabétique périphérique chez les Rats diabétiques
- évaluer l’allodynie mécanique avec électronique von Frey.
- Habituer par la STZ rats diabétiques dans une cage sur un plancher de treillis métallique de diamètre 1 cm pendant 30 min avant d’évaluer la biche patte réponse retrait.
- Utiliser une sonde électronique de von Frey avec pointe rigide (0,8 mm de diamètre) pour appliquer manuellement une pression sur la surface plantaire de la patte arrière des rats et augmenter progressivement la pression jusqu'à ce qu’on voit une réaction de retrait patte.
- Enregistrer la pression qui indique sur le système et recommencez la mesure 5 fois par rat, avec un intervalle de 30 s entre chaque mesure.
- Évaluer l’hyperalgésie thermique avec une plaque chauffante.
- S’habituer les rats rendus diabétiques par STZ sur la plaque chauffante (24 ± 0,5 ° C) pendant 10 min avant d’évaluer la réponse de douleur.
- Enlever et remettre les rats dans leurs cages après accoutumance, faire chauffer la plaque chauffante et maintenir la plaque de cuisson ' s température à 55 ± 0,5 ° C.
- Placer le rat sur la plaque de cuisson chauffée tout en démarrant simultanément le minuteur.
- Lorsque le rat présente des comportements distincts, tels que lécher la biche patte ou anormalement pichenette la hind patte, arrête la minuterie et enregistre le temps de latence retrait.
Remarque : Si un rat n’exprime pas de comportements distincts après 20 s (temps de coupure 20 s), mettre fin à l’essai de plaque de cuisson et retirez le rat de la plaque chauffante.
4. In Vivo Blocage de la Conduction avec la sonde HIFU de nerf
Remarque : l’expérience in vivo commence sur semaine 5 après injection de STZ de 50 mg/kg.
- Perform animaux procédures avant que le blocage des CMAPs avec sonication HIFU.
- Stériliser les instruments chirurgicaux (bistouri, ciseaux, pinces et verre crochet) dans un autoclave avant la chirurgie.
- Anesthésier les rats avec une injection intrapéritonéale de tiletamine/zolazepam mélange (40 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg) ou par inhalation de 1,75 % d’isoflurane via vaporisateur isoflurane. Placez les rats sur un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle.
- Placer les rats pour la chirurgie en décubitus ventral. Appliquer la pommade ophtalmique. Étendez la jambe du rat et pincer la surface plantaire du pied avec vos ongles pour vérifier la profondeur de l’anesthésie. Si les rats montrent des réponses de retrait, appliquer une anesthésie supplémentaire.
- Enlever les poils de la cuisse et abaisser l’arrière de rats avec une tondeuse électrique. Appliquer l’iode liquide avec une gaze propre au site chirurgical et déplacer circulairement la gaze à l’extérieur du site chirurgical. Utilisez un tampon d’alcool pour essuyer l’iode liquide avec le même mouvement circulaire. Cette expérience est réalisée sur le site gauche et droite chirurgical. Répétez la procédure à l’autre site chirurgical quand effectuer l’étape suivante de la procédure.
- Utiliser un ciseaux chirurgicaux stériles ou scalpel à pratiquer une incision de la peau à la dorsale de la cuisse. Utiliser des ciseaux chirurgicaux émoussés soigneusement séparer les tissus sous la peau et garantir la peau avec peau crochets. fémur peut être vus dans les muscles.
- Utiliser les ciseaux pour séparer soigneusement les muscles parallèles au fémur jusqu'à ce que les fibres de nerf sciatique mi-cuisse qui sont incorporés dans les muscles sont visibles. Soigneusement utiliser un crochet de verre pour séparer le nerf sciatique de la mi-cuisse des tissus conjonctifs environnants et muscles.
- Positionner le nerf sciatique dans la zone focale HIFU à l’aide d’un fixateur de nerf sur mesure ( Figure 1 et Figure 3).
Remarque : Le fixateur de nerf sur mesure se compose de 3 éléments ( Figure 3). Tous les composants sont faits de transparent polyméthacrylate de méthyle (PMMA). Le filet extérieur de la structure supérieure du composant I est de 2,5 mm de hauteur et M10XP0.7 ( Figure 4 a). Le puits central est un 4,0 mm de diamètre trou grâce à composante je. L’ouverture inférieure du puits est scellé par une feuille de ruban. Le diamètre de la rainure est de 1,2 mm et la distance entre le plan médian de la fente et la surface supérieure du composant I est 3,1 mm. volet II se compose d’un corps principal, quatre pattes et la structure du fond ( Figure 4 b). Le taraudage de la structure du fond est de 2,5 mm de hauteur et M10XP0.7 pour tenir le filet extérieur de composant j’ai. Le diamètre du trou central est la même que la loge centrale du composant j’ai. Les dimensions du corps principal sont de 32 mm de diamètre et 5,4 mm d’épaisseur. Quatre pattes sont déployés symétriquement. Deux pattes courtes identiques sont conçus pour l’alignement et deux longues jambes identiques fonctionnent pour accrocher sur le volet III. Le diamètre extérieur et la hauteur du volet III sont de 41 mm et 9,2 mm. Le taraudage est M36XP1.0 et le trou est de 27,5 mm de diamètre (< forte classe = « xfig »> Figure 4). Le cône est un cône creux avec l’ouverture de 84 mm de diamètre et l’ouverture inférieure de 27,5 mm de diamètre. La hauteur est de 57,5 mm ( Figure 5 a).- Avant l’expérience, faire tremper le fixateur de nerf acrylique sur mesure dans l’eau de Javel-solution pendant 30 à 60 min, suivie par trempage dans l’eau stérile.
- À l’aide d’un crochet de verre, soulevez le nerf soigneusement et le mettre dans la fente du composant I.
- Composant de vis II à composante I. remplissage central ainsi du composant I sonnerie ' solution s à ultrasons préservation de propagation et du système nerveux.
- Vis volet III au cône de logement de l’HIFU. La composante III de quai avec composante II à travers les quatre pieds du volet II.
Remarque : Le centre géométrique de trois composantes et le capteur sont alignés. La distance entre le nerf et le transducteur est égale à la distance focale, ce qui garantit le nerf à l’intérieur de la zone focale HIFU.
- Insérez une paire d’aiguilles d’acupuncture dans l’origine du nerf sciatique et l’autre paire dans le muscle gastrocnémien. Connectez chaque paire d’aiguilles au système d’acquisition électrophysiologie grâce à un câble électrique coaxial ( Figure 1).
Remarque : Sur une des extrémités du câble sont deux pinces crocodiles pour écrêter les deux aiguilles séparément et sur l’autre extrémité du câble est un connecteur BNC pour relier le système. Les paires d’aiguilles d’acupuncture travaillent comme électrodes stimulants le nerf sciatique et les électrodes d’enregistrement dans le muscle gastrocnémien.- Définie la fréquence d’échantillonnage et la bande passante du système d’acquisition de l’électrophysiologie de 50 et 70 Hz à 3 kHz, respectivement. Appliquer un stimulus précité maximale avec une largeur d’impulsion de 0,1 ms aux électrodes stimulants à l’origine du nerf sciatique.
- Enregistrer les CMAPs des électrodes enregistrement et amplifier les CMAPs avec l’amplificateur intégré dans le système d’acquisition de l’électrophysiologie.
Remarque : Utilisez l’amplificateur intégré dans le système d’acquisition électrophysiologie pour amplifier les signaux de nerf et d’enregistrer les CMAPs depuis les électrodes d’enregistrement avec le système d’acquisition de l’électrophysiologie.
- Utiliser un transducteur HIFU 2,68 MHz commercial afin de supprimer les CMAPs chez les rats diabétiques neuropathiques.
Remarque : Les spécifications du capteur sont décrites comme suit : un seul élément bol sphérique avec diamètre d’ouverture de 6 cm et la longueur focale de 5 cm et une zone focale ellipsoïde de 4 mm de profondeur et 0. 8 mm de largeur en champ libre.- Plonger le cône sphérique, la sonde HIFU et le cône couvert dans le réservoir rempli d’eau dégazée. Mettre la sonde HIFU dans le cône sphérique et fixer le couvercle du cône à l’ouverture supérieure du cône sphérique par 6 vis à tête ( Figure 5 b). Après que les bulles dans le cône sphérique sont expulsés naturellement en raison de la faible densité de bulles comparé à l’eau, fermer l’ouverture frontal du cône par un ruban épais transparent de 0,03 mm. La composante III de vis sur le cône sphérique.
- Sortir la sonde HIFU avec le cône sphérique et le volet III du réservoir d’eau dégazée.
Remarque : L’eau d’osmose inverse utilisée dans l’étude est de l’eau purifiée par le procédé d’osmose inverse. L’eau par osmose inverse est bouillie pour expulser les gaz. Après refroidissement, l’eau dégazée est obtenue dans une cuve scellée individuelle.
- Mettre composant j’ai dans l’espace entre le nerf et le muscle avec soin et positionner le nerf à l’écart des étapes d’i. effectuer composant 4.2.3 et 4.2.4 pour s’assurer que le nerf est à l’intérieur de la zone focale de l’HIFU ( Figure 3 < / forte >).
- Link un générateur de fonction et un amplificateur de puissance de radiofréquence. Connectez l’amplificateur de puissance à la sonde HIFU pour la génération du faisceau HIFU. Définissez manuellement la tension nominale de l’appareil à l’HIFU transducteur via l’amplificateur de puissance. Une fois que le temps d’exposition HIFU est terminé, éteindre manuellement le générateur de fonctions. Observer le temps à l’aide d’une minuterie.
Remarque : L’intensité et l’énergie du faisceau HIFU utilisée dans cette étude sont 2 810 W/cm 2 et 84 J/mm 2, respectivement. - Livrer en même temps, la stimulation via le système d’acquisition de l’électrophysiologie (étape 4.3) et le faisceau HIFU via système HIFU (étape 4.6) du nerf sciatique alors qu’il enregistrait les CMAPs. Augmentez l’exposition HIFU sur le nerf sciatique de 3 s, 5 s à 8 s jusqu'à ce que la diminution ou l’inhibition de l’amplitude des CMAPs est observée.
- Enregistrement des CMAPs une fois par seconde lors de la livraison de l’HIFU faisceau. Après avoir observé la variation de l’amplitude des CMAPs, éteignez le système HIFU et manuellement, cliquez sur l’icône Enregistrer sur le logiciel d’acquisition électrophysiologie à enregistrement CMAPs toutes les 2 min dans le début 10 min, toutes les 5 min dans les 30 minutes consécutives et toutes les 10 min dans la dernière phase de la durée d’enregistrement jusqu'à 2 h.
- Composant séparé II et III du fixateur nerf ( Figure 3) pour retirer la sonde HIFU provenant du site d’incision. Composant séparé II et j’ai pour libérer le nerf sciatique sécurisé. Suture opératoire du rat diabétique par des sutures de catgut chromique de 4-0 après avoir enregistré les CMAPs. Appliquez iode liquide sur le site chirurgical pour prévenir l’infection.
- Placer des cages sur le coussin chauffant et laisser les rats récupérer dans leurs cages avant de les retourner à l’animalerie. Fournir les rats avec l’ibuprofène dans l’eau potable pour 3 jours ou par injection intrapéritonéale de la buprénorphine (0,05 - 0,1 mg/kg).
- Insérer des électrodes stimulants et d’enregistrement à l’origine du nerf sciatique et les muscles gastrocnémiens de rats anesthésiés de neuropathiques diabétiques comme décrit aux points 4.1.2 et 4.3 7, 14 et 28 jours après la sonication HIFU initiale. Répétez les étapes 4.3.1 à 4.3.2.
- Placer des cages sur le coussin chauffant et laisser les rats récupérer dans leurs cages avant de déplacer la cage à l’animalerie.
- Euthanasier les rats après l’expérience. Place le rat dans une chambre de dioxyde de carbone. Attendre environ 5 min pour les rats d’arrêter de respirer. Veiller à ce que le cœur a cessé de battre.
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Representative Results
L’étude in vivo a montré que, avec une dose HIFU de sonication de 3 s à une intensité de 2 810 W/cm2, les CMAPs ont été supprimées par 20 % du niveau de référence, mais ils ont été complètement récupérés après 30 min (Figure 2 a, diamants) et étaient presque constante dans la période de 28 jours (Figure 2 b, diamants). Pour l’exposition HIFU 5 s à la même intensité, les CMAPs a diminué à 65,4 % (9,5 %) du niveau de référence à 4 min et récupéré à 73,7 % (12,6 %) du niveau de référence de 120 min (Figure 2 a, carrés). Les CMAPs n’a retourné aux niveaux de base, jusqu’au jour 14 (Figure 2 b, carrés). Lorsque le temps de sonication HIFU a été augmentée à 8 s en vertu de la même intensité, les CMAPs étaient réduits à 26,0 % (14,1 %) de ligne de base à 4 min (Figure 2 a, triangles), mais a augmenté à 38,0 % (12,0 %) du niveau de référence à 120 min et progressivement portés à 74 % du niveau de référence par jour 28 (figure 2 b, triangles). Voir Lee, Y.F.,13 pour plus de détails.
Figure 1 : Le montage expérimental pour In Vivo Bloc de Conduction du nerf avec une forte intensité porté par ultrasons (HIFU). (A) un cône sphérique acrylique sur mesure qui est rempli de l’eau osmosée dégazée a été combiné avec le fixateur de nerf pour s’assurer que le transducteur de la zone focale de HIFU était dans le plan focal des nerfs. (B) stimulant et électrodes d’enregistrement sont indiquées sur la figure. Le fixateur de nerf positionné le nerf sciatique dans le plan focal du faisceau HIFU. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Les réponses des CMAPs dans In Vivo Des Rats neuropathiques diabétiques après 3 s, 5 s et 8 s de la Sonication HIFU. (A) les méandres temporels des CMAPs pendant l’enregistrement du jour 1. Après 3 s, 5 s et 8 s de la sonication HIFU, les CMAPs ont diminué au cours des premières min 10 et récupéré après 120 min. (B) les méandres temporels des CMAPs au cours de l’enregistrement des journées de 7, 14 et 28. Les CMAPs entièrement récupérés par jour 03:14 s et 5 s HIFU la sonication le jour 1 et partiellement accrue par jour 08:28 sonication HIFU s. Diamants : 3 s de la sonication HIFU, carrés : 5 s de sonication HIFU et triangles : 8 s de la sonication HIFU. n = 6 pour chaque paramètre HIFU. * Sensiblement différent du jour 1. Les données sont exprimées en médiane (plage), où la barre d’erreur représente la moitié de l’aire de répartition. Ce chiffre a été modifié de Lee, Y.F., 201513. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Le processus de montage afin d’assurer le nerf sciatique, point chaud HIFU. (A) les trois étapes de montage sont indiquées : (1) régler soigneusement le nerf dans la fente du volet I, (2) assembler composant II et I, (3) insérer le frontal du volet III avec la structure de cône de sonde HIFU dans volet II. (B) un dessin schématique de la sonde HIFU intégré avec le nerf de rat. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Les dessins des composants I (A), II (B) et III (C). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Les dessins du cône sphérique (A) et le cône couvrent b. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Suppression partielle et temporaire de l’action potentials des nerfs de rats diabétiques en vivo neuropathiques et présence instantanée de l’effet de blocage après traitement HIFU, que tous deux ont été observés. L’étude complémentaire de 28 jours sur CMAPs a démontré qu’un blocus sécuritaire de la conduction nerveuse pourrait être effectué dans une exposition HIFU appropriée. En conséquence, le protocole précité du traitement HIFU peut fournir une solution alternative pour le bloc réversible de la conduction des nerfs sciatique chez le rat diabétique.
Dans cette méthode, il n’y a aucune dégénérescence neuronale et les nerfs sensitifs peuvent recouvrer complètement pendant des heures à plusieurs jours en nerf doux blessures14. Pour des blessures graves, le cours temporel de récupération sensorielle prend généralement plusieurs mois, si elle se produit à tous. En outre, les fibres neuronales périphériques se régénèrent plus complètement quand l’endoneural tubes et la cellule de Schwann lame basale sont intactes après écrasement lésions15. Par conséquent, nous concluons que l’HIFU causé des lésions des nerfs doux mais réversible pour le cas parce que les CMAPs supprimés après le traitement HIFU retourné au niveau de référence au fil du temps. Pour les lésions des nerfs sévère, les CMAPs récupéré seulement partiellement, même après 28 jours.
La technique de cette étude fournissait une plate-forme expérimentale pour étude animale d’effets HIFU sur les nerfs périphériques avant l’étude clinique. La zone de focal HIFU peut viser précisément le nerf de la cible en raison des éléments structuraux et le protocole développé dans cette étude, qui a résolu le problème précédent de positionnement. Sans compter que le nerf normal, l’HIFU blocage technique peut être appliquée aussi au nerf malade. Cependant, les limites de la technique actuelle comprennent le manque de surveillance (menant à dommage du tissu environnant), de la température et le court blocage effet, bien que la répétition de l’exposition HIFU peut prolonger l’analgésie. Pour traduire l’HIFU blocage technique pour les essais cliniques, une orientation non invasive de la zone focale HIFU est nécessaire, comme l’échographie ou l’IRM, pour identifier la position du tissu cible et surveiller la température en temps réel.
Le résultat de médicaments oraux existants dans seulement une personne sur quatre patients avec des expériences de plus de 50 % la douleur neuropathique soulagement de la douleur et présentent plusieurs effets secondaires importants tels que la somnolence, des étourdissements et la somnolence16. Modalités physiques sont développées pour je l’espère améliorer efficacité analgésique comme l’acupuncture, les stimulations électriques et magnétiques. Cependant, l’efficacité de l’acupuncture s’appuie fortement sur l’expérience du clinicien, et la procédure est invasive. L’efficacité de la stimulation électrique non invasive ou stimulation magnétique est environ 40 % pour la liberté de la douleur à 2 h. Les deux stimulations ne se concentrent pas sur le site local, qui produit certains effets indésirables17. Par conséquent, pour satisfaire des besoins non satisfaits cliniques pour soulager la douleur périphérique, l’HIFU blocage technique est un outil prometteur en raison de l’efficacité instantanée, effet réversible, physiothérapie, traitement non invasif et maison-utilisation potentielle.
Il est essentiel de viser la zone focale HIFU dans le nerf sciatique avec précision. La figure 3 illustre la procédure schématique pour positionner le nerf dans la zone focale. La première étape consiste à utiliser un crochet de verre pour soulever légèrement le nerf sciatique et mis dans la composante I ci-dessous le nerf et puis posez le nerf dans la fente du composant I (Figure 3 a). Le nerf passe le site central du composant I à la première étape. La deuxième étape consiste à assembler la composante II avec composant j’ai via la structure du bouchon à vis. L’assemblage de composants I et II est le fixateur de nerf illustré à la Figure 2 b. Volet II joue le rôle de relier les composants I et III. Avant d’y incorporer des volets II et III, ils sont remplis avec une solution de Ringer pour transmettre les ultrasons et préserver le nerf de dégazage. La dernière étape consiste à insérer composant III structure frontale de l’attelage de cône de sonde HIFU en composante II. Deux paires de piliers de longue et courtes souples du volet II fournissent une force fixation suffisante. Assemblage de composants, II et III est conçu basé sur le principe de la mortaise-tenon, qui permet de garantir que le point central des trois composantes est dans l’axe. La distance focale de la sonde HIFU est égale à la distance entre le point central de la sonde et le point central du composant j’ai. Ainsi, le nerf est certainement à l’intérieur de la zone focale, qui est un ellipsoïde avec une largeur de 0,8 mm et une profondeur de 4 mm.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
L’étude a été soutenue par le ministère de la Science et technologie (projet plus 105-2221-E-400-001) et les instituts nationaux de recherche santé (projet BN-105-PP-10) à Taiwan.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| streptozotocin | Sigma | 85882 | |
| citric acid monohydrate | Sigma | C1909 | |
| trisodium citrate dihydrate | Sigma | W302600 | |
| glucose meters | Roche Accu-Check Active | GC | |
| electronic von Frey device | IITC Life Science | 2390 | |
| hot plate | IITC Life Science | ||
| Biopac MP36 acquisition system | Biopac Systems, Inc. | ||
| HIFU transducer | Sonic Concepts | H108 | |
| function generator | Agilent | 33250A | |
| power amplifier | Electronics & Innovation | 1040L | |
| Rats | Biolasco taiwan | Sprague-Dawley | |
| Puralube vet ointment | Dechra | ||
| isoflurane vaporizer | Parkland Scientific | V3000PS | |
| Isoflurance | Attane | ||
| Restraint bag (Decapicones) | Braintree Scientific | DC 200 |
References
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