使用胎儿肠道有机体在体外重述吸吮到发胶过渡

Summary

该协议描述了如何使用小鼠晚期胎儿肠道器官在体外模拟吸吮到发乳过渡，培养30天。

Abstract

在吸吮期结束时，许多哺乳动物物种在肠道上皮发生重大变化，与消化固体食物的能力有关。这个过程被称为吸吮到脱异的过渡，导致新生儿上皮与成人上皮的替换，这与代谢和形态调整齐头并进。这些复杂的发育变化是肠道上皮细胞固有的遗传程序的结果，但在某种程度上，可以由外在因素调节。小鼠原发性肠道上皮细胞从胎儿期晚期延长培养，在体外重述吸乳到脱脂过渡。在这里，我们描述了小鼠胎儿肠道器官培养的详细方案，最适合在体外模拟这一过程。我们描述了几种有用的检测，旨在监测与吸吮到乳化过渡相关的肠道功能随时间的变化。此外，我们还包括一个能够影响体内吸乳到切除过渡的外在因子的例子，作为调节吸吮到切除体转换时间的表示。这种体外方法可用于研究吸乳到乳除过渡的分子机制以及这一过程的调制器。重要的是，在研究中，用这种体外模型取代in活体模型有助于改进动物实验，并可能减少使用动物来研究肠道成熟过程。

Introduction

在许多哺乳动物物种，包括小鼠和男性，新生儿肠道有几个特征，不同于完全成熟的肠道上皮。这些功能有助于新生儿肠细胞消化和吸收含有高脂肪和低碳水化合物的牛奶，以乳糖为主要碳水化合物。新生儿肠道上皮细胞的刷边界表示脱酸酶乳酸酶-氟辛水酶（Lct）1，以消化乳糖脱糖乳糖。吸吮期后，肠细胞适应消化富含复合碳水化合物和低脂肪的固体食物。这表现在刷边界脱乳酶表达从乳糖酶到苏克拉塞-异化酶（Sis）和特雷哈拉塞（Treh），它可以消化更复杂的碳水化合物存在于固体^食物2。另一种代谢开关与牛奶中精氨酸的低浓度有关。为了提供精氨酸的需要，新生儿肠细胞表达在精氨酸生物合成，精氨酸辛酸合成酶-1（Ass1），合成精^氨酸3的速率限制酶。相反，成人肠细胞表达精氨酸酶2（Arg2），一种能够催化精氨酸的酶，富含固体食物。此外，新生儿肠道上皮表达免疫球蛋白（FcRn）的新生儿Fc受体，该受体介导母体IgG从牛奶吸收到循环/^血流4。FcRn的表达在吸吮到退尼^过渡5期间显著下降。在小鼠中，Paneth细胞的成熟发生产后，与密码的形成和成熟重合，其特点是抗菌肽裂解体（Lyz）和德芬^素6的表达。

所有这些变化都是吸吮到脱产过渡的一部分，当肠道上皮达到成熟成年状态时，在小鼠出生后逐渐到一个月大时，这个过程会逐渐发生。吸乳到结-去-从-从肠管中受到内在调节和发育设置。转录因子B淋巴细胞诱导的成熟蛋白-1（Blimp-1）在这个内在成熟^过程7中起着关键作用。Blimp-1在新生儿上皮中高度表达，而其表达在吸乳至脱发过程中减少和丢失，因此可以作为新生儿肠道上皮的可靠标记。尽管是一个内在的过程，但吸乳到脱胶的过渡可以通过外部因素来调节。例如，皮质醇的合成模拟物，地塞米松，已知能加速体内肠道^{成熟8，9。}

用于研究肠道上皮成熟（包括吸吮到脱衣过渡）的体外模型，利用具有成人肠道上皮特征的成人上皮细胞系和/或成人器官。我们最近已经证明，从晚期胎儿肠道分离的原肠上皮细胞成熟，并在体外生长为有机^体10时重述吸吮至脱衣的过渡。我们进一步表明，这种肠道在体外成熟的过程以与体内相同的速度发生。最后，我们使用地塞米松以与体内研究相同的方式加速成熟过程。

在这里，我们概述了小鼠晚期胎儿肠道器官的分离和培养的精确方案。我们描述了收集长期有机体培养样本的首选方法，以及监测吸吮到乳胶体过渡的方法。该协议可用于该工艺的肠道上皮成熟和调制器的体外研究，并带来更高的吞吐量、更高的数据质量和转化价值以及减少动物使用。

Protocol

这项研究是根据阿姆斯特丹大学动物实验伦理委员会制定的关于照料和使用实验室动物的机构准则进行的，完全符合欧洲第2010/63/EU号指令（ALC312）关于动物研究的国家立法。

1. 胎儿小肠器官的分离

1. 根据批准的伦理规定，用手术剪刀斩首，牺牲E18-E20胎儿。
2. 安乐死后，用肠剪刀小心地切开胎儿的下腹部，取出整个肠子。
   注：必须在妊娠E18和E20之间的肠道进行隔离，以实现适当的吸乳到退异过渡和体外成熟。
3. 用两个小钳子，伸展肠子。使用胃和附录作为指南，切开小肠的近端和远端部分。
   注：如果仔细进行解剖，也可以隔离结肠。使用附录作为指南将其分开 （图 1）。
4. 使肠道纵向打开：使用纵向放置的剃刀刀片固定肠道，然后沿着剃刀刀片滑动钳子（剃刀刀两侧的钳子的一只手臂）拉肠。随后，将打开的肠切成1厘米。
5. 用10 mL的冰冷磷酸盐缓冲盐水 （PBS） 制备两个 50 mL 管。将小肠的近端和远端部分（以及结肠（如果适用）分别转移到管中。在解剖其他小鼠的肠道时，将管子放在冰上。在同一根管中收集一个垃圾的所有肠道部分。
   注意：一个垃圾通常有6-10个胎儿。所有胎儿的肠子必须结合。这个量应该足以产生4-8孔有机物，在48孔板，每个肠道部分。
6. 按照前面^描述的11进行有机体隔离。简而言之，用冰冷的PBS清洗肠道碎片，用2mM乙烯二甲酸（EDTA）在4°C下孵育30分钟，用冰冷的PBS+10%胎儿小牛血清（FCS）用刺耳的洗涤液，在150 x g下收集5分钟的密码，在150 x g下收集。
7. 板 4 至 8 孔，在温暖的 48 孔板中，在细胞外基质凝胶中具有密码，具体取决于颗粒大小。每口井使用悬浮在细胞外基质凝胶中的20 μL的密码。让细胞外基质凝胶在37°C培养箱中凝固10分钟。
   注：考虑到只有40%至50%的分离墓穴形成有机体，目标为每口井250至300个有机体密度。首先添加比所需少的细胞外基质凝胶。在喷出第一口井后，在显微镜下观察，分析隔离墓穴的密度是否理想。如有必要，加入更多的细胞外基质凝胶。
8. 同时准备ENR介质： 14 mL先进的Dulbecco的改性鹰中/哈姆的F-12 （DMEM/F12） 1：1 +（辅以4-（2-氢氧化物）-1-管乙酸（HEPES） 1x， L-谷氨酰胺 0.01 M 和 0.2U/mL 青霉素/链霉素），诺金调节介质 4 mL，Rspondin 调节介质 2 mL，400 μL B27 补充剂 1x， 200 μL N2补充剂1x，50μL的1.25 mM n-乙酰半胱氨酸，20 μL的0.05微克/mL表皮生长因子（EGF）。
   注意：当培养结肠器官时，补充50%Wnt调节介质。
9. 每口井加入250μL的ENR介质。

2. 胎儿器官的培养

1. 每周3次改变文化介质。有机体成熟是在1个月的培养后实现的。
2. 在每个段落后的第 3 天，使用光学显微镜计算球体和有机体的数量。量化每个条件至少3口井和每个井中所有有机物。
   注：球体数量随时间而减少，而有机体数量增加（图2）。
3. 通过机械分离每周一次的有机体，如下所述。
   1. 取出介质并添加 1 mL 的冰冷的高级 DMEM/F12 1：1 +。收集所有细胞外基质凝胶与有机体到15 mL管。在 1000 μL 滤尖顶部使用 200 μL 尖端，上下移液器上下 20 次，以破坏有机体。
   2. 在 150 x g下在 4°C 下离心 5 分钟。丢弃上清液，并在每口井的20μL细胞外基质凝胶中重新悬浮颗粒。通常，胎儿器官可以以1：2的比例膨胀。
   3. 让细胞外基质凝胶凝固5-10分钟，每口井加入250μL的ENR介质。

3. RNA和蛋白质水平的成熟分析

1. 每一次文章后每3天分析一次文化，为期1个月（即实现完全成熟的时间）（图3）。
   注：胎儿有机体培养是动态的（电影1），为了避免在机械中断后有机体的正常再生变化，必须始终在通过后的同一天采集样品。
2. RNA分离
   1. 使用200μL的RNA溶化缓冲液收集3口器官，每口井辅以2μLβ-美尔卡托托乙醇。将RNA裂解缓冲液+β-麦卡托托乙醇添加到井中后，确保所有带有机物的细胞外基质凝胶被转移到无RNase管中。
   2. 涡旋大力，并保持在-80°C不超过1个月。使用市售的二氧化硅自旋柱试剂盒分离RNA。
   3. 为了提高RNA质量，洗涤步骤后加入500μL的80%EtOH，并通过反转柱轻轻混合。在 11，000 x g下离心 2 分钟，以完全干燥柱。
      注意：确保用 80% EtOH 清洗管盖内侧，将管倒置三到五次，以去除所有瓜尼丁三洋素的痕迹。
   4. 要提高RNA产量，在离心机前应用无RN酶水后等待1-2分钟。通过第一次将第一流洗叶酸涂到柱上，重新洗纳。
      注：分离RNA质量足以用于全基因组表达分析。检查RNA完整性数是否高于8。
3. 蛋白质分离
   1. 使用250μL的冰冷细胞回收溶液收集5口有机物，放入一个15 mL管中。在冰上孵育至少30分钟，以溶解细胞外基质凝胶（这将减少细胞外基质凝胶的蛋白质贡献）。
   2. 用冰冷的PBS清洗。加入250μL的细胞分液缓冲液，储存在-80°C。
      注：声波后，样品可用于检测酶活性或西布。
4. 免疫染色
   1. 使用250μL的冰冷细胞回收溶液收集2口有机物，放入15 mL管中。在冰上孵育至少30分钟，以溶解细胞外基质凝胶（这将减少染色背景）。用冰冷的PBS清洗。
   2. 在4°C下使用500μL的4%副体代德（PFA）修复有机体1小时。用冰冷的PBS清洗。根据公布的^协议12，继续全有机体免疫荧光或石蜡嵌入。
      注：使用塑料巴斯德移液器处理有机物。这将避免其结构中断。

4. 外在因子（以地塞酮为例）对有机体成熟过程的影响

1. 在文化的第一天，在有机体中加入0.01M地塞米松。在整月的培养过程中，通过每次更换介质时添加新的地塞米松，用地塞米松孵育有机物。
2. 基因表达分析
   1. 如上所述，分离RNA。同时合成所有要比较的样品的cDNA（处理和未经处理）。继续使用首选 qRTPCR 方法。
   2. 每次对胎儿器官使用新的治疗方法时，使用 GeNorm 识别两个最稳定的参考基因。使用两个所选参考基因的几何平均值进行相对表达式计算。
      注：用于测试小鼠胎儿有机体的参考基因建议：环丙素、Gapdh、βactin、36b4、Hprt、Rpl4、Rpl32、Ppib 和 Tbp。
   3. 为了研究某种外在因素如何影响产后小鼠胎儿成熟，应评估以下所有基因。
      1. 检查胎儿标记乳酸酶（Lct）、精氨酸辛酸合成酶 1（Ass1）、B淋巴细胞诱导成熟蛋白 1（Blimp-1）和新生儿 Fc 受体（FcRn）在培养的前两周内表达是否减少，在剩余的培养时间（图 4C）不存在。分析此模式是否被更改。
      2. 检查成人标记素-异体糖（Sis）、精氨酸酶 2（Arg2）、trehalase（Treh）和乳糖酶（Lyz） 在两周文化后是否增加表达（图4D）。分析此模式是否由外部因素更改。
         注：地塞米松是一种外部因素，可以加速胎儿有机体的成熟，并可用于所有旨在测试其他外在因素的实验中的阳性控制。
3. 酶活性分析
   1. 如上所述，分离蛋白质。根据达尔奎斯特和梅^瑟13、14日公布的协议，检测肠道脱沙酶活性。
   2. 准备 0.625 M 雄性缓冲液 pH 6.0（在 4°C 下保持 3 个月）。使用此缓冲液，制备0.05 M乳糖（添加p-羟基霉素钠作为稳定剂，以抑制液化酶体p-乳糖酶活性）;0.05 M 麦芽糖;0.05 M 蔗糖和 0.05 M 纤维素。
      注：所有这些解决方案可在4°C下保存5天。准备测定时，请保持冰上。
   3. 用超纯水稀释5.56M葡萄糖溶液，制备测定标准，以获得浓度为：0.125 M的溶液;0.1 M;0.075米;0.05 M 和 0.025 M.
      注：溶液在4°C下稳定至少3个月。
   4. 在 96 孔板中孵育 60 分钟，在 37°C 下：
      - 30μL有机物碱，30μL乳糖
      - 30 μL 有机物碱化，30μL 蔗糖
      - 30 μL，稀释10倍的有机物碱，含有30μL麦芽糖
      - 30 μL 5倍稀释的有机物赖糖，含有30 μL的颤勒酶
      - 30 μL 未稀释的有机化合物碱液，含有30 μL的雄酸，作为样品背景
      - 每个葡萄糖标准的30μL
      - 30 μL超纯水，为空白
      - 30 μL的阳性控制（优化稀释;赖舍胎儿肠道组织可用作乳糖酶活性的对照，而赖舍成人肠道组织可作为苏克拉塞、麦芽糖和沙沙酶的对照）
      注：样品稀释应使用细胞莱沙缓冲液进行。准备检测时，将样品和盘子放在冰上。
   5. 要确定有机体裂解物中酶在孵育后与各自的基质产生的葡萄糖量，请快速加入200 μL的PGO-颜色溶液，并在37°C下每5分钟测量450nm的吸收率30分钟。
      注：使 PGO 颜色解决方案新鲜。在pH 7.0下使用10U/mL葡萄糖氧化酶、2U/mL过氧化物酶和7.88 mmol/L o-l o-dianidine0.5mol/L Tris-HCl缓冲液。溶液在加入板时应在室温下。
   6. 根据葡萄糖标准计算活性，并校正蛋白质总量（由双辛酸测定（BCA）确定）。酶活性应表示为μM葡萄糖/μg^{蛋白质-min-1（}图5B）。
      注：使用市售的精氨酸酶活性测定试剂盒测量精氨酸酶活性。

Representative Results

胎儿肠道上皮细胞的长期培养
模拟吸吮到发乳过渡的体外方案取决于在长期培养期间对胎儿器官的正确处理。从E18-E20小鼠胎儿中分离出来的近端和远端肠，如（图1）所示。分离后，上皮细胞被播种在细胞外基质凝胶圆顶（图2）。它通常需要四个通道和大约28-30天的培养胎儿有机体成熟到成人状态。在此期间，可以收集处于不同成熟阶段的细胞（图3）。

吸乳到结化体外过渡的代表性下游分析
为了确认分离的胎儿有机体明显接近或远端，比较近端标记一切域成员2（一切2）和GATA结合蛋白4（Gata4）和远端标记脂肪酸结合蛋白6（Fabp6）和Guanylate Cyclase活化剂2A（Guca2a）在近端和远端有机体培养物之间的表达水平（图4A）。吸乳到发乳过渡在体外可以通过两组基因来监测：胎儿（图4C）和成人标记（图4D）。胎儿标记在培养过程中应逐渐减少，而成人标记的表达应逐渐增加（图4C，D）。

使用外在因子作为体外吸合到分尼过渡的修饰剂
在本协议中，一种合成糖皮质激素，用作能够改变吸乳到切除体过渡的外在因子的例子。图5中的代表性数据表明，外在因子的影响最好由多种测定来确定，因为它们不一定是基因组学。例如，在苏克拉塞-异麦芽酶的情况下，RNA和蛋白质表达均使用地塞米松素（图5A）诱导，而沙沙酶表达仅在蛋白质水平上改变。（图5B）

图1：小鼠胎儿小肠分离。（A） 解剖和拉伸胎儿肠道的照片，包括胃、近端和远端小肠、附录和结肠。黑线表示应切割肠道以分割近端和远端小肠的位置。请点击此处查看此图的较大版本。

图2：在文化第3天、第17天和第28天代表近端和远端胎儿有机体培养的微观图像。所有图像均在第3天通过后获得，显示花球体加班次数的减少。比例尺：500 μm。请点击此处查看此图的较大版本。

电影1：代表视频显示胎儿器官培养动态，从第4天到第6天的文化。请点击此处观看此视频。（右键单击下载。

图3：有机物收集的原理表，用于分析肠道随时间的成熟。近端和远端胎儿有机体培养物培养应培养一个月，每周通过一次。成熟分析的样本应在隔离后3天和每次通道后每3天收集一次。请点击此处查看这个数字的较大版本。

图4：近端和远端胎儿器官肠道成熟标记的代表性qRTPCR。（A） 近端标记Onecut2和Gata4主要表示在近端有机体培养中，而 （B） 远端标记Fabp6和Guca2a主要表示在远端有机体培养中。（C） 胎儿标记Lct、 Ass1、 Blimp-1和FcRn减少和 （D） 成人标记Sis、 Arg2、 Treh和Lyz在近端和远端有机体培养中随时间推移而增加。错误栏代表SEM。请点击这里查看此图的较大版本。

图5：外部因子地塞米松可以调节胎儿器官的成熟。（A） 与对照器官相比，在地塞米松酶处理的有机体中，胎儿标记物 Blimp-1 的基因表达在培养的第 12 天降低，而成人标记素-异构体 （Sis） 的基因表达（B）和酶活性 （C） 均增加。请点击此处查看此图的较大版本。

Discussion

该协议描述了对晚期胎儿肠道器官的培养，以模拟吸吮到发乳的过渡体外。成熟过程等于体内的速度，在一个月的文化后完成。使用定量RNA和蛋白质技术对这种培养的下游分析是详细的。

在此协议中，使用E18-E20小鼠胚胎的原肠细胞。用于为该协议生成有机物的原原小鼠细胞的发育阶段尤为重要。使用早期发育阶段将导致产生肠道球体，在很长一段时间内保持其特定的胎儿基因表达，有限地过渡到成人^{器官15，16。}只有晚期胎儿阶段球体才能在体外转成成人^器官。为了最大限度地利用外在因素对肠道成熟的影响的机会之窗，建议从胎儿晚期的肠道，而不是从出生到接触微生物和母奶的小狗的肠道。据悉，某些细菌代谢物和牛奶成分可作为成熟过程的修饰^剂17。

为了获得足够的细胞来维持一个月的培养，研究从出生到成年的整个成熟过程，同时收集样本进行下游分析，应使用6-8个胚胎的肠道作为起始材料。最好使用来自同一发育阶段的胚胎来产生培养。我们不建议汇集不同的垃圾，因为发育阶段的细微差异会影响成熟基因的表达。

此处描述的协议考虑从近端和远端小肠生成有机体，以保持肠道不同部分的发展特征。作为替代方案，全肠可用于研究特定标记物的增减表达的整体成熟情况。在后一种情况下，更少的胚胎可用于分离肠道细胞，以开始培养。

该协议是利用三维有机体培养物开发的。由于有机物在培养物中经历动态生长，在通过后同时收集样品进行下游分析非常重要。在这个协议中，我们选择了通过后的第3天，因为它代表两个分裂之间的中等时间，其中有机体含有强健的芽，很少或没有细胞死亡。可以使用过用后的替代时间点，但在整个实验中应保持一致。我们不建议在通过后7天以上生长有机体，因为器官流明中死亡细胞的增加会影响结果。

在我们的实验中，我们用地塞米松作为外在因子的例子，在文献中展示和最好地研究，以加速体内肠道^{成熟9，18。}地塞米松通过基因组和非基因组途径发挥其作用。例如，在基因组调控水平上，可以观察到Sis mRNA水平的早熟增加。在非基因组水平上，我们观察到消化酶（如沙沙酶）活性的变化。两者都符合所述的具体方面，在苏克拉塞基因活化和非基因组激活作用的肠道刷边界酶观察到在^体内19。事实上，外在因子，如合成糖皮质激素，可以调节吸吮到发退过渡的某些方面，类似于在体内描述，进一步确立了小鼠胎儿肠道器官作为研究不同种类的肠道成熟调节剂的模型。

尽管人类肠道上皮的形态成熟在妊娠期22周时完成，但肠道屏障功能在儿童期前成熟，与喂养类型、微生物群和免疫反应。由于这些发育阶段的人体组织有限，体外鼠的转化价值在于，能够调节肠道成熟的因素的高通量屏幕是可能的，这个过程在吸吮哺乳动物。

重要的是，在研究中的动物伦理方面，这种模式有助于改进动物实验，因为它不包括对动物进行的干预。通过将研究问题重新设计到一个或两个文化时间点，从而允许在一种培养中测试多个组件，可以进一步减少动物的数量。

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Advanced DMEM/F12 1:1	Invitrogen	12634-028
Arginase Activity Assay Kit	Sigma-Aldrich	MAK112-1KT
B27 supplement	Invitrogen	17504-044	100x
BCA protein assay Kit	Fisher	10741395
Cell lysis buffer	Cell Signaling Technology	9803S
Cell Recovery Solution	Corning B.V.	354253
Cell strainer 70µM	BD/VWR	734-0003
Dexamethasone	Sigma-Aldrich	D4902
EDTA	Merck	10,84,18,250	EDTA Titriplex III
EGF	Invitrogen	PMG8045
Ethanol	Merck	1,00,98,31,000
Glucose solution	Sigma-Aldrich	G6918
Glutamax	Invitrogen	35050-038	100x
Hepes	Invitrogen	15630-056	1M
Isolate II RNA Mini Kit	Bioline	BIO-52073
Lactose	Sigma-Aldrich	L3625	a-Lactose monohydrate
Maleic Buffer	Sigma-Aldrich	M0375	Maleic acid
Maltose	Sigma-Aldrich	M5885	D-(+)-Maltose monohydrate >99%
Matrigel	Corning B.V.	356231	Growth Factor Reduced Basement Membrane Matrix
Millipore water	N.A.
N2 supplement	Invitrogen	17502-048	100x
n-Acetylcystein	Sigma-Aldrich	A9165
Noggin-conditioned media	Homemade
o-dianisidine	Sigma-Aldrich	191248
PBS	Homemade
Penicillin/Streptomycin	Invitrogen	15140-122	0,2 U/mL
PGO-enzyme preparation	Sigma-Aldrich	P-7119-10CAP	capsules with Peroxidase/ Glucose Oxidase
p-hydroxymercuribenzoate sodium	Sigma-Aldrich	55540
Rspondin-conditioned media	Homemade
Sucrose	Sigma-Aldrich	84097
Trehalose	Sigma-Aldrich	T5251	D-Trehalose dihydrate
Tris-HCl Buffer	Homemade
β-mercaptoethanol	Sigma-Aldrich	M3148