Summary
Detta dokument beskriver en svinmodell av undertrycksventilation ex situ lungperfusion, inklusive upphandling, fastsättning och hantering på den skräddarsydda plattformen. Fokus ligger på anestesi- och kirurgiska tekniker samt felsökning.
Abstract
Lungtransplantation (LTx) är fortfarande standard för behandling av lungsjukdom i slutstadiet. Brist på lämpliga donatororgan och oro över donatororgankvalitet som förvärras av alltför stora geografiska transportavstånd och stränga acceptanskriterier för donatororgan utgör begränsningar för nuvarande LTx-insatser. Ex situ lungperfusion (ESLP) är en innovativ teknik som har visat sig lovande när det gäller att dämpa dessa begränsningar. Den fysiologiska ventilationen och perfusionen av lungorna utanför den inflammatoriska miljön i givarkroppen ger ESLP flera fördelar jämfört med traditionell kall statisk konservering (CSP). Det finns bevis för att undertrycksventilation (NPV) ESLP är överlägsen övertrycksventilation (PPV) ESLP, med PPV som inducerar mer signifikant ventilatorinducerad lungskada, proinflammatorisk cytokinproduktion, lungödem och bullaebildning. NPV-fördelen beror kanske på den homogena fördelningen av intratorakalt tryck över hela lungytan. Den kliniska säkerheten och genomförbarheten av en anpassad NPV-ESLP-enhet har visats i en nyligen genomförd klinisk prövning med extender criteria donator (ECD) mänskliga lungor. Här beskrivs användningen av denna anpassade enhet i en juvenil svinmodell av normotermisk NPV-ESLP under en 12 timmars varaktighet, med särskild uppmärksamhet på hanteringstekniker. Prekirurgisk beredning, inklusive ESLP-programvaruinitiering, priming och avluftning av ESLP-kretsen och tillsats av antitrombotiska, antimikrobiella och antiinflammatoriska medel, specificeras. De intraoperativa teknikerna för central linjeinsättning, lungbiopsi, exsanguination, blodinsamling, kardioktomi och pneumonektomi beskrivs. Vidare läggs särskilt fokus på anestesiöverväganden, med anestesiinduktion, underhåll och dynamiska modifieringar som beskrivs. Protokollet anger också den anpassade enhetens initiering, underhåll och avslutning av perfusion och ventilation. Dynamiska organhanteringstekniker, inklusive förändringar i ventilation och metaboliska parametrar för att optimera organfunktion, beskrivs noggrant. Slutligen karakteriseras och avbildas den fysiologiska och metaboliska bedömningen av lungfunktionen i de representativa resultaten.
Introduction
Lungtransplantation (LTx) förblir standardbehandlingen för lungsjukdom i slutstadiet1; LTx har dock betydande begränsningar inklusive otillräckligt donatororganutnyttjande2 och en väntelista på 40%3, vilket är högre än någon annan solid organtransplantation 4,5. Andelen donatororgan är låg (20-30%) på grund av problem med organkvaliteten. Överdrivet geografiskt transportavstånd förvärrat av stränga acceptanskriterier för donatororgan förvärrar dessa kvalitetsproblem. LTx följer också andra solida organtransplantationer när det gäller långsiktiga transplantat- och patientresultat2. Primär transplantatdysfunktion (PGD), oftast orsakad av ischemisk reperfusionsskada (IRI), utgör den främsta orsaken till 30-dagars mortalitet och sjuklighet efter LTx och ökar risken för kronisk transplantatdysfunktion 6,7. Insatser för att minska IRI och förlänga säkra transporttider är avgörande för att förbättra patientresultaten.
Ex situ lungperfusion (ESLP) är en innovativ teknik som har visat sig lovande när det gäller att dämpa dessa begränsningar. ESLP underlättar bevarande, bedömning och rekonditionering av donerade lungor före transplantation. Det har uppvisat tillfredsställande kort- och långsiktiga resultat efter transplantation av lungor med utökade kriterier (ECD), vilket bidrar till en ökning av antalet lämpliga donatorlungor för LTx, med organutnyttjandegrad som ökar med 20% i vissa centra 8,9,10. Jämfört med den nuvarande kliniska standarden för LTx, cold static preservation (CSP), erbjuder ESLP flera fördelar: organkonserveringstiden är inte begränsad till 6 timmar, utvärdering av organfunktion är möjlig före implantation, och på grund av kontinuerlig organperfusion kan modifieringar göras i perfusatet som optimerar organfunktionen11.
De allra flesta nuvarande ESLP-enheter avsedda för mänsklig användning använder övertrycksventilation (PPV); Ny litteratur har dock visat att denna ventilationsstrategi är sämre än undertrycksventilation (NPV) ESLP, med PPV som inducerar mer signifikant ventilatorinducerad lungskada12,13,14,15. I både humana och svinlungor uppvisar NPV-ESLP överlägsen organfunktion jämfört med ex situ-lungperfusion (PPV-ESLP) med positivt tryck över olika fysiologiska domäner, inklusive proinflammatorisk cytokinproduktion, lungödem och bullaebildning15. Den homogena fördelningen av intratorakalt tryck över hela lungytan i NPV-ESLP har föreslagits som en signifikant faktor bakom denna fördel15,16. Utöver de prekliniska fördelarna har den kliniska säkerheten och genomförbarheten av NPV-ESLP visats i en nyligen genomförd klinisk prövning17. Med hjälp av en ny NPV-ESLP-enhet bevarades, utvärderades och transplanterades tolv mänskliga lungor med utökade kriterier framgångsrikt med 100% 30-dagars och 1-års överlevnad.
Syftet med detta manuskript är att demonstrera ett fungerande protokoll för vårt laboratoriums NPV-ESLP-enhet med juvenila svinlungor under normotermiska förhållanden under 12 timmars varaktighet. Den kirurgiska hämtningen beskrivs i detalj, och vår anpassade mjukvaruplattforms initiering, hantering och avslutning beskrivs också. Strategin för vävnadsinsamling och hantering av proverna förklaras också.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De procedurer som utförs i detta manuskript överensstämmer med riktlinjerna från Canadian Council on Animal Care och guiden för vård och användning av försöksdjur. Den institutionella djurvårdskommittén vid University of Alberta godkände protokollen. Kvinnliga unga Yorkshire-grisar mellan 35-50 kg användes uteslutande. Korrekt biosäkerhetsutbildning krävdes av alla individer som var involverade i ESLP-procedurer. En schematisk översikt över hela NPV-ESLP-experimentet visas i figur 1.
1. Prekirurgiska preparat
- Placera orgelkammaren på ESLP-vagnen och montera kiselstödmembranet (se materialtabell) på kammarkrokarna för upphängning.
- Montera ESLP-slangen, deoxygenatorn, artärfiltret och centrifugalpumpen.
- Anslut värmeväxlarens vattenledningar till deoxygenatorn samt sopgasröret.
- Sätt in temperatursensorsonden (se materialtabell) i deoxygenatorn.
- Säkra lungartärens (PA) flödesgivare (se materialförteckning) på PA-slangen.
OBS: Flödesgivaren använder ultraljud för att mäta flödet och vidarebefordra det tillbaka till centrifugalpumpen. - Använd en trevägs kran för att fästa PA-tryckgivaren på PA-kanylen.
- Fäst alla slanganslutningar ordentligt för att förhindra läckage och stäng alla stoppkranar och Luer-lås innan du lägger till perfusatet.
- Fyll kretsen med 1000 ml modifierad vanlig sjukhusingrediensperfusat (CHIP).
OBS: CHIP är ett skräddarsytt lågkostnadsperfusat med en onkotisk mätning på 35 mmHg, jämförbar med proprietära perfusatlösningar18. - Starta programvaran efter att kretsen är grundad för att underlätta avluftning av pumpen och ledningarna.
Dessa steg är associerade med figur 2 och figur 3.
2. ESLP-programvaruinitiering, justeringar och avluftningskrets
- Klicka på programgenvägen på skärmen för att starta ESLP-programmet. Välj Scan, Cart 3, Connect och sedan NPV-program följt av Initiera programvara.
- På huvudsidan, när kretsen är grundad, öka flödesvarvtalet till 900 för att driva luft ut ur kretsen och demonstrera perfusatflödet genom PA-kanylen med en stadig ström av vätska.
- Tillsätt 3,375 g piperacillin-tazobaktam, 10 000 enheter heparin (10 000 U / 1,5L perfusat = 6,66 U / L) och 500 mg metylprednison till kretsen.
- Ta ett arteriellt blodgasprov (ABG) av perfusatet för referensändamål.
- På huvudsidan vrider du CPAP upp till 20 cm H2O (max) och slår på den för att kontrollera funktionen. Stäng av när åtgärden har bekräftats.
- På huvudsidan , vrid EIP till -5 cm H20 och slå på den för att kontrollera funktionen. Stäng av när processen har bekräftats.
- På sidan Inställningar slår du på värmaren (klicka på Starta värmare) och bekräftar funktionen. Ändra temperaturbörvärdet på monitorerna och bekräfta en kongruent ändring på värmemonitorn på vagnen. Stäng av när åtgärden är säkerställd.
ESLP-apparaten som används här är utrustad med ett anpassat program (bild 4). Programmet möjliggör kontroll av pumphastighet och ventilationsparametrar för att uppnå och bibehålla önskat PA-flöde, kontinuerligt positivt luftvägstryck (CPAP), slututandningstryck (EEP), slutinandningstryck (EIP), andningsförhållande (RR) och inspiratoriskt: expiratoriskt (I: E) förhållande. Programvaran beräknar funktionella parametrar och tryckvolymslingor. Tabell 1 listar alla övervakningsparametrar som tillhandahålls av programvaran.
3. Förberedelser för anestesi
- Administrera ketamin (20 mg/kg) och atropin (0,05 mg/kg) (intramuskulära injektioner) i operationssalen som premedicinering för donatorgrisen.
- Placera grisen på ett uppvärmt operationsbord. Behåll normotermi och fortsätt med maskinduktion.
- Titrera syreflödet i enlighet med djurets vikt, vanligtvis 20-40 ml/kg.
- Administrera isofluran initialt med 4-5%. Sänk sedan till 3% efter 1-2 min.
- Utvärdera anestesidjupet var 5: e minut. Se till att grisen inte har någon abstinensreflex som svar på en skadlig stimulans.
- När det korrekta djupet av anestesi har bekräftats, intubera grisen.
- Rikta en syremättnad över 90% genom att placera en pulsoximetersond på tungan (föredras) eller örat.
- Justera syreflödet (20-40 ml / kg) och inhalationsgasen (1-3%) för att bibehålla anestesinivån.
- Håll ventilinställningarna på en TV 6-10 ml/kg, andningsfrekvens på 12-30 andetag/min, PEEP 5 cm H 2 O, topptryck 20 cmH2O.
- Raka och tvätta med jod för att förbereda snittet.
4. Lungbiopsi, exsanguination och blodinsamling
- Sätt in en central linje för administrering av vätska och heparin.
- Gör ett 5-8 cm mittlinjesnitt med elektrocautery centrerat över luftstrupen och sträcker sig kranialt från sternskåran.
- Använd cautery, dela huden och det subkutana fettet.
- För att identifiera vänster eller höger carotid intravaskulär bunt lateralt till luftstrupen, dela mittlinjeplanet mellan remmusklerna och separera bindvävsskikten.
- Använd 2-0 silkesband som kärlöglor, få distal och proximal kontroll av halsvenen.
- För att kontrollera blodflödet, binda det kraniala omslutande bandet och dra uppåt på det proximala bandet.
- För att rymma en 7 Fr central linje, gör ett litet snitt i venen med Metzenbaum-saxen (~ 1/3 fartygets omkrets).
- Släpp spänningen på den proximala kärlslingan samtidigt cannulate venen. Bind ner siden för att säkra kanylen i venen på ett djup av 10 cm.
- Anslut till en IV-linje med 0,9% normal saltlösning efter spolning av linjen med heparin (1 enhet / ml). Om grisen är intravaskulärt utarmad från uttorkning, administrera vätskan. Hep-lås alla oanvända portar.
- Utför en median sternotomi
- Identifiera sternalhack- och xiphoidprocesserna som snittiga landmärken.
- Använd elektrocautery för att göra ett snitt i mittlinjen som sträcker sig över hela bröstbenet (ca 40-50 cm) och förbinder det tidigare snittet vid sternalhacket till xiphoid.
- Dela den subkutana vävnaden och fascia mellan fibrerna i pectoralis major-muskeln. Cauterize eventuella blödande kärl för att upprätthålla hemostas.
- Använd elektrocautery för att markera mittlinjen längs sternbenet. Använd tung sax för att klippa xiphoid och använd ett finger för att trubbigt dissekera perikardiet från bröstbenets bakre bord för att skapa ett påtagligt utrymme för att rymma sternsågen.
- Applicera två handduksklämmor på motsatta sidor av bröstbenet i nivå med de 4: e revbenen lateralt till costochondralkorsningen. Köp det överliggande vävnads- och fasciaskiktet i handduksklämmorna och lyft bröstbenet vertikalt bort från hjärtat under sternotomi.
- Utför sternotomin med en elektrisk eller luftdriven såg, tänder upp, från xiphoid mot sternalhacket. För att förhindra skador på de underliggande strukturerna (t.ex. hjärtsäck och brakiocefalisk ven och nominatartär), fortsätt gradvis med sågen och dra in vertikalt med handduksklämmor.
OBS: Bröstbenet dyker djupt bakåt vid sternskåran, och sågen måste riktas bakåt för att slutföra sternotomin på den nivån. - Använd cautery för att få hemostas av det blödande bröstbenet.
OBS: Benvax kan också användas för detta ändamål. - Leverera 1 000 E/kg heparin intravenöst. Ta ett blodprov in vivo 5 minuter efter administrering av heparin.
- Använd ett finger för att rakt på sak dissekera lungsäcken från det inre bröstbenet för att skapa utrymme för sternalupprullaren.
- Sätt in en sternal retractor med ett handtag mot buken och dra tillbaka gradvis för att exponera mediastinum helt.
- Ta bort tymus från perikardiet med en kombination av trubbig dissektion med ett finger och elektrocautery.
OBS: Det är bäst att ta bort tymus som en stor bit snarare än små bitar. - Ta en biopsi av den högra övre lungloben för vävnadsanalys: öppna den högra lungsäcken för att exponera den högra övre loben. Omsluta en 1 cm3 del med 0-siden, knyt och punktbeskatta denna del av lungan med Metzenbaum-sax.
- Dela biopsin i tre lika stora delar och placera en av varje i optimal skärtemperatur (OCT) gel, formalin och flytande kväve (snap freeze).
- Förvara OCT och snapfrysta prover i en frys på -80 °C och förvara formalinproverna i ett kylskåp på 4 °C med en ordentligt tillsluten behållare.
OBS: Biopsiprover färgas med hematoxylin-eosinfärgning för att undersöka histopatologin för lungskada, inklusive interstitiellt ödem, alveolär och interstitiell inflammation, interstitiell och perivaskulär neutrofil infiltrat och blödning15.
- Öppna perikardiet. Tält perikardiet med pincett och gör ett snitt i mittlinjen av perikardiet med Metzenbaum sax.
- Fortsätt detta snitt kraniellt till aortaroten, sedan i sidled för att exponera den överlägsna vena cava (SVC). Slutför perikardiotomin kaudalt och T-off snittet vänster och höger vid nivån av hjärttoppen.
- Avliva grisen genom exsanguination. Skär SVC och sätt in ett Poole-sug (se materialtabell) i lumenet och för sugspetsen till den nedre vena cava (IVC).
OBS: Ett snitt görs i den främre väggen i vänster förmak (LA) för att påskynda exsanguinationen.- Lyft hjärtspetsen och skär LA 1 cm under koronar sinus med Metzenbaum-sax. Vid exsanguination, byt från 100%O2 till rumsluft.
- Samla helblod: Poole-spetssugningen är ansluten till en cellsparare för att samla 1200 ml helblod, som snurras ner för att producera 500 ml packade röda blodkroppar (pRBC).
OBS: Inställning av cellsparprotokoll: Fyllningsflöde: 300 ml / min, tvättflöde: 100 ml / min, tomt flöde: 150 ml / min, returflöde: 150 ml / min, tvättvolym: 300 ml, koncentrationsflöde: 200 ml / min. Detta tar ~ 5 min.
5. Kardioktomi
- Utför kardioktomi: lyft hjärtspetsen kraniellt och fortsätt det tidigare LA-snittet i sidled för att transektera koronar sinus där den vänstra hemi-azygota venen förenar den.
- Dela LA genom att skära medialt över den främre ytan av PA-bifurkation.
- Transektera IVC 1 cm ovanför membranet. Anslut detta snitt till LA genom att klippa medialt.
- Slutför uppdelningen av LA genom att skära längs toppen av den högra lungartären på väg mot PA-bifurkationen.
OBS: Detta steg utesluter den högra överlägsna lungvenen från den bakre LA. - Lyft IVC kranialt och dela rätt överlägsen lungven. Dela upp perikardreflektionerna som sammanfaller mellan huvud-PA och höger atrium (RA)/SVC.
- Lägg ner hjärtat och transektera SVC. Dela SVC från bindvävsskiktet bakåt och transektera den azygota venen.
- Lyft hjärtat kranialt, dela PA vid lungventilens nivå. Dissekera delvis Aorta från PA med Metzenbaum-sax och transektera sedan den stigande Aorta.
OBS: Detta slutför kardioktomi.
6. Pneumonektomi
- Utför pneumonektomi: kontrollera att expiratorisk tidalvolym (TVe) är cirka 10 ml / kg. Byt till 2:1 inspiratoriskt: utandningsförhållande för att uppnå detta mål. Om TV:n förblir < 6 ml/kg, öka topptrycket och/eller PEEP för att uppnå målet 8–10 ml/kg för maximal alveolär rekrytering.
- Öppna pleura på grisens vänstra sida. Gör ett horisontellt snitt längs bröstbenets bakre bord med Metzenbaum-sax. Gör två vertikala snitt ner i pleura till frennerven vid mediastinums överlägsna och underlägsna gränser.
- Punktskatt pleura genom att skära längs phrenic nerven. Upprepa detta steg på höger sida. Öppna och ta bort diafragmatisk pleura på samma sätt, med den bakre LA-manschetten som den nedre gränsen, på ett liknande sätt som den freniska nerven.
- Dela pleurafästena från membranet mot vänster nedre lunglob. Använd en Deaver retractor (se Materialtabell) för att hålla membranet uppåt. Dela det nedre lungligamentet till vänster och fortsätt upp mot hilum.
- Försök en "no-touch teknik" när det gäller själva lungvävnaden.
OBS: Det vill säga, försök minimal manuell manipulation av lungan för att förhindra trauma. - På höger sida delar du IVC och pleuralfästena från membranet. Dra in membranet uppåt med Deaver-upprullningsdonet. Dela det sämre lungligamentet på höger sida och fortsätt upp mot hilum.
- Dela den innominerade venen och bågkärlen för att exponera luftstrupen.
- Distinkt dissekera vävnaden som omger luftstrupen. Med utandningstidalvolymer (TVe) på cirka 10 ml/kg, kläm fast luftstrupen med en slangklämma vid maximal inandning.
- Transektera luftstrupen och lyft den fastspända delen uppåt för de återstående stegen för att ge kirurgisk dragkraft.
- Dissekera den bakre luftstrupen från matstrupen med trubbig dissektion med tung Metzenbaum-sax och en fri hand. Dela eventuella återstående pleurala fästen, transekta Aorta ovanför och under vänster bronkus och ta bort lungorna från bröstet med ett segment av nedåtgående Aorta.
- Väg lungorna med klämman på och förvara dem snabbt i en kylare full av is. Viktökning under ESLP-körningen är en indikator på ödembildning.
OBS: Detta slutför pneumonektomi.
7. Placering av lungorna på ESLP-apparaten
- Tillsätt 500 ml pRBC till perfusionskretsen (tidigare grundad med 1 liter CHIP, steg 1,8) för att nå en slutlig volym på 1,5 liter perfusat.
OBS: Hemoglobinkoncentrationen är inriktad på cirka 50 g / L eller en hematokrit på 15%. - Ta fotografier av lungorna för dataposter.
- Biopsi den högra mellersta lungloben. Omsluta en 1 cm3 portion med 0-siden, knyt och punktbeskatta denna del av lungan med sax för vävnadsanalys som tidigare beskrivits (steg 4.4).
- Fäst 3/8, 1/2 tums slangadapter på huvudlungartären (mPA). Ta tag i motsatta sidor av mPA med hjälp av snaps. Sätt i adaptern med 1/2 tums del i mPA och håll den på plats medan en assistent säkrar adaptern på plats med 0-silkesband.
OBS: Adaptern ska sitta 2-3 cm ovanför PA-förgreningen (om PA har otillräcklig längd kan ett segment av donatorgrisens nedåtgående Aorta sys från ände till ände på mPA för ytterligare längd). - Placera lungorna liggande på silikonstödmembranet och anslut dem till ESLP-enheten.
- Placera en andra slangklämma på luftstrupen nära platsen för trakeal bronkus. Ta bort den mer distala klämman och intubera luftstrupen med endotrakealröret (ETT).
- Säkra ETT på plats med två dragkedjor. Kläm fast ventilationsledningen med en slangklämma och släpp den proximala klämman från luftstrupen.
OBS: Lungorna förblir uppblåsta om detta görs korrekt och det inte finns några luftläckor.
- Säkra ETT på plats med två dragkedjor. Kläm fast ventilationsledningen med en slangklämma och släpp den proximala klämman från luftstrupen.
- Anslut PA-adaptern till PA-ledningen och lufta mPA. Starta timern för perfusion.
OBS: Se figur 5 för en fotografisk skildring av stegen.
8. Initiering av perfusion och ventilation
- På sidan Inställningar klickar du på Starta värmaren och ställer in temperaturen på 38 °C. Ange också grisens vikt för att beräkna hjärtminutvolym (flöde).
- På sidan Main ställer du in CPAP på 20 cm H2O och klickar på Starta CPAP. När ventilationen börjar, lossa ventilationsledningen.
- Nollställ artärtrycksensorn. Kläm fast PA-ledningen ovanför trycksensorn med en slangklämma. Öppna sensorn till rumsluft, klicka på ZERO PAP och Zero Bld Flow på sidan Inställningar och bekräfta sedan att avläsningarna är nollställda på huvudsidan .
- Stäng trycksensorns stoppkran för att läsa av ledningstrycket, öppna ledningen till PA-kanylen, välj 10% hjärtminutvolym på huvudsidan, klicka på Återgå till PA-manualen (knappen blir grön) och kläm sedan loss PA-linjen.
OBS: Linjen är nu korrekt nollställd och pumpen flödar nu 10% av den beräknade hjärtminutvolymen.
- Stäng trycksensorns stoppkran för att läsa av ledningstrycket, öppna ledningen till PA-kanylen, välj 10% hjärtminutvolym på huvudsidan, klicka på Återgå till PA-manualen (knappen blir grön) och kläm sedan loss PA-linjen.
- Dra 10 ml perfusat för centrifugalanalys och dra en tid noll (T0) ABG.
- När lungorna har perfuserats i 10 minuter, öka flödet till 20% av hjärtminutvolymen.
- När perfusattemperaturen når 32 °C, säkra kammarlocket på plats med klämmor för att skapa en lufttät tätning. Placera lungorna optimalt innan du lägger locket. Reparera eventuella luftläckor med storlek 6-0 prolene på BV-1 nålar.
- Kläm fast ventilationsslangen med locket ordentligt och stäng av CPAP. På sidan Inställningar klickar du på Zero ITP, Zero Paw, Zero Air Flow och bekräftar sedan att avläsningarna är nollställda på huvudsidan .
- Klicka på Starta CPAP vid 20 cm H2O och lossa ventilationsslangen. Ställ sedan in EEP-målet till 0 cm H 2O, EIP till 1 cm H20, RR 10, I: E förhållande 1: 1 och klicka på Tryck för att starta ventilen för att aktivera undertrycksventilation.
- Lyssna på ventilen ändra sin funktion och fäst sedan sidoportens ventilationsrör i kammaren.
OBS: Ventilatorn börjar sin andningscykel vid utandning. Lungorna komprimeras något om sidoporten är fäst under en utandning. Det är att föredra att vänta och lyssna på inandning och sedan ansluta sidoporten för att maximera rekryteringen.
- Under de närmaste andetagen, minska CPAP till 12 cm H 2 O samtidigt som EIP ökas till -9 cm H 2 O. Behåll dessa ventilationsparametrar under den första timmen, minska sedan CPAP till 8-10 cm H 2 O beroende på den alveolära rekryteringen ochöka EIP till -12 till -13 cm H2O.
- Ställ in topptrycket till 20-21 cm H2O.
OBS: Om högre tryck krävdes vid tidpunkten för pneumonektomi, blir det måltopptrycket. - När perfusattemperaturen når 35 °C, öka flödet till 30 % av hjärtminutvolymen.
OBS: Detta är inställningarna för organbevarande (tabell 2). - Vid 3, 5, 7, 9, 11 timmar, utvärdera med flöden på 50% av hjärtminutvolymen och tillsats av blandad svepgas (89% N 2, 8% CO 2, 3% O2) tillsatt till deoxygenatorn vid 0,125 L / min för att simulera systemiskt syreutnyttjande (tabell 3).
- Vid varje udda timme under konserveringsläge, dra ett 10 ml prov av perfusat för framtida analys. Dra ett 1 ml ABG-prov före deoxygenator varje timme.
- Efter 5 minuters utvärderingsläge, dra ABG från portar före och efter deoxygenator (tabell 4).
OBS: Detta slutför placeringen av lungor på ESLP och initiering av perfusion och ventilation. Se tabell 2 för initiering av protokollet. I tabell 3 beskrivs de två lägen för NPV-ESLP som används.
9. Metaboliskt stöd av lungan
- Kontrollera perfusatglukosnivån varje timme via ABG-analys. Rikta glukosmålet vid 3-6 mmol/l och titrera enligt förbrukningshastigheter med hjälp av en standardinfusionspump för kontinuerlig glukosinfusion och bolusdoser efter behov.
OBS: En annan infusionspump ger en kontinuerlig infusion av 2 E/h insulin. CHIP, tillsammans med de flesta andra organperfusionslösningar, innehåller glukos som det primära energisubstratet.
10. Heparin, antimikrobiella och antiinflammatoriska medel
- Tillsätt 10 000 enheter heparin till perfusatet i början av perfusionen före tillsats av pRBC.
- Tillsätt 3,375 g piperacillin-tazobaktam till perfusatet i början av perfusionen innan pRBC tillsätts.
- Tillsätt 500 mg metylprednisolon till perfusatet i början av perfusionen innan pRBC tillsätts.
11. Bedömning av lungfunktionen
- Använd de två distinkta sätten för ventilation och perfusion under en ESLP-körning: bevarande och utvärdering.
OBS: Se Bevarande och utvärdering (tabell 3). Konserveringsläge: Hjärtminutvolym 30%, PEEP 8-12, EEP 0, EIP -10 till -12, topptryck 20-22 cm H2O, RR 6-10 och I: E-förhållande 1: 1-1,5. ESLP-körningar är vanligtvis 12 timmar långa, även om de kan förlängas till 24 timmar. - Ställ in topptrycket för att matcha pneumonektomins topptryck och uppnå en mål-TV på 10 ml/kg.
OBS: Även om TVe på 10 ml / kg är riktad, uppnås i allmänhet 6-8 ml / kg. - Var 30: e minut under konservering, utför rekrytering i 30 min eller mindre.
OBS: Rekryteringens varaktighet och omfattning beror på vilken TVe som uppnås. Om TVe är 8-10 ml / kg är ytterligare rekrytering inte nödvändig. - För rekrytering, öka PEEP till 10-12 cm H 2 O,minska RR till 6 andetag/min, öka topptrycket med 2-4 cm H 2 0 utan att överskrida 30 cm H2O (sällan överskrider vi 25 cm H2O) och ändra I: E-förhållandet till 1: 0.5.
OBS: I allmänhet görs endast en eller två av dessa ändringar för varje 30-minutersintervall, med ökningen av PEEP och topptryck som den mest effektiva. - Vid 3, 5, 7, 9, 11 h, utvärdera organfunktion.
OBS: Huvudparametern av intresse är PF-förhållandet; Dynamisk efterlevnad och PA-tryck övervakas dock noggrant (figur 6). - Under utvärderingen, öka hjärtminutvolymen till 50% medan en blandad svepgas (89% N2, 8% CO2, 3% O2) tillsätts kretsen med en flödeshastighet av 0,125 L / min via deoxygenatorn.
OBS: Detta replikerar systemisk syrebrist och inträffar under 5 minuter. Under denna tid, minska PEEP till 5 cm H2O samtidigt som topptrycket bibehålls, vilket ökar EIP i enlighet därmed. Håll RR vid 10 slag per minut och ställ in I:E på antingen 1 eller 1,5 beroende på om lungorna verkar vara luftfångande eller inte. - Utför funktionella beräkningar för pulmonell vaskulär resistans, minutventilation, dynamisk följsamhet och P/F-förhållande.
OBS: Pulmonellt vaskulärt motstånd kan beräknas med: [(PAP - LAP) / CO] x 80, där LAP (vänster förmakstryck) är 0 mmHg på grund av utformningen av ett öppet LA-dräneringssystem.
Minutventilation beräknas av: TVexpiratorium x RR
Dynamisk överensstämmelse beräknas av: TVexpiratory/EIP
P/F-tal beräknas av: PaO2/Fi02, där FiO2 är 21%.
ESLP-programvaran beräknar och registrerar automatiskt ventilations- och funktionsindex kontinuerligt.
12. Metabolisk bedömning av ex situ-perfuserade lungor
- Bedöm perfusatets metaboliska tillstånd varje timme via ABG, som fungerar som en surrogatmarkör för lungans tillstånd. Samla upp 10 ml av perfusatet från fördeoxygenatorporten för framtida analys.
OBS: Blodgasanalys tjänar också till att övervaka perfusatets gas- och jontillstånd. - Använd PaO2 som en markör för övergripande lungfunktion.
OBS: Detta gäller särskilt under utvärderingsfaser när blandad svepgas tillsätts kretsen för att simulera systemisk deoxygenering. Gaser före kontra efter deoxygenator jämförs för att bedöma syreupptagning i lungorna. - Rikta in dig på en normal pH-korrigering (7,35-7,45)-korrekt acidos med bolusar av tris-hydroximetylaminometan (THAM) buffert (se materialtabell).
OBS: Alkalos korrigeras i allmänhet inte och överstiger inte 7,55. CO2-svep kan läggas till kretsen för att korrigera detta till normalt eller om alkalos överstiger denna tröskel. - Behandla PaCO2 tillåtande och ligger i allmänhet i intervallet 10-20 mmHg.
OBS: Dessa värden tolkas som ett tecken på tillfredsställande ventilation. Elektrolyter justeras inte under ESLP, men de övervakas som en del av standard ABG-analys. Laktat kommer att klättra under ökande varaktigheter av ESLP, och det gör kalium också. Natrium förblir stabilt (135-145 mmol / L), och kalcium är vanligtvis lågt. Tabell 4 innehåller provrepresentativa resultat av ABGs perfusatanalys under en 12 timmars körning av NPV-ESLP vid normotermi och 30% hjärtminutvolym med användning av ett cellulärt perfusat (blod + CHIP).
13. Avsluta perfusion, ventilation och frånkoppling av lungorna från ESLP-enheten
- På sidan Inställning klickar du på Stäng av server.
- Ta bort locket från kammaren. Koppla bort PA-adaptern från PA-kanylen.
- Extubera luftstrupen. För att bestämma mängden ödembildning, väga lungorna.
- Ta en 1 cm3 vävnadsbiopsi av tillbehörsloben och dela den i tre delar som tidigare beskrivits.
- Kör de slutliga gasanalyserna, centrifugera perfusatproverna och lagra vävnadsbiopsierna enligt tidigare beskrivet (steg 4.4).
OBS: Centrifugeringsinställningar: Hastighet, 112 x g; acceleration, 9; retardation, 9; temperatur, 4 °C, och tid, 15 min varaktighet. - Stäng programmet; Alla inspelade data sparas.
- Efter institutionella protokoll, kassera återstående vävnad, blod och bioaktiva material.
- Rengör ESLP-vagnen med en desinficerande hård ytrengörare (t.ex. 70% etanol) och placera alla återanvändbara komponenter i en frys på -20 °C för att minska tillväxten av bakterier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I början av lungperfusion och ventilation (konserveringsläge) kommer lungorna i allmänhet att ha ett lågt lungartärtryck (< 10 mmHg) och låg dynamisk överensstämmelse (< 10 ml / mmHg) när perfusatet värms till normotermi. Yorkshire grisar som väger 35-50 kg resulterar vanligtvis i lungor som väger 350-500 g. Under den första timmen av NPV-ESLP är de uppmätta expiratoriska tidalvolymerna (TVe) 0-2 ml/kg och de inandningstidala volymerna (TVi) är 100-200 ml. TVe når i allmänhet 4-6 ml / kg inom 3-6 timmar, och efter det kan fortsätta att öka men naturligt stabiliseras i intervallet 6-8 ml / kg. TVi kommer alltid att överstiga TVe med 100-200 ml. På samma sätt börjar dynamisk överensstämmelse vid 0-10 ml / mmHg inom den första timmen och ibland är högre. Mellan 3-6 timmar är den dynamiska överensstämmelsen 10-20 ml / mmHg och stabiliseras med TVe, som är sammanhängande parametrar. PAP kommer att stiga gradvis när lungartärflödet gradvis ökar från 10 till 30 % av hjärtminutvolymen. Inom den första timmen är detta typiskt 10±2 mmHg och stiger något under 12 timmars körning till ett intervall på 12±2 mmHg. Under en utvärdering med flöden på 50% av hjärtminutvolymen kan PAP vara mycket högre vid 15-20 mmHg. Pulmonell vaskulär resistans (PVR) kommer att öka gradvis under hela ESLP. Figur 6 visar trender i PAP, dynamisk överensstämmelse och PVR över 12 timmar av perfusion och ventilation. Alla dessa parametrar kan påverkas av det specifika ESLP-experimentella protokollet som används.
Under utvärderingsläget för ESLP, som inträffar vid 3, 5, 7, 9, 11 timmar under en 12-timmarskörning, observeras en uppåtgående trend i LA PaO2 (tabell 4). Utvärderingsläget varar i 5 minuter. Den består av att sänka PEEP till 5 cm H2O samtidigt som topptrycket bibehålls genom att öka EIP som kompensation. Flödena ökas till 50% av hjärtminutvolymen och blandad svepgas tillsätts via deoxygenatorn med en flödeshastighet på 0,125 l / min för att simulera systemisk syresättningsförbrukning. I allmänhet ligger PaO 2 från PA i intervallet 50-60 mmHg, och LA PaO2 kan sträcka sig från 60-120 mmHg, beroende på hur väl lungorna har svarat på bevarande och rekonditionering. Det absoluta step-up-värdet i PaO2 mellan pre-och-post-deoxygenator är en bättre indikator på lungornas syresättningskapacitet och därmed lungfunktion; Enligt konvention är dock PF-kvoter fortfarande en vanligt rapporterad parameter för att förutsäga framgångsrik transplantation. PF-förhållandet är LA (pre-deoxygenator) PaO 2 / FiO2 och bör vara > 300, vilket är transplantationsgränsen för människor. FiO2 är 21% (rumsluft); därför är det minsta LA PaO2 som krävs under ESLP 63 mmHg. Figur 6 visar en typisk trend för PF-kvoten vid utvärderingstidpunkterna 5 och 11 timmar under hela NPV-ESLP.
Båda lägena för ESLP drar nytta av olika metaboliska bedömningar, inklusive frekvent blodgasanalys, upprepad perfusatkompositionsprovtagning och vävnadsbiopsier. Perfusate fungerar som en surrogatindikator för övergripande lungstatus; därför ger blodgasanalys av perfusatet omfattande information om lungans metaboliska tillstånd (tabell 4). Före varje utvärdering dras ett 10 ml perfusatprov för att centrifugeras och analyseras via ELISA för olika biomarkörer för inflammation, inklusive TNF-alfa, IL-6 och IL-8. Dessa värden är informativa om lungans inflammatoriska tillstånd och effekterna av experimentella protokoll; De måste dock tolkas i samband med ESLP som en sluten krets utan perfusate ersättning/utbyte. Således drar dessa biomarkörnivåer inte nytta av den stödjande funktionen hos naturliga metaboliserare och fysiologisk clearance som utförs av levern eller njurarna. Av denna anledning observeras en kontinuerlig ökning av dessa markörer över tid med ESLP. Vävnadsbiopsierna är också till hjälp för biomarkörmärkning och visualisering och histologisk bedömning av vävnadsintegritet. Ödembildning är ett annat viktigt index för inflammation i samband med endotelpermeabilitet. Figur 6 visar en typisk viktökning på 30% i slutet av 12 timmar NPV-ESLP. Nyligen har in vitro funktionell bedömning av lungor på NPV-ESLP kompletterats med bekräftande in vivo vänster lungtransplantation till 35-50 kg Yorkshire grisar. In vivo transplanterad lungbedömning sker under en 4 timmars varaktighet före eutanasi via exsanguination. Det transplantationsprotokoll som antagits för in vivo-bedömning med hjälp av denna anpassade NPV-ESLP-enhet finns i denna referens19.
P: F-förhållandet är den viktigaste funktionella bedömningsparametern för ESLP och human lungtransplantation. Denna NPV-ESLP-teknik användes framgångsrikt i en klinisk prövning med 100% 30 dagar och 1 års överlevnad17. Tolv utökade kriterier mänskliga lungor bevarades framgångsrikt och rekonditionerades på ESLP med efterföljande transplantation. Det fanns ingen incidens av PGD grad 3 och ingen tidig mortalitet. Långtidsuppföljning pågår. Även om P: F-förhållandet är den gyllene standardfunktionella bedömningsparametern för transplantation och ESLP, MÄTER NPV-ESLP också PAP, pulmonell vaskulär resistans, ödembildning och efterlevnad som ytterligare funktionella resultatåtgärder för att hjälpa till att styra bevarande och rekonditionering av lungor. NPV-ESLP ger omfattande metaboliska och funktionella utvärderingar av donatorlungor. Denna teknik har visat sig vara kliniskt fördelaktig i samband med lungor med utökade kriterier. Programvaran har utformats för att kräva minimala manuella justeringar och har minimal variabilitet mellan och inom operatören.
Bild 1: NPV-ESLP-protokoll. Schematisk representation av lungupphandling och 12 h NPV-ESLP-körning. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Silikonstödmembran för lungorna suspenderat i ESLP-behållare med hårt skal. Stödmembran avbildat med ett endotrakealt rör (mitten) och lungartärkanyl (vänster). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: NPV-ESLP-krets. (A) Schematisk representation av kretsen med en medföljande förklaring (vänster). (B) Foto av NPV-ESLP-krets (höger). Klicka här för att se en större version av denna figur.
Bild 4: Skärmbilder från NPV-ESLP-programmet. (a) "Huvudskärm". b) Skärmen "Flödesslingor". (c) Skärmen "Inställningar". Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Lungor anslutna till NPV-ESLP-kretsen . a) Främre donatorlungor före ESLP. b) Bakre donatorlungor efter ESLP. (C, D) Vävnadsbiopsi av höger mitten lunglob. (E) Lungor anslutna till ESLP-kretsen. (F) Påvisad placering av lungor på silikonstöd. (G) Framifrån av ESLP-anordning som illustrerar startvätskenivå och lungpositionering. h) Lungor som är anslutna till anordningen och som uppvisar öppet förmaksdränering i vänster riktning. (I, J, K) Locket fäst på enhetskammaren. (L) Enheten och lungorna är helt anslutna och fungerar i NPV-läge. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 6: Funktionella parametrar under utvärderingslägen över 12 timmar NPV-ESLP. (A) P:F-förhållande, PaO 2:FiO-2-förhållande. (b) Efterlevnad. (C) PAP, lungartärtryck. (D) PVR, pulmonell vaskulär resistans. e) Viktökning. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Tabell 1: Registrerade övervakningsdiagramparametrar. Klicka här för att ladda ner den här filen.
Tabell 2: Initiering av 12 timmars NPV-ESLP-protokoll. CO, hjärtminutvolym; PA, lungartär; PPV, övertrycksventilation; NPV, undertrycksventilation. För konserveringsläge, ventilationsparametrar, se tabell 3. Från och med T3 genomfördes utvärderingen seriellt varannan timme i 5 minuter, med PA-flöde inställt på 50% CO, medicinsk gas inställd på 89% N2, 8% CO2, 3% O2 och konserveringsinställningar enligt parametrarna i tabell 3. Klicka här för att ladda ner den här filen.
Tabell 3: Lägen för NPV-ESLP: Bevarande kontra utvärdering. CO, hjärtminutvolym; FiO2, fraktion inspirerad av syre; LAP, vänster förmakstryck; NPV, undertrycksventilation; PAP, genomsnittligt lungartärtryck; PAWP, toppluftvägstryck; PEEP, positivt slututandningstryck; PCO2, partialtryck av koldioxid i lungartärcirkulationen. Klicka här för att ladda ner den här filen.
Tabell 4: Blodgasanalys utförd under 12 timmar ESLP. Ca+, kalciumjon; Cl-, kloridjon; Hb, hemoglobin; HCO3-, bikarbonatjon; K+, kaliumjon; Na+, natriumjon; Osm, osmolaritet; paCO2, arteriellt partialtryck av koldioxid; paO2, arteriellt partialtryck av syre; sO2, syremättnad; P/F-tal, PaO 2/FiO2-tal. Klicka här för att ladda ner den här filen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det finns flera kritiska kirurgiska steg tillsammans med felsökning som behövs för att säkerställa en framgångsrik ESLP-körning. Lungor från juvenila svin är extremt känsliga jämfört med vuxna mänskliga lungor, så den upphandlande kirurgen måste vara försiktig vid hantering av svinlungor. Det är viktigt att försöka en "no-touch" -teknik för att undvika att orsaka trauma och atelektas vid dissekering av lungorna. "No-touch" innebär att man använder minsta möjliga manuella manipulation av lungorna under tillvaratagandet. Rekryteringsmanövrar medan du är på ventilatorn under operation är mycket mindre effektiva i svinlungor än mänskliga lungor. Det är oklokt att omdirigera luft manuellt genom alveolerna som ofta utförs med mänskliga lungor eftersom detta kommer att orsaka irreparabel skada på unga svinlungor. Det är viktigt att klämma fast luftstrupen vid tidvattenvolymer som matchar tidvatteninduktionsvolymerna för att maximera sannolikheten för en lyckad NPV-ESLP-körning. Eventuell förlorad efterlevnad under upphandling är utmanande att återfå på NPV-ESLP när man arbetar med svinlungor; människors lungor som använder NPV-ESLP är mer förlåtande i detta avseende. Helst utförs klämning av lungorna vid tidvatteninduktionsvolymer utan behov av ökat topptryck; Efterlevnaden börjar dock sjunka strax efter varm ischemi, och ibland behövs högre tryck för att upprätthålla rekryteringen. Det är bra att byta till ett I: E-förhållande på 2: 1 efter kardioktomi för att upprätthålla och till och med öka alveolär rekrytering något med TVe över 10 ml / kg innan pneumonektomi påbörjas. Vänd inte lungorna medialt för att dissekera de bakre pleurafästena från matstrupen som vanligtvis utförs vid mänskliga lunghämtningar. De bakre pleurala fästena måste dissekeras trubbigt med ett blint tillvägagångssätt, reta vävnaden bort från lungorna med en frihand samtidigt som den lyfter uppåt från den klämda luftstrupen för att ge motdragkraft. Lungor från juvenila svin som har förlorat betydande följsamhet vid tidpunkten för trakealavnning kommer att kämpa för att återhämta sig på ESLP. Om lungorna har 0 dynamisk överensstämmelse initialt under NPV-ESLP och inte utvecklar någon dynamisk efterlevnadsförbättring mätt av programvaran inom den första timmen, är det tveksamt att dessa lungor kommer att återställa sin funktion. Detta är nästan säkert ett problem med den kirurgiska explanteringstekniken. Om otillräcklig PA-längd har anskaffats kan fallande aorta förlänga PA via end-to-end-anastomos.
Flera kritiska steg och felsökningsmetoder behövs under driften av NPV-ESLP-apparaten för att uppnå framgångsrik perfusion. Tillvaratagandeprocessen, montering av lungorna på NPV-ESLP-apparaten och initiering av perfusion/ventilation bör inte överstiga 20-30 minuter. Förlängda perioder av ischemi minskar sannolikheten för en framgångsrik körning. Lungorna måste placeras på silikonstödmembranet så att varken PA-kanylen eller ET-röret stör de övre lobernas rörelse under ventilation. Lungorna måste lyftas upp från hårdskalkammaren med hjälp av silikonstödmembranet; lungorna bör dock inte vara så förhöjda att öppen LA-dränering av blod kommer att resultera i hemolys från kraften att falla på hårdskalbehållaren. Eventuella tårar i lungparenkymet måste identifieras och sys med 6-0 prolene för att förhindra luftläckage. Skrotpleura eller perikardium kan vara till hjälp för att utföra en patchreparation. På samma sätt kan blodindränkt gasväv också tjäna till att plugga tårar som inte kan repareras kirurgiskt. Det är bättre att undvika en skada än att reparera lungparenkymet, eftersom lungan är svår att sy utan att orsaka ytterligare skador. Lungorna måste förbli uppblåsta när ventilationen inleds, så CPAP måste börja vid 20 cm H2O innan luftstrupen eller ventilationsslangen lossas. Om lungorna töms kommer de att kämpa. Eventuell förlorad alveolär rekrytering innan ventilation påbörjas kommer att vara svår att återfå under NPV-ESLP, vilket resulterar i en långsammare återhämtning. Vid initiering av perfusion måste tryckgivaren nollställas korrekt. PA-klämman avlägsnas långsamt för att undvika den oönskade effekten av pulmonell övercirkulation från alltför höga tryck och flöde. Huvud-PA får inte knäckas i sitt läge eftersom detta kommer att ge falskt förhöjda tryckavläsningar. PA-adaptern får inte anligga PA-förgreningen av samma anledning. Båda situationerna kan störa perfusion av lungvävnad. Det är viktigt att hålla PEEP över 12 under den första timmen av ventilation och inte sänka PEEP under 8 förutom utvärdering, där en PEEP på 5 är önskvärd. Topptryck bör matcha de som används vid tidpunkten för upphandling eftersom de är informativa om tillståndet för lungöverensstämmelse. Till exempel, om lungorna krävde ett topptryck på 25 cm H2O vid tidpunkten för upphandlingen för att uppnå TVe på 10 ml/kg, kommer allt mindre än 25 cmH2Osannolikt inte att upprätthålla samma mängdalveolär rekrytering en gång på maskinen.
Det finns några begränsningar av denna metod som är värda att överväga. Som tidigare nämnts är konventionen i ESLP-litteraturen endast att rapportera PaO2 vid beräkning av P: F-förhållanden 8,9,10,11,15,17,18; PA PaO2 är dock informativ eftersom den klargör syresteget som uppstår på grund av lungsyresättning. Detta är en bättre beskrivning än enbart P:F-förhållandet. När svepgasen inte är igång fungerar maskinen i huvudsak som en stor shunt som återcirkulerar blod genom lungorna för upprepade varv av syresättning. Av denna anledning är ABG för konserveringsläge inte särskilt informativa för lungornas syresättningskapacitet men är mycket värdefulla för den metaboliska profilen. Det är därför blandgassvep under utvärderingen är så viktigt och varför påvisad deoxygenering av postdeoxygenatorns perfusat är kritisk. En annan begränsning är behovet av en in vivo-modell för noggrann bedömning av lungfunktion efter ESLP. In vivo-transplantation är kirurgiskt krävande jämfört med organupphandlingsoperationen, med många möjliga komplikationer som resulterar i förlust av den transplanterade lungan. Som sådan är både ESLP och efterföljande transplantation dyra resursinsatser och har branta inlärningskurvor.
Det finns flera fördelar med denna NPV-ESLP-teknik jämfört med nuvarande tillgängliga modeller. Prekliniska studier som jämför NPV-ESLP med PPV-ESLP har visat att NPV är en överlägsen form av ventilation15. Detta beror troligen på att NPV är en mer fysiologisk metod för ESLP. NPV replikerar den negativa intratorakala tryckmiljön i bröstkorgen för att inducera lungexpansion genom att jämnt fördela kraften över pleuraytan. PPV inducerar större barotrauma eftersom det tvingar lungorna att öppna genom högre tryck riktade ner i luftvägarna. En av de andra betydande fördelarna med denna NPV-ESLP-enhet är att den är utformad för att vara helt bärbar. Portabilitet möjliggör virtuell eliminering av varm ischemisk tid eftersom enheten kan följa transplantationsteam till givarcentret. Ischemisk tid är direkt relaterad till omfattningen av lungischemisk reperfusionsskada (LIRI) och efterföljande utveckling av primär transplantatdysfunktion (PGD), den främsta orsaken till död och sjuklighet efter lungtransplantation. Därför bör alla ansträngningar för att minska ischemi översättas till förbättrade resultat efter transplantation. Att minska ischemisk tid möjliggör också upphandling av lungor från avlägsna geografiska platser. Detta beror på att transporttiden blir mindre av ett bekymmer för utvecklingen av LIRI och PGD, vilket ökar tillgången på donerade organ som annars skulle ha avvisats.
Denna enhet och de beskrivna metoderna har användbara kliniska och forskningsapplikationer. Som tidigare nämnts har prototypen av denna enhet redan använts för en framgångsrik klinisk prövning av donatorlungor med utökade kriterier för transplantation med 100% 30 dagar och 1-års överlevnad och noll incidens av PGD grad 317. En multicenter-utvärdering är nästa steg för den här enheten när den går mot kommersiell utveckling. När det gäller forskningsansökningar finns prekliniska bevis för att NPV-ESLP är överlägset PPV-ESLP15. NPV-ESLP har löftet om att bli den exemplariska enheten, som kommer att driva ytterligare forskning med hjälp av denna teknik. Tillämpningen av ESLP i laboratoriemiljö har fördelen av kontinuerlig övervakning av organfunktion, omedelbar återkoppling vid införandet av nya behandlingsmetoder, isolering av lungorna från andra organsystem för testning av terapier och ett medel för leverans av terapier som tidigare saknade administreringsväg till donatorlungor. I den meningen är dess tillämpning i translationell forskning för lungtransplantation oöverträffad. Denna speciella enhet med ett automatiserat ESLP-program är lätt att använda, resulterar i minimal variation mellan och inom operatören i funktionella parametrar och är utformad för att kräva minimala manuella justeringar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
DHF har patent på ex situ-organperfusionsteknik och metoder. DHF och JN är grundare och större aktieägare i Tevosol, Inc.
Acknowledgments
Denna forskning finansierades på uppdrag av The Hospital Research Foundation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0 ETHIBOND Green 1 x 36" Endo Loop 0 | ETHICON | D8573 | |
| 2-0 SILK Black 12" x 18" Strands | ETHICON | SA77G | |
| ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer | Radiometer | 989-963 | |
| Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small | Covidien | 352/5877 | |
| Arterial Filter | SORIN GROUP | 01706/03 | |
| Backhaus Towel Clamp | Pilling | 454300 | |
| Biomedicus Pump | Maquet | BPX-80 | |
| Cable Ties – White 12” | HUASU International | HS4830001 | |
| Calcium Chloride | Fisher Scientific | C69-500G | |
| Cooley Sternal Retractor | Pilling | 341162 | |
| CUSHING Gutschdressing Forceps | Pilling | 466200 | |
| D-glucose | Sigma-Aldrich | G5767-500G | |
| Deep Deaver Retractor | Pilling | 481826 | |
| Debakey Straight Vascular Tissue Forceps | Pilling | 351808 | |
| Debakey-Metzenbaum Dissecting | Pilling | 342202 | |
| Scissors | Pilling | 342202 | |
| Endotracheal Tube 9.0mm CUFD | Mallinckrodt | 9590E | Cuff removed for ESLP apparatus |
| Flow Transducer | BIO-PROBE | TX 40 | |
| Human Albumin Serum | Grifols Therapeutics | 2223708 | |
| Infusion Pump | Baxter | AS50 | |
| Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator | SORIN GROUP | K190690 | |
| Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8' | Medtronic | 3108 | |
| Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6' | Medtronic | 3506 | |
| Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2" | Medtronic | 6013 | |
| MAYO Dissecting Scissors | Pilling | 460420 | |
| Medical Carbon Dioxide Tank | Praxair | 5823115 | |
| Medical Nitrogen Tank | Praxair | NI M-K | |
| Medical Oxygen Tank | Praxair | 2014408 | |
| Organ Chamber | Tevosol | ||
| PlasmaLyte A | Baxter | TB2544 | |
| Poole Suction Tube | Pilling | 162212 | |
| Potassium Phosphate | Fischer Scientific | P285-500G | |
| Scale | TANITA | KD4063611 | |
| Silicon Support Membrane | Tevosol | ||
| Sodium Bicarbonate | Sigma-Aldrich | 792519-1KG | |
| Sodium Chloride 0.9% | Baxter | JB1324 | |
| Sorin XTRA Cell Saver | SORIN GROUP | 75221 | |
| Sternal Saw | Stryker | 6207 | |
| Surgical Electrocautery Device | Kls Martin | ME411 | |
| Temperature Sensor probe | Omniacell Tertia Srl | 1777288F | |
| THAM Buffer | Thermo Fisher Scientific | 15504020 | made from UltraPureTM Tris |
| TruWave Pressure Transducer | Edwards | VSYPX272 | |
| Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr | Arrowg+ard | CS-12702-E | |
| Vorse Tubing Clamp | Pilling | 351377 | |
| Willauer-Deaver Retractor | Pilling | 341720 | |
| Yankauer Suction Tube | Pilling | 162300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The international thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; focus theme: Multiorgan transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2017 annual data report: Lung. American Journal of Transplantation. 19, Suppl 2 404-484 (2019).
- Chambers, D. C., et al. The registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fourth adult lung and heart-lung transplantation report-2017; focus theme: Allograft ischemic time. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (10), 1047-1059 (2017).
- Klein, A. S., et al. Organ donation and utilization in the united states, 1999-2008. American Journal of Transplantation. 10 (4), Pt 2 973-986 (2010).
- Singh, E., et al. Sequence of refusals for donor quality, organ utilization, and survival after lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (1), 35-42 (2019).
- Bhorade, S. M., Vigneswaran, W., McCabe, M. A., Garrity, E. R. Liberalization of donor criteria may expand the donor pool without adverse consequence in lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 19 (12), 1199-1204 (2000).
- Snell, G. I., Griffiths, A., Levvey, B. J., Oto, T. Availability of lungs for transplantation: Exploring the real potential of the donor pool. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 27 (6), 662-667 (2008).
- Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
- Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 45 (1), 40-45 (2014).
- Cypel, M., et al. Experience with the first 50 ex vivo lung perfusions in clinical transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 144 (1), 1200-1206 (2012).
- Buchko, M. T., et al. Total parenteral nutrition in ex vivo lung perfusion: Addressing metabolism improves both inflammation and oxygenation. American Journal of Transplantation. 19 (12), 3390-3397 (2019).
- Andreasson, A. S. I., et al. Profiling inflammation and tissue injury markers in perfusate and bronchoalveolar lavage fluid during human ex vivo lung perfusion. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 51 (3), 577-586 (2017).
- Sadaria, M. R., et al. Cytokine expression profile in human lungs undergoing normothermic ex-vivo lung perfusion. The Annals of Thoracic Surgery. 92 (2), 478-484 (2011).
- Ricard, J. D., Dreyfuss, D., Saumon, G.
- Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
- Lai-Fook, S. J., Rodarte, J. R. Pleural pressure distribution and its relationship to lung volume and interstitial pressure. Journal of Applied Physiology. 70 (3), 967-978 (1991).
- Buchko, M. T., et al. Clinical transplantation using negative pressure ventilation ex situ lung perfusion with extended criteria donor lungs. Nature Communications. 11 (1), 5765 (2020).
- Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo perfusion. Transplantation Proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
- Forgie, K. A., et al. Left lung orthotopic transplantation in a juvenile porcine model for ESLP. The Journal of Visualized Experiments. , (2021).
