Summary
该协议的目标是将细胞粘附和生长引导到冷冻电子显微镜的网格目标区域。这是通过应用抗污垢层来实现的，该抗污垢层以用户指定的模式消融，然后在细胞接种之前在图案化区域沉积细胞外基质蛋白。
Abstract
全细胞冷冻电子断层扫描（cryo-ET）是一种强大的技术，用于产生存在于细胞环境中的大分子的纳米级分辨率结构，并以近乎天然的冷冻水合状态保存。然而，以适合断层扫描的方式培养和/或粘附细胞到TEM网格上，同时保持细胞处于生理状态也存在挑战。在这里，提出了一个关于使用微图案化来指导和促进TEM网格上真核细胞生长的详细分步方案。在微模式化过程中，细胞生长是通过在TEM网格的箔片上的指定模式和位置内沉积细胞外基质（ECM）蛋白来指导的，而其他区域仍然涂有防污层。表面涂层和图案设计的灵活性使微图案广泛适用于各种电池类型。微模式化可用于研究单个细胞内的结构以及更复杂的实验系统，例如宿主 - 病原体相互作用或分化的多细胞群落。微图案化也可以集成到许多下游的全细胞冷冻电子显微镜工作流程中，包括相关光和电子显微镜（cryo-CLEM）和聚焦离子束铣削（cryo-FIB）。
Introduction
随着冷冻电子显微镜（cryo-EM）的发展，扩展和多功能性，研究人员已经检查了从大分子（〜1nm）到高（〜2 Å）分辨率的近乎天然状态的各种生物样品。单颗粒冷冻电镜和电子衍射技术分别应用于溶液或结晶状态下的纯化大分子1，2。而冷冻电子断层扫描 （cryo-ET） 特别适用于大型异源物体（如细菌、多态病毒和真核细胞）的近天然结构和超微结构研究3。在冷冻电子断层扫描中，通过物理倾斜显微镜载物台上的样品并以不同角度通过样品获取一系列图像来获得三维（3D）信息。这些图像或倾斜系列通常以 1 到 3 度的增量覆盖 +60/-60 度的范围。然后，倾斜序列可以通过计算重建为3D体积，也称为断层扫描图4。
所有冷冻电镜技术都要求将样品嵌入一层薄薄的无定形、非结晶玻璃体冰中。最常用的冷冻固定技术之一是浸入式冷冻，其中将样品施加到EM网格上，转印并迅速浸入液体乙烷或液体乙烷和丙烷的混合物中。该技术足以对厚度为<100nm至~10μm的样品进行玻璃化，包括培养的人细胞，如HeLa细胞5，6。厚度达 200 μm 的较厚样品，如微型类器官或组织活检，可通过高压冷冻进行玻璃化7。然而，由于较厚样品的电子散射增加，在300 kV透射电子显微镜中，冷冻ET的样品和冰厚度限制为~0.5 - 1μm。因此，许多真核细胞的全细胞冷冻ET仅限于细胞的外围或细胞的延伸，除非使用额外的样品制备步骤，例如冷冻切片8 或聚焦离子束研磨9，10，11。
许多全细胞冷冻 ET 成像实验的局限性是数据收集通量12。与单颗粒冷冻电镜不同，在单颗粒冷冻电镜中，通常可以从单个TEM网格正方形成像数千个孤立的颗粒，细胞很大，分散，并且必须以足够低的密度生长，以使细胞保存在薄薄的玻璃体冰层中。通常，感兴趣的区域仅限于单元的特定特征或子区域。进一步限制通量的是细胞倾向于生长在不适合TEM成像的区域，例如TEM网格条上或附近。由于TEM网格上的细胞培养具有不可预测性，因此需要技术发展来改善样品的可访问性和数据采集的通量。
使用贴壁细胞外基质（ECM）蛋白进行底物微图案化是一种成熟的活细胞光学显微镜技术，用于指导细胞在刚性，耐用和光学透明的表面上的生长，例如玻璃和其他组织培养底物13，14。在柔软和/或三维（3D）表面上也进行了微图案化。这种技术不仅允许细胞的精确定位;他们还支持多细胞网络的创建，例如模式化神经细胞回路15。将微图案引入冷冻ET不仅可以提高通量，还可以为探索复杂和动态的细胞微环境开辟新的研究。
最近，一些小组已经开始通过多种方法在TEM网格上使用微图案化技术16，17。在这里，使用Alvéole PRIMO微图案系统描述了TEM网格的无掩模光图案技术的使用，该系统具有高分辨率和非接触式图案化。使用这种微图案系统，在基板顶部施加防污层，然后应用光催化剂并用紫外激光在用户定义的图案中烧蚀防污层。然后可以将ECM蛋白添加到模式中以进行适当的细胞培养。该方法已被几个小组用于视网膜色素上皮-1（RPE1），Madin-Darby犬肾-II（MDCKII），人包皮成纤维细胞（HFF）和内皮细胞系的冷冻ET研究16，17，18。该微图案系统与多种防污层基板以及液体或凝胶光催化剂试剂兼容。可以从细胞系的特异性中选择并适应各种ECM蛋白，从而为用户提供多功能性。
微图案化已成功应用于实验室内的多个项目19。本文提出了一种微模式方案，包括研究培养的HeLa细胞，呼吸道合胞病毒（RSV）感染的BEAS-2B细胞和原代幼虫 果蝇黑色素加星 神经元的特定适应性20。
Protocol
这里描述的方案是Wright实验室和威斯康星大学麦迪逊分校Cryo-EM研究中心使用的细胞培养，微图案和成像方法的汇编。工作流如图 1 所示。以下站点提供其他培训和教学材料：https://cryoem.wisc.edu 或 https://wrightlab.wisc.edu
1. 准备用于图案化的网格
- 将TEM网格转移到干净的载玻片上，碳面朝上（碳箔的标准厚度为12nm）。使用碳蒸发器 ACE600，将 5-8 nm 的额外碳蒸发到网格上，以提高整体碳膜的耐用性。
注意：对于 SiO2 网格，此步骤不是必需的。此步骤也可以提前完成;将涂层网格存放在低湿度环境中，如真空干燥器。 - 将网格转移到网格准备支架上，并将网格碳面朝上释放辉光。使用辉光放电系统，在10 mA下辉光放电网格60秒，工作距离为80 mm，真空压力为1.0 x 10-3 mbar。在下一步后的15-30分钟内完成此操作。
注意：网格准备支架可以商业购买或自制，并在小培养皿上使用一张滤纸自制。
2.防污层的应用
注意：处理网格时应使用适当的无菌技术，并且所有溶液都应无菌和/或过滤器灭菌。
- 将网格（碳面朝上）转移到干净的载玻片或盖玻片上，网格之间至少有1厘米的距离。将10μL0.05%聚-L-赖氨酸（PLL）移液到每个网格上。将网格在潮湿的室内孵育至少30分钟，例如带有湿纸巾的封闭塑料盒。
注意：此步骤可以延长到一夜之间。确保腔室中的湿度水平足以防止网格变干。 - 用15μL 0.1 M HEPES pH 8.5洗涤每个网格三次。每次洗涤时，用移液器从网格中除去大部分液体，不要让网格干燥。加入15μL新鲜缓冲液，孵育至少30秒并重复。在最后一次洗涤后，将每个网格留在15μL0.1 M HEPES中。
注意：在本步骤和后续步骤中，保持网格湿润并避免移液器与网格之间的接触非常重要。 - 为每个网格制备10μL100mg / mL聚乙二醇琥珀酰戊酸（PEG-SVA）在0.1 M HEPES pH 8.5中。PEG-SVA通过温和混合会迅速溶解，从而产生透明的溶液。
注意：不要提前准备PEG-SVA溶液。PEG-SVA在pH 8.5下的半衰期为10分钟。避免将PEG-SVA储备物暴露在过多的水分中，将其储存在-20°C的干燥器或干燥环境中，并在开封前升温至室温。 - 制备PEG-SVA溶液后，立即从每个网格中取出15μLHEPES pH 8.5滴（注意不要干燥网格），并加入10μLPE-SVA溶液滴。将网格在潮湿的室内孵育至少1小时。
注意：此步骤可以延长到一夜之间。确保腔室中的湿度足以防止网格变干。 - 用15μL无菌水洗涤每个网格三次。对于每次洗涤，用移液器从网格中除去大部分液体而不让网格干燥，加入15μL淡水，孵育至少30秒并重复。最后洗涤后，将每个网格留在15μL水中。
3. 涂抹PLPP凝胶
- 为每个网格准备一个干净的显微镜盖玻片。对每个网格完成以下步骤，一次一个网格，以最大程度地减少网格干涸的可能性。
- 在盖玻片的中心放置一滴1.0μL水，以帮助将网格放在盖玻片上并保持网格湿润。小心地将网格从15 μL水滴转移到盖玻片上的1.0 μL水滴。确保将网格碳侧朝上放置。
- 小心地将聚二甲基硅氧烷（PDMS）钢网放置在网格上，注意保持网格居中，并尽量减少钢网与网格碳箔的接触。
- 将1.0μL4-苯甲酰基苄基-三甲基氯化铵（PLPP）凝胶加入网格中。轻轻移液器混合（不要用移液器吸头触摸网格）。
- 将带有网格的盖玻片移动到黑暗位置以干燥。凝胶将在大约15-30分钟内干燥。
4. 微模式的校准和设计
- 用荧光笔为玻璃盖玻片的一面着色。从细尖永久标记中添加黑线，使对焦更容易。将盖玻片放在显微镜上，使彩色面朝向物镜。使用明场模式，将焦点放在荧光笔上。
- 确保显微镜和微图案系统已通电，并设置了正确的光路。在显微镜计算机上打开微观管理器和莱昂纳多软件（插件>莱昂纳多）。
- 选择校准，然后按照屏幕上的说明操作。调整显微镜焦点，使投影到载玻片上的图像对焦。暴露时间可能需要缩短。校准后，选择" 立即图案"。
- 记录程序左上角窗口中校准数据下报告的千分尺/像素（μm/px）比率（图2，区域1）。使用此比率可确定在设计图案时每微米要使用的像素数。
- 校准后，确保软件现在已打开，从显微镜获得实时明场视图。将盖玻片（第3部分）上准备好的网格加载到舞台上，网格朝向物镜。放置载物台并调整焦点，使网格在软件窗口中可见。
- 以微米为单位测量网格正方形和网格条的大小。该软件包括一个由左下角附近的按钮激活的标尺，用于测量网格（图2，区域2）。例如，此处用于 200 目网格的模式对应于 ~87 × 87 μm 网格正方形和 ~36 μm 网格条。
注：该软件可以灵活地动态调整模式的大小，因此可以容忍测量中的轻微不准确。 - 根据上述测量和比率，使用任何图像创建软件创建图案。20×物镜的最小特征尺寸为1.2 μm。模式应另存为未压缩的 8 位.tiff文件。
- 确保软件在保存时不会将图像重新缩放到不同的像素大小。图案应适合 800 × 800 像素的框内，足以覆盖四个网格正方形。
注意：值为 255（白色）的像素将以最高强度（激光的总剂量）进行图案化，值为零（黑色）的像素将不进行图案化。任何具有中间值的像素都将以大约（X/ 255）*总剂量的剂量进行图案化。在 图3A中，灰度图案使用像素值255和129。一旦设计了模式，就可以保存并重复使用，而无需修改。
- 确保软件在保存时不会将图像重新缩放到不同的像素大小。图案应适合 800 × 800 像素的框内，足以覆盖四个网格正方形。
5. 微图案化
- 校准后，确保软件现在已打开，从显微镜获得实时明场视图。将盖玻片（第3部分）上准备好的网格加载到舞台上，网格朝向物镜。定位舞台并调整焦点以查看软件中的网格。
- 对于初始运行，请设计一个新模板。在软件中，选择 "添加 ROI "（未显示，在 图 2 区域 3 的位置），然后选择一个 3，000 μm 的圆圈。使用屏幕上的明场图像作为指导，将圆圈ROI放置在网格上。按锁定以确保投资回报率。
- 将 ROI 锁定到位后，选择" 添加模式" （未显示，位于 图 2 区域 3 的位置）。选择第 4 节中设计的图案。将网格划分为六个区域，以允许在每个区域中独立聚焦和定位，以考虑不均匀的网格。一个 8 ×网格的每个角有 8 个网格正方形区域，中心每侧有一个 2 × 8 个网格方块区域，使中心四个网格正方形保持无图案（图 2，中心图）。
- 使用复制选项（图 2，区域 4）生成初始模式的副本，以达到所需的模式总副本数。如有必要，调整副本之间的间距以匹配网格正方形之间的间距。
- 设置 图案的总剂量 。30 mJ/mm2 是一个很好的起点。有关更多详细信息，请参阅讨论部分。
- 在 "专家选项" （图 2，区域 4）下，调整区域的角度以匹配网格正方形的角度。可以使用鼠标重新定位区域。图案的比例（大小）也可以调整。通过调整图案的角度、位置、间距和比例进行迭代，直到图案与网格正方形对齐。移动显微镜载物台以更改实时明场显示器中的网格区域。
- 按 "锁定" 保存对区域所做的更改。
- 要复制某个区域，请在左侧的"动作"面板中单击其名称旁边的"复制"按钮（图 2，区域 5，两张纸图标）。要重新定位、重命名或编辑副本，请在"动作"面板中单击其名称。
- 根据需要重复步骤 5.4-5.9 以填充所有所需区域。
- 设计和定位完整的模板后，将模板文件 保存 在软件中（图 2，区域 6，顶部工具栏中带有向上箭头图标的栏）。
- 加载以前保存的模板（带有向下箭头图标的条形）时，将 ROI 居中放在网格上，然后按 Lock。单击 "操作面板" 中的每个区域以更改角度、位置、剂量和/或图案文件。
- 定位模板和模式后，在软件的 "操作面板" 中取消选中除一个区域之外的所有区域。
- 使用显微镜载物台导航到该区域并聚焦在碳箔上。单击"动作"面板中的"眼球"图标（图 2，区域 5）将打开或关闭图案叠加的显示。
- 网格对焦后，关闭明场快门，然后按软件右下角的 "播放 "图标开始图案化过程，可以实时监控。
- 在操作面板中，选中下一个区域的框。打开明场快门，使网格可见，并使用显微镜载物台将该区域居中。对 操作面板中的每个区域重复步骤 5.13-5.14。
- 从显微镜中取出带有网格的盖玻片，并立即将10μL无菌磷酸盐缓冲盐水（PBS）移液到网格上。
- 10分钟后，用镊子取出模板，然后用15μLPBS洗涤网格3次。最终洗涤后，将每个网格置于15μLPBS中，并将网格移动到黑暗位置。
6. ECM蛋白的沉积
- 对于培养的细胞，请遵循步骤6.2-6.5;对于原发 性果蝇 神经元，请遵循步骤 6.6-6.10。
- 为每个网格准备至少15μL的ECM。对于BEAS-2B细胞，在无菌PBS中制备终浓度为0.01mg / mL牛纤连蛋白和0.01mg / mL荧光团偶联纤维蛋白原。对于HeLa细胞，在无菌PBS中制备0.01mg / mL牛胶原I和0.1mg / mL荧光团结合纤维蛋白原。
- 从每个网格中取出大部分PBS，并应用15μL的ECM。将电网在室温下的潮湿室中孵育至少1小时。
注意：该步骤可以在4°C下延长至过夜。 - 在 ECM 中孵育后，用无菌 PBS 洗涤每个网格 5 次。每次洗涤时，用移液器除去大部分液体，不要让网格干燥，加入15μL新鲜PBS，孵育至少30秒，然后重复。在最终洗涤后，将每个网格留在PBS中。
注意：网格可以在4°C的PBS中储存长达一周，而不会观察到质量下降。 - 使用荧光显微镜检测ECM中的荧光团，以确认图案化以及碳箔保持完整。一些破碎的方块通常是可以容忍的。
- 对于原发 性果蝇 神经元，将图案网格移动到含有无菌PBS的30毫米玻璃底皿中。
- 从培养皿中吸出PBS，并施用2mL 0.5mg / mL荧光团偶联的康那瓦林A.在无菌环境中在25°C孵育过夜。
- 从培养皿中取出康那瓦林A溶液（不干燥网格），并用PBS洗涤网格3次。每次洗涤时，从培养皿中加入并取出 2 mL PBS。
- 使用荧光显微镜检测ECM中的荧光团，以确认图案化以及碳箔保持完整。一些破碎的方块通常是可以容忍的。
- 最后洗涤后，从玻璃底培养皿中取出PBS，加入2mL新鲜制备的，无菌过滤的补充施耐德果蝇培养基21，含有20%热灭活胎儿牛血清（FBS），5μg/ mL胰岛素，100μg/ mL青霉素，100μg/ mL链霉素和10μg/ mL四环素。在无菌环境中孵育25°C，直到神经元准备好接种。
7. 接种前原代 果蝇 细胞的制备
- 用70%EtOH对55mm解剖皿进行灭菌，然后将2-3mL无菌过滤的1×解剖盐水（9.9mM HEPES pH 7.5，137mM NaCl，5.4mM KCl，0.17mM NaH2PO4，0.22mM KH2PO4，3.3mM葡萄糖，43.8mM蔗糖）21。
- 使用一对镊子从食物中轻 轻挑选30-40个3龄幼虫。
- 将幼虫放入具有1×PBS的管中，然后将它们转移到具有1×PBS的第二管中以洗涤幼虫。
- 将幼虫转移到具有70%EtOH的管中以洗掉PBS，然后将它们转移到具有70%EtOH的第二管中。将幼虫留在第二管中2-3分钟以对幼虫进行灭菌。
- 将幼虫转移到具有1×解剖盐水的管中，然后立即将它们转移到具有1×解剖盐水的第二管中。
- 将单个幼虫转移到含有1×解剖盐水的解剖皿中。用一对镊子和一台解剖显微镜，快速撕裂每个幼虫以提取大脑，并用1×解剖盐水将其转移到第三管。重复此步骤，直到提取所有大脑。
- 将含有大脑的管子以300× g 离心1分钟。
- 弃去上清液，用1mL的1×解剖盐水洗涤，并以300×g离心管1分钟。再次重复此步骤。
- 弃去上清液，直到200-250μL留在管中，并在1x解剖盐水中加入20μL2.5mg / mL Liberase。
- 在室温下旋转管子在旋转器上旋转1小时;在此期间，每10分钟移取溶液25-30次。到最后，溶液应该稍微不透明。
- 将细胞以300× g 离心5分钟。
- 弃去上清液，然后加入1 mL补充的施耐德培养基。将溶液移取30次以混合。
- 将细胞以300× g 离心5分钟。
- 弃去上清液，并通过加入1mL补充的施耐德培养基洗涤细胞沉淀。将溶液移取30次以混合。
- 将细胞以300× g 离心5分钟。
- 弃去上清液，然后用300μL补充的施耐德培养基重悬细胞沉淀。将溶液移取30-40次以混合。
8. BEAS-2B和HeLa细胞的培养和RSV感染
- 将HeLa细胞和BEAS-2B细胞维持在37°C和5%CO 2的T75烧瓶中。每3-4天传代细胞一次达到约80%的汇合度。维持HeLa细胞在DMEM + 10%FBS + 1×抗生素 - 抗真菌剂。维持BEAS-2B在RPMI + 10%FBS + 1×抗生素 - 抗真菌药6，22，23。
- 对于未感染细胞的接种，请跳到第9部分。BEAS-2B和HeLa细胞容易受到RSV感染;BEAS-2B细胞用于此处显示的涉及RSV的所有实验。
注意：使用适当的生物安全柜（BSC）和个人防护装备（PPE），按照机构规程执行所有BSL-2步骤。 - 在细胞RSV感染之前，将5×104 个细胞每孔传代到具有2mL生长培养基的6孔板（表面积〜9.6 cm 2）中并孵育过夜。
- 胰蛋白酶消化并计数一个细胞孔。要进行胰蛋白酶消化，从一个孔中吸出培养基，并用2 mL不含Mg2 +和Ca2 +的无菌PBS洗涤以除去残留的培养基。加入500μL0.25%胰蛋白酶溶液。在37°C孵育5-10分钟。定期检查细胞，看看它们是否从表面释放出来。一旦细胞被释放，加入1.5mL培养基。
- 将100μL胰蛋白酶消化细胞与100μL台盼蓝混合。将10μL稀释的细胞混合物移液到血细胞计数器中。计算细胞数并计算每个孔的细胞数。使用此数字在下面计算 MOI。
- 在生长培养基中制备RSV-A2mK + 24 的稀释液，以在750μL培养基中达到每孔10的MOI。RSV-A2mK+的MOI可以通过储备的荧光聚焦单位（FFU）滴度计算（例如：对于1.0×每孔105 个细胞和1.0×108 FFU / mL的RSV储备，将病毒储液稀释1：75至1×106 FFU / 750μL或1.33×106 FFU / mL）。
- 从6孔培养皿中的细胞中吸出培养基，并从上方向每个孔中加入750μL病毒溶液。
- 在室温下摇动板1小时。
- 1小时后，将每孔的总体积提高到2mL，将生长培养基预热至37°C，并将板置于设置为37°C的培养箱中，其中5%CO 26 小时。
- 胰蛋白酶消化细胞以释放它们并继续接种，如下所述。播种后，在冷冻前将网格再孵育18小时（感染后总共24小时）。
9. 细胞接种到微图案网格上
- 对于培养的细胞，请遵循步骤9.2-9.8;对于原发 性果蝇 神经元，请遵循9.9-9.11。
- 胰蛋白酶消化细胞以释放它们（参见上面第8节中的步骤4）。为了减少细胞聚集，胰蛋白酶消化细胞以60%或更低的汇合度。
- 将100μL胰蛋白酶消化细胞与100μL台盼蓝混合。将10μL稀释的细胞混合物移液到血细胞计数器中并计数细胞。
- 将培养基中的细胞稀释至2×104 个细胞/ mL。
- 将1μL培养基加入30 mm玻璃底皿的中心，以帮助放置网格并防止其干燥。将网格从盖玻片上的PBS转移到玻璃底盘的中心。将10μL细胞溶液加入网格中。
- 使用明场显微镜，观察5分钟后细胞粘附到网格上。如果大多数图案仍然未被占用，则再加入10μL细胞溶液滴。在孵育期间将网格和细胞溶液保持在37°C。
- 重复步骤 9.6，直到大多数模式被占用或许多已占用的模式开始具有多个单元格。在培养箱（37°C，5%CO 2）中孵育网格2小时。
- 用2 mL预热的培养基淹没培养皿并孵育过夜（37°C，5%CO 2）。
- 对于原发 性果蝇 神经元，从含有网格的培养皿中取出培养基并将细胞平板到培养皿上。
- 等待30-60分钟，让细胞附着，然后加入2毫升补充的施耐德培养基。
- 在25°C培养箱中培养神经元至少2-3天，然后沉入冷冻。
10. 图案网格的成像和玻璃化
- 将含有图案网格和培养细胞的玻璃底培养皿放在荧光显微镜上。
- 使用明场和适当的荧光通道获取网格图像，以检测细胞中的图案和任何其他标记。确保细胞密度和定位适合下游成像和分析。
注：明场和荧光图像在斐济软件包中处理25。 - 准备一个低温冰箱;冷冻设备的类型将取决于最适合样品的可用性，成本和功能。
注意：原发 果蝇 神经元在自动沉降冷冻机上制备，BEAS-2B细胞使用半自动沉降冷冻机制备。 - 将金基准应用于样品，以使倾斜系列正确对齐。将样品吸走以除去多余的介质，然后将样品放入冷冻剂中，例如由液氮冷却的液体乙烷。对于原发 性果蝇 神经元，从背面印迹4秒。对于HeLa和BEAS-2B细胞，从两侧印变4-6秒。然后，冷冻的网格可以储存在液氮中，直到进一步使用。
- 在冷冻电子显微镜中对玻化细胞进行成像，使用直接电子探测器相机在300 kV下操作。使用SerialEM26等软件为每个感兴趣的区域设置倾斜系列收集，用于冷冻电镜/冷冻ET数据收集。
注意：在-60°至60°的直接电子探测器上以2°的增量以-8μm散焦的增量在-8μm散焦下从-60°双向收集原始 果蝇 神经元的倾斜系列，总剂量为70-75 e-/ Å2。在带有能量滤波器（20 eV狭缝）的直接电子探测器上收集RSV感染的BEAS-2B的倾斜系列，散焦为-5μm，像素尺寸为4.603 Å，总剂量约为80 e-/Å2。 - 处理倾斜系列以重建断层扫描图。
注：此处介绍的断层扫描是使用IMOD软件包27重建的;低通滤波是使用EMAN2软件包28完成的。
Representative Results
该程序用于全细胞冷冻ET实验的EM网格图案。本研究中提出的整个工作流程，包括初始细胞培养制剂，微图案化（图1）和成像，包括3-7天。使用两步程序通过向电网施加PLL并随后通过添加反应性PEG-SVA来连接PEG来生成防污层。防污层也可以通过在一次孵育中添加PLL-g-PEG来单步施用。PLPP凝胶是紫外微图案化的催化剂，也可以作为浓度较低的液体使用。与液体相比，凝胶允许以显着减少的剂量进行图案化，从而实现更快的图案化。使用该系统，完整TEM网格的实际图案化时间约为2分钟。仅微图案化工作流程通常跨越5-6小时，并允许个人在TEM网格上为标准细胞培养设计八个网格。
微模式化过程中的许多步骤需要较长的孵育时间（参见步骤2.1，2.3，6.4）。方便的是，其中一些步骤，如PLL钝化（2.1）或PEG-SVA钝化（2.3），可以扩展到过夜孵育。此外，网格可以预先图案化并储存在ECM蛋白或PBS的溶液中以供以后使用。在我们的研究中，这些选择在细胞制备和接种时间至关重要的情况下是有价值的，例如原发 果蝇 神经元和BEAS-2B细胞的RSV感染。
使用清洁工具，无菌溶液在一般生物安全2级（BSL-2）实验室环境中制备网格，并在生长培养基中包括抗生素/抗真菌药6，22，29，30。对于对微生物污染特别敏感的样品，防污层和ECM可以应用于组织培养罩或其他无菌环境。此外，网格可以在图案化和ECM应用之间用乙醇洗涤。如果使用传染性病原体，重要的是要调整程序以符合适当的生物安全协议。
该工作流程和所呈现的程序（图1）允许将HeLa细胞（图4），RSV感染的BEAS-2B细胞（图3， 图5）和原代 果蝇 幼虫神经元（图6， 图7）接种到图案化的EM网格上，以实现最佳的冷冻ET数据收集。
接种到微图案TEM网格上的HeLa细胞仍然存活，通过使用基于钙黄素-AM和乙锭同源二聚体-1的细胞活力测定法的荧光染色来确定（图4A，B）。使用胶原和纤维蛋白原的混合ECM，HeLa细胞很容易粘附在整个网格中的模式（图4A，C）。沿着模式扩展的细胞的整体形态与在无图案网格上生长的细胞相似（图4C，D）。在HeLa细胞的情况下，总细胞厚度保持在〜<10μm，在细胞外围附近显着变薄〜<1μm厚（图4E，F）。
对于RSV研究，我们使用梯度对整个网格正方形进行图案化，边缘有低剂量暴露，中心有较高剂量的模式（图3A）。梯度模式在搜索存在于细胞外围附近的释放病毒时产生了更好的结果。通过这些模式，发现细胞优先粘附于较高的ECM浓度，但也能够在较低的ECM浓度下粘附和生长。当使用需要多次剂量的模式时，需要优化区域之间的相对剂量。如果剂量和ECM浓度彼此过于相似或太不同，则使用多种剂量的效果将丧失。
在 图3中，对TEM网格进行了图案化，随后接种了RSV感染的BEAS-2B细胞，并用于冷冻电镜数据收集。 图4A 是使用梯度图案在TEM网格上图案化的ECM荧光图像。细胞粘附和生长沿着模式的中心区域可以在 图3B 中看到细胞在接种后18小时的明场图像。在 图3C中，来自RSV-A2mK+复制的荧光信号（红色）与来自ECM的信号叠加在一起。大多数受感染的细胞位于梯度模式的高密度中心区域。冷冻固定后网格的低磁透射电图显示许多细胞，包括RSV感染的细胞，位于网格正方形中心附近的碳箔上。如前所述，对于在标准TEM网格上生长的细胞22，倾斜系列被定位并收集RSV病毒粒子，靠近在微图案网格上生长的受感染BEAS-2B细胞的外围（图5A，B）。许多RSV结构蛋白可以在断层扫描中鉴定，包括核衣壳（N）和病毒融合蛋白（F）（图5C，分别为蓝色和红色箭头）。
对于主要的 果蝇 神经元研究，发现狭窄的图案，接近软件提供的分辨率极限（图案的厚度为2μm），允许在网格正方形内分离一个到几个细胞（图6）。神经元体细胞能够在模式内的几天内延长其神经突起。与在无图案网格上培养的神经元相比，这允许轻松识别和倾斜串联获取神经突起（图7）。还发现荧光标记的康康那瓦林A，一种已被用作 体外果蝇 神经元培养物的ECM的凝集素20，21，适合于图案化。
根据先前发表的协议分离来自三龄幼虫的果蝇神经元20，21，31。将神经元制剂应用于微模式冷冻电镜网格，其中康卡伐林A沉积在图案上以调节细胞放置，扩散和组织。允许图案化或无图案网格上的神经元至少孵育48-72小时，然后将网格骤降冷冻。图6A显示了分布在图案化区域中的几个果蝇神经元的微图案EM网格的代表性图像。这些神经元来自在膜中具有泛神经元GFP表达的转基因苍蝇菌株，可以很容易地通过光学显微镜跟踪，不仅因为它的荧光标记，还因为它在微模式中的位置。虽然在未图案网格上培养的神经元也可以通过光学显微镜通过其GFP信号跟踪（图7A，黄色圆圈），但由于细胞碎片的存在和来自介质的污染，将它们定位在冷冻电镜中变得更加困难（图7B，黄色圆圈）。对于图案化网格上的神经元来说，这种存在减少了，这可能是由于非图案化区域的防污层中的PEG排斥细胞碎片粘附。由于神经元细胞体的尺寸和扩展的神经突起（图6A，B，黄色圆圈），沿着细胞较薄的区域收集冷冻ET倾斜系列（图6C，D，红色圆圈）。神经元细胞膜，线粒体（青色），微管（紫色），肌动蛋白丝（蓝色），囊泡结构（橙色和绿色）和大分子如核糖体（红色）在更高倍率的图像蒙太奇和切片中通过3D断层扫描很好地分辨（图6E）。虽然从无模式神经元的3D断层扫描中可以看到类似的亚细胞特征（图7E），但定位可行的细胞靶标以进行数据收集的困难大大降低了通量。
在 图 8 中，来自具有其中一些问题的网格的代表性图像已被组装起来，以帮助识别和故障排除。一旦确定了最佳条件，微图案化是一种可靠且可重复的方法，用于在冷冻透射电镜的网格上定位细胞。
图1：冷冻电镜微图案化的一般工作流程。 工作流程大致可分为四个部分：网格制备、微图案化、ECM和细胞接种以及冷冻制备和数据收集。每个部分的主要步骤列在标题下方，完成每个部分的大致时间显示在左侧。 请点击此处查看此图的放大版本。
图2：图案位于网格上的软件的屏幕截图。 区域 1 包含用于图案设计的 μm/pix 比率。区域 2 是用于测量网格的标尺。领域3是添加或更改模式和投资回报率的地方。区域 4 包含图案定位和剂量的所有信息。区域 5 包含图案选项，包括切换叠加、复制或删除图案以及选择用于微图案的图案。区域 6 是可以保存和加载模板的位置。为清楚起见，下面显示了区域 4 和 5 的较大视图。 请点击此处查看此图的放大版本。
图3：图案化冷冻TEM网格上的RSV感染的BEAS-2B细胞 。（A）添加荧光标记的ECM后图案化网格的荧光图像。输入模式显示在左下角。（B）在A网格上生长的BEAS-2B细胞的明场图像，（C）在暴跌 - 冷冻之前将A（青色）和B（灰色）的图像与RSV感染细胞的荧光图像（红色）合并;感染的细胞表达mKate-2。比例尺为500μm.（D）低倍率低温TEM图，在暴跌冷冻后，网格在B中。荧光图像是伪彩色的。比例尺为500μm。 请点击此处查看此图的放大版本。
图4：图案化和无图案细胞的活/死染色。 （A）在图案网格上生长并用钙黄素-AM（活细胞染色，绿色）和乙锭同源二聚体-1（死细胞染色，红色）染色的HeLa细胞的荧光图像。（B）HeLa细胞在未图案的网格上生长并染色，如A.（C）在具有0.01mg / mL胶原和纤维蛋白原647 ECM（红色）的图案化Quantifoil R2 / 2网格上投影HeLa细胞的共聚焦z堆。用钙黄素-AM（绿色）和Hoechst-33342（蓝色）染色细胞。（D）未模式网格上的HeLa细胞与0.01mg / mL胶原和纤维蛋白原647 ECM孵育，孵育并用骨钙黄素-AM和Hoecsht-33342染色。荧光图像与透射光（灰度）合并。（E） C 的 X，Z 投影 （F） D 的 X，Z 投影 图像是伪彩色的。（A）和（B）中的比例尺为500μm;（C） - （F） 中的比例尺为 10 μm。 请单击此处查看此图的放大版本。
图5：RSV感染的BEAS-2B细胞在图案化冷冻TEM网格上的冷冻ET。近似像元边界由绿色虚线表示。（B） （A） 中红色框住的区域的更高分辨率图像。近似像元边界由绿色虚线表示。RSV病毒粒子在细胞外围附近可见（白色箭头和黄色框）。（C）从（B）中黄色框区域收集的断层扫描的单个z切片。红色箭头指向RSV F融合蛋白，蓝色箭头指向核糖核蛋白（RNP）复合物。（A）-（C） 中的比例尺嵌入在图像中。请点击此处查看此图的放大版本。
图6：来自图案化冷冻TEM网格上3龄果蝇幼虫大脑的原代神经元。 （A）覆盖的果蝇神经元的活细胞荧光显微镜网格蒙太奇，在图案化的网格方块上表达膜靶向GFP，具有0.5mg / mL荧光康纳瓦林A. Green：果蝇神经元。蓝色：照片模式。（B）冷冻保存后网格的冷冻电镜图像蒙太奇（A）。黄色圆圈表示与 （A） 中相同的网格正方形。（C）由（A）和（B）中的黄色圆圈突出显示的正方形的冷冻EM图像蒙太奇。（D）（C）中由红色圆圈包围的区域的高倍率图像，其中在细胞的神经突起上收集了倾斜序列。E. 从（C）中的红色圆圈获得的倾斜系列重建的25nm厚的断层扫描切片。在这个断层扫描中可以看到各种细胞器，例如线粒体（青色），微管（紫色），致密的核心囊泡（橙色），浅囊泡（绿色），内质网（黄色）和肌动蛋白（蓝色）。大分子，如核糖体（红色），也可以在右上角看到。荧光图像是伪彩色的。（A）-（E） 中的比例尺嵌入在图像中。请点击此处查看此图的放大版本。
图7：原代神经元来自无图案网格上的3龄果蝇幼虫的大脑。 （A）真细胞荧光显微镜网格蒙太奇果蝇神经元在网格正方形上表达膜靶向GFP，具有0.5mg / mL可康纳瓦林A. Green：果蝇神经元。（B）坠落冻结后（A）中同一网格的冷冻电镜网格蒙太奇。黄色圆圈显示与 （A） 中相同的网格正方形。请注意细胞碎片和介质污染的存在，与图案化网格相比，这使得目标识别变得困难。（C）由（A）和（B）地图中的黄色圆圈突出显示的正方形的冷冻EM图像蒙太奇。（D）（C）中由红色圆圈包围的区域的高倍率图像，其中在细胞的神经突起上收集了倾斜序列。（E）从（C）和（D）的倾斜系列中重建的25nm厚的断层扫描图。在这个断层扫描中可以看到许多细胞器，例如微管（紫色），肌动蛋白（蓝色），内质网（黄色）和致密的核心囊泡（橙色）。大分子，如核糖体（红色），也可以看到。荧光图像是伪彩色的。（A）-（E） 中的比例尺嵌入在图像中。请点击此处查看此图的放大版本。
图 8：图案化可能出现的问题示例。 沉积在微图案网格上的标记ECM的荧光图像。（A）由于PLPP凝胶分布不均匀，整个网格的图案化不均匀。（B） 在图案化过程中，ECM 无法粘附在 PDMS 模板覆盖的区域。（C）总剂量过高的网格上的饱和梯度图案（右侧）或倒置图案（左侧）。（D）ECM粘附在网格条上的区域以及图案区域，由于在图案化过程中紫外线激光的反射。图像是伪彩色的;输入模式显示在左下角;比例尺为100μm， 请点击此处查看此图的放大版本。
| 问题 | 潜在原因 | 故障 排除 |
| 微图案化 | ||
| 无法看到 PRIMO 激光的照明 | • 光路设置不正确 | • 检查显微镜光路设置是否正确 |
| • PRIMO激光器未开启或激光器互锁 | ||
| 许多破碎的网格方块 | • 处理时用镊子或移液器触摸网格箔 | • 小心处理网格 |
| • 在孵化或洗涤过程中网格干燥 | • 在洗涤和孵育过程中，不要让网格干燥 | |
| 大片无图案区域 | • 凝胶覆盖率不足 | • 确保凝胶均匀地铺展在网格上，同时添加 |
| • 网格箔在图案化过程中失焦 | • 再添加一微升凝胶 | |
| •模板覆盖的区域 | • 在对每个区域进行图案化之前检查焦点 | |
| • 在钢网中小心地将网格居中 | ||
| 饱和或反转图案 | • 剂量不正确 | •尝试一系列总剂量的模式 |
| • 凝胶覆盖率不足 | • 确保用凝胶均匀覆盖网格 | |
| • 尝试灰度模式的不同值 | ||
| 模糊图案 | • 图案化过程中对焦不良 | • 在与样品相同的高度重复PRIMO校准 |
| • 校准不正确 | • 在图案化之前专注于网格箔 | |
| • 将图案划分为其他区域以进行图案化 | ||
| ECM 粘附在模式之外 | • 凝胶或灰尘的反射 | • 在图案化前确保凝胶干燥 |
| • 确保盖玻片和物镜清洁 | ||
| 图案化后 ECM 不可见 | • 照片漂白 | • 在成像之前，尽量减少光暴露在ECM中 |
| • 图案化过程中的剂量不正确 | •尝试模式的总剂量值范围 | |
| • ECM潜伏时间不足 | • 增加 ECM 的孵育时间 | |
| 细胞接种 | ||
| 细胞聚集 | • 过度消化 | •使用较低百分比的胰蛋白酶或时间释放贴壁细胞 |
| • 高细胞密度 | • 低汇合度细胞传代和/或消化细胞 | |
| • 释放过程中不要搅动细胞 | ||
| • 轻轻移液或使用细胞过滤器 | ||
| 不粘附在图案区域的细胞 | • ECM不适合细胞类型 | • 尝试不同的 ECM 浓度和成分 |
| • 细胞在接种前活力下降 | • 确保细胞培养和细胞释放条件不会损害细胞 | |
| 细胞粘附后不膨胀 | • ECM或模式不适合细胞类型 | • 尝试不同的模式和 ECM |
| • 在某些情况下，更连续的箔片（R1.2 / 20 vs R2 / 1）可以促进细胞扩增 |
表 1：微图案化过程中的潜在问题。 此表描述了用户在微图案化或细胞接种过程中可能遇到的一些问题。为每个问题提供了潜在原因和疑难解答。一些问题的代表性图像如图 8 所示。
Discussion
现代、先进的电子显微镜和软件包现在支持简化的自动冷冻电镜和冷冻电子断层扫描数据收集，可在几天内对数百至数千个位置进行定位和成像32，33，34，35。全细胞冷冻 ET 工作流程的一个重要限制因素是每个网格获得足够数量的可收集靶标。最近，许多小组已经开发了用于冷冻电镜的微图案网格的方案，其中一个优点是提高了数据收集效率16，17，18。这里提出了一种方案，用于使用市售的微图案系统到微模式TEM网格，用于原发 性果蝇 神经元和培养的人类细胞系（未感染或RSV感染）的冷冻ET研究。这种微图案系统用途广泛，许多步骤可以优化和定制，以适应特定的实验目标。具有TEM和荧光显微镜经验的用户可以快速掌握网格准备和微图案化。通过仔细练习，经过几次迭代后应该可以获得良好的结果。下面讨论了一些可用的选项，用户考虑因素，潜在好处以及微图案化在冷冻电镜中的未来应用。
全细胞冷冻电子断层扫描的重要考虑因素之一是EM网格选择。EM网格由两部分组成：网格框架（或结构支撑）和箔（或薄膜），这是细胞将在其上生长的连续或多孔薄膜表面。铜网网格通常用于蛋白质和分离复合物的冷冻电镜。然而，由于铜的细胞毒性，它们不适合全细胞冷冻电子检测。相反，金网通常用于细胞断层扫描。其他选择包括镍或钛，它们可能比黄金更有利，例如增加刚度16。EM 网格具有不同的网格尺寸，以支持各种应用。较大的网格尺寸为细胞在网格条和更多适合倾斜系列收集的区域之间生长提供了更大的空间，但代价是增加了整体试样脆性。最常用的箔是穿孔或多孔无定形碳，如量子硅或C-flat网格。生物靶标可以通过碳中的空穴或通过电子半透明碳成像。诸如 R 2/1 或 R 2/2 之类的网格，其中孔宽为 2 μm，间隔分别为 1 和 2 μm，提供大量孔，从而为数据收集提供大量潜在区域。然而，一些细胞可能会在更均匀的表面上更好地生长和膨胀，例如R 1.2 / 20网格或连续碳。对于通过聚焦离子束研磨（cryo-FIB）进行的下游样品处理，通过研磨去除箔片，从而减少了对底层薄膜持续存在的担忧。与网格一样，也可以使用来自其他材料的箔片，此处介绍的图案化方案同样适用于SiO2 网格。常用的网格包括用于全细胞冷冻-ET的金Quantifoil，连续碳或SiO2 薄膜200目网格（网格条之间的间距约为90μm）。
设计模式时有许多注意事项。这些决定中的大多数都是由实验的细胞类型和目的指导的。一个好的起点是选择一种接近培养物中细胞形状和尺寸的模式。许多研究表明，图案形状对细胞生长和细胞骨架排列有显著影响13，36，37。在图案设计过程中应特别注意，如果这可能会改变感兴趣的目标。测试每种细胞类型的几种模式，以确定哪些模式促进细胞粘附和生长。微图案系统的灵活性允许在单个网格上测试多个模式，并在单个实验中更改不同网格的模式。较大的图案（〜50-90μm），例如这里使用的图案，增加了多个细胞粘附在图案的单个区域的可能性，并允许细胞在粘附后膨胀和延伸。更受约束的模式（20-30μm）可能适用于细胞分离比细胞扩增更关键的实验，例如聚焦离子束铣削（cryo-FIB）实验。对于层析成像应用，可能需要考虑倾斜轴的影响。如果将图案定位为所有细胞在单个方向上平行生长，则当加载到显微镜载物台上时，所有细胞都可能垂直于倾斜轴，从而导致数据质量降低。
在无图案网格上，单元通常优先粘附在网格条上，在那里它们不能通过TEM成像。即使在图案网格上，也经常观察到细胞位于网格正方形的角落，部分位于图案碳箔和网格条上。最近，微图案化被用来故意将部分单元放置在网格条18上。这可以考虑用于将整个细胞外围放在箔上并不重要的实验。这对于可以生长大于单个网格正方形的细胞尤其重要，例如在多天内生长的原代神经元。
有许多工具可用于设计模式。在这里，图案在任何维度上都限制在小于800像素，以便图案可以旋转到任何角度，并且仍然适合该微图案系统可以在单个投影中图案化的最大区域内。这允许用户旋转图案以与网格正确定向，而不管显微镜上网格的方向如何。在这里，网格被分为六个图案区域。首先，这允许在网格的不同区域之间调整焦点。特别是金网格，具有很强的延展性，可能不会完全平放在玻璃上。正确对焦对于干净、精致的图案效果至关重要。通过使用分段图案，如果网格在图案化过程中略有变化，则只需对图案位置进行微小的调整，尽管在将PLPP凝胶与PDMS模板一起使用时，这通常不是问题。最后，网格的中央四个网格正方形保持不变。这支持用户能够清楚地识别网格的中心，这对于相关成像实验非常有用。
该微图案系统的图案化软件Leonardo还具有更高级的功能，例如拼接以及将图案作为PDF导入的能力，这超出了该协议的范围。该软件还包括可用于TEM网格的微观结构检测和自动图案定位。当网格非常平坦并且无需在不同区域之间调整焦点即可进行图案化时，此功能最有用。
选择ECM蛋白可以对细胞粘附和扩增产生重大影响。已知一些细胞在特定底物上生长时会发生生理变化38。根据文献中报道的先前工作，对任何新细胞类型测试了多种ECM蛋白和浓度。层粘连蛋白、纤维蛋白原、纤连蛋白和胶原广泛用于培养细胞，如果没有其他数据，可以用作起点。然而，如果常用的ECM蛋白不能为细胞赋予适当的粘附特性，也必须考虑其他ECM蛋白。对于原发 果蝇 神经元尤其如此，因为高浓度的植物凝集素康纳瓦林A对于适当的细胞粘附是必要的。细胞粘附和生长与ECM的兼容性可以通过在过渡到TEM网格之前在玻璃盘或载玻片上进行图案化来测试。如果需要检查大量组合，这种预筛选方法具有时间和成本效益。包含荧光偶联的ECM蛋白对于评估图案化的成功和质量很有价值。
细胞接种是全细胞冷冻ET最重要的步骤之一，无论是否使用微模式6，16，39。对于原发 性果蝇 或其他神经元，它们脆弱，悬浮液不稳定，并且数量可能有限，单一播种方法优于监测的顺序细胞接种。正如 果蝇 神经元方案中所述，在优化的细胞密度下进行单个接种步骤是大多数细胞类型的可行选择。然而，也可以将细胞以较低的初始浓度接种到底物上，并以监测的方式添加更多细胞，如本文和其他文献中所述18。在某些情况下，这种顺序播种可以提供更一致的结果。与标准细胞培养类似，应始终注意保持细胞活力并尽量减少分离过程中的细胞聚集。
当第一次从微模式开始时，有一些潜在的陷阱对最终结果有害。仔细的网格处理和无菌技术，PLPP凝胶的均匀分布，图案化过程中的适当剂量和焦点，以及在接种前维持细胞活力是成功的最重要考虑因素。表1列出了一些潜在问题和解决方案。
微图案网格可用于帮助定位像元，以在整个格网中建立一致的像元密度，并将感兴趣的区域定位在适合倾斜系列收集的区域16，18。细胞的放置和定位可用作冷冻-CLEM实验中相关性的基准标记，从而减少了对脆弱的发现网格和荧光基准标记物的需求。但是，应该注意的是，这种基准标记对于亚微米级精度相关性可能仍然有用29，40。此外，分离细胞的均匀分布也非常有利于聚焦离子束铣削（cryo-FIB）实验，以最大限度地增加可以从中切割薄片的细胞数量16。
在冷冻电镜工作流程中添加微图案化将带来数据通量的可衡量改进，并可能实现新的实验。随着该技术的进一步采用和发展，更先进的微图案应用，包括ECM梯度，多个ECM沉积和微观结构组装，将进一步扩展冷冻ET在全细胞环境中研究生物靶标和过程的能力。
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
我们感谢威斯康星大学麦迪逊分校生物化学系的Jill Wildonger博士，Sihui Z. Yang博士和Josephine W. Mitchell夫人慷慨地分享了elav-Gal4，UAS-CD8：：GFP苍蝇菌株（布卢明顿股票中心，#5146）。我们还要感谢Alvéole的Aurélien Duboin博士，Laurent Siquier先生和Marie-Charlotte Manus女士以及Nanoscale Labs的Serge Kaddoura先生在该项目期间的慷慨支持。这项工作得到了威斯康星大学麦迪逊分校，威斯康星大学麦迪逊分校生物化学系的部分支持，以及公共卫生服务拨款R01 GM114561，R01 GM104540，R01 GM104540-03W1和U24 GM139168到E.R.W.和R01 AI150475到P.W.S.从NIH。这项研究的一部分得到了NIH拨款U24 GM129547的支持，并在OHSU的PNCC进行，并通过EMSL（grid.436923.9）访问，EMSL是由生物和环境研究办公室赞助的DOE科学用户设施办公室。我们也感谢威斯康星大学麦迪逊分校生物化学系冷冻电镜研究中心的设施和仪器的使用。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.1% (w/v) Poly-L-Lysine | Sigma | P8920-100ML | |
| 0.22 µm syringe filters PVDF membrane | Genesee | 25-240 | |
| 22x60-1 Glass cover slip | Fisher | 12545F | |
| 5/15 Tweezers | EMS (Dumont) | 0203-5/15-PO | |
| Antibiotic-Antimycotic (100X) | ThermoFisher (Gibco) | 15240096 | |
| BEAS-2B cells | ATCC | CRL-9609 | |
| Collagen I, bovine | ThermoFisher (Gibco) | A1064401 | |
| Concanavalin A, Alexa Fluor 350 Conjugate | ThermoFisher (Invitrogen) | C11254 | |
| DMEM | Fisher (Lonza) | BW12-604F | |
| EtOH | Fisher (Decon Labs) | 22-032-600 | |
| Fetal Bovine Serum | ATCC | 30-2020 | |
| Fibrinogen From Human Plasma, Alexa Fluor 647 Conjugate | ThermoFisher (Invitrogen) | F35200 | |
| Fibronectin Bovine Protein, Plasma | ThermoFisher (Gibco) | 33010018 | |
| Glass bottom dish | MatTek | P35G-1.5-20-C | |
| Glucose | VWR | 0643-1KG | |
| Grid prep holder | EMS | 71175-01 | |
| HeLa cells | ATCC | CCL-2 | |
| Hemacytometer | Fisher (SKC, Inc.) | 22600100 | |
| HEPES | Fisher (ACROS Organics) | AC172572500 | |
| Hoechst 33342 | ThermoFisher (Invitrogen) | H3570 | |
| Insulin | Fisher (Sigma Aldrich) | NC0520015 | |
| KCl | MP Bio | 194844 | |
| KH2PO4 | Fisher (ACROS Organics) | AC212595000 | |
| Leica-DMi8 | Leica Microsystems | Can be customized with camera, stage, and objective attachments | |
| Leonardo | Alvéole | https://www.alveolelab.com/our-products/leonardo-photopatterning-software/ | |
| Liberase Research Grade | Fisher (Supply Solutions) | 50-100-3280 | |
| LIVE/DEAD Viability/Cytotoxicity Kit | ThermoFisher (Invitrogen) | L3224 | |
| Microscope camera | Hammamatsu | C13440-20CU | |
| Motorized stage | Märzhäuser Wetzlar | 00-24-599-0000 | |
| NaCl | Fisher (Fisher BioReagents) | BP358-1 | |
| NaH2PO4 | Fisher (ACROS Organics) | AC207802500 | |
| NaOH | Fisher (Alfa Aesar) | AAA1603736 | |
| PBS | Corning | 21-040-CV | |
| PDMS stencils | nanoscaleLABS | PDMS_STENCILS_EM | https://www.alveolelab.com/our-products/pdms-stencil-multiwell-plate/ |
| PEG-SVA | nanoscaleLABS | PEG-SVA-1GR | mPEG-Succinimidyl Valerate, MW 5,000 |
| Penicillin | Fisher (Research Products International Corp) | 50-213-641 | |
| pH strips | Fisher (Millipore Sigma) | M1095350001 | pH probe can also be used |
| PLPP gel | nanoscaleLABS | PLPP-GEL-300UL | https://www.alveolelab.com/our-products/plpp-photoactivatable-reagent/ |
| PRIMO | Alvéole | https://www.alveolelab.com/our-products/primo-micropatterning/ | |
| pSynkRSV-I19F (BAC containing RSV A2-mK+ antigenomic cDNA ) | BEI Resources | NR-36460 | https://www.beiresources.org/Catalog/BEIPlasmidVectors/NR-36460.aspx |
| Quantifoil grids | EMS (Quantifoil) | Q2100AR1 | 2 µm holes spaced 1 µm apart, other dimensions are available |
| RPMI | Fisher (Lonza) | BW12-702F | |
| RSV A2-mK+ | see entry for pSynkRSV-19F | - | Described in Hotard et al. [22]. Can be generated from pSynkRSV-ll9F |
| Schneider's Media | ThermoFisher (Gibco) | 21720-024 | |
| SerialEM | SerialEM (https://bio3d.colorado.edu/SerialEM/ ) | https://bio3d.colorado.edu/SerialEM/ | |
| Straight tweezers | EMS (Dumont) | 72812-D | |
| Streptomycin | Fisher (Fisher BioReagents) | BP910-50 | |
| Sucrose | Avantor | 4097-04 | |
| Tetracycline | Sigma | T8032-10MG | |
| Titan Krios electron microscope | ThermoFisher | 300kV, with direct electron detector camera and energy filter | |
| Trypsin | ThermoFisher (Gibco) | 15090046 | |
| Tube Revolver/Rotator | Fisher (Thermo Scientific) | 11676341 | |
| UAS:mcD8:GFP Drosophila fly strain | Bloomington Drosophila Stock Center | 5146 | http://flybase.org/reports/FBtp0002652.html |
References
- Nogales, E., Scheres, S. H. Cryo-EM: A unique tool for the visualization of macromolecular complexity. Molecular Cell. 58 (4), 677-689 (2015).
- Martynowycz, M. W., Gonen, T. From electron crystallography of 2D crystals to MicroED of 3D crystals. Current Opinion in Colloid and Interface Science. 34, 9-16 (2018).
- Wagner, J., Schaffer, M., Fernandez-Busnadiego, R. Cryo-electron tomography-the cell biology that came in from the cold. FEBS Letters. 591 (17), 2520-2533 (2017).
- Wan, W., Briggs, J. A. Cryo-electron tomography and subtomogram averaging. Methods in Enzymology. 579, 329-367 (2016).
- Bäuerlein, F. J., Pastor-Pareja, J. C., Fernández-Busnadiego, R. Cryo-electron tomography of native Drosophila tissues vitrified by plunge freezing. bioRxiv. , 437159 (2021).
- Hampton, C. M., et al. Correlated fluorescence microscopy and cryo-electron tomography of virus-infected or transfected mammalian cells. Nature Protocols. 12 (1), 150-167 (2017).
- Hsieh, C. E., Leith, A., Mannella, C. A., Frank, J., Marko, M. Towards high-resolution three-dimensional imaging of native mammalian tissue: Electron tomography of frozen-hydrated rat liver sections. Journal of Structural Biology. 153 (1), 1-13 (2006).
- Al-Amoudi, A., Norlen, L. P., Dubochet, J. Cryo-electron microscopy of vitreous sections of native biological cells and tissues. Journal of Structural Biolology. 148 (1), 131-135 (2004).
- Rigort, A., et al. Focused ion beam micromachining of eukaryotic cells for cryoelectron tomography. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109 (12), 4449-4454 (2012).
- Gorelick, S., et al. PIE-scope, integrated cryo-correlative light and FIB/SEM microscopy. Elife. 8, 45919 (2019).
- Wu, G. H., et al. Multi-scale 3D cryo-correlative microscopy for vitrified cells. Structure. 28 (11), 1231-1237 (2020).
- Turk, M., Baumeister, W. The promise and the challenges of cryo-electron tomography. FEBS Letters. 594 (20), 3243-3261 (2020).
- Théry, M. Micropatterning as a tool to decipher cell morphogenesis and functions. Journal of Cell Science. 123 (24), 4201-4213 (2010).
- Tseng, Q., et al. Spatial organization of the extracellular matrix regulates cell-cell junction positioning. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109 (5), 1506-1511 (2012).
- Hardelauf, H., et al.
- Toro-Nahuelpan, M., et al. Tailoring cryo-electron microscopy grids by photo-micropatterning for in-cell structural studies. Nature Methods. 17 (1), 50-54 (2020).
- Engel, L., et al. Extracellular matrix micropatterning technology for whole cell cryogenic electron microscopy studies. Journal of Micromechanics and Microengineering. 29 (11), (2019).
- Engel, L., et al. Lattice micropatterning for cryo-electron tomography studies of cell-cell contacts. bioRxiv. , 272237 (2021).
- Sibert, B. S., Kim, J. Y., Yang, J. E., Wright, E. R. Whole-cell cryo-electron tomography of cultured and primary eukaryotic cells on micropatterned TEM grids. bioRxiv. , 447251 (2021).
- Egger, B., van Giesen, L., Moraru, M., Sprecher, S. G. In vitro imaging of primary neural cell culture from Drosophila. Nature Protocols. 8 (5), 958-965 (2013).
- Lu, W., Lakonishok, M., Gelfand, V. I. Kinesin-1-powered microtubule sliding initiates axonal regeneration in Drosophila cultured neurons. Molecular Biology of the Cell. 26 (7), 1296-1307 (2015).
- Ke, Z., et al. The morphology and assembly of respiratory syncytial virus revealed by cryo-electron tomography. Viruses. 10 (8), (2018).
- Stobart, C. C., et al. A live RSV vaccine with engineered thermostability is immunogenic in cotton rats despite high attenuation. Nature Communications. 7, 13916 (2016).
- Hotard, A. L., et al. A stabilized respiratory syncytial virus reverse genetics system amenable to recombination-mediated mutagenesis. Virology. 434 (1), 129-136 (2012).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Mastronarde, D. N. Automated electron microscope tomography using robust prediction of specimen movements. Journal of Structural Biology. 152 (1), 36-51 (2005).
- Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., McIntosh, J. R. Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD. Journal of Structural Biology. 116 (1), 71-76 (1996).
- Tang, G., et al. EMAN2: an extensible image processing suite for electron microscopy. Journal of Structural Biology. 157 (1), 38-46 (2007).
- Yang, J. E., Larson, M. R., Sibert, B. S., Shrum, S., Wright, E. R. CorRelator: Interactive software for real-time high precision cryo-correlative light and electron microscopy. Journal of Structural Biology. , 107709 (2021).
- Ke, Z., et al. Promotion of virus assembly and organization by the measles virus matrix protein. Nature Communications. 9 (1), 1736 (2018).
- Kim, J., Yang, S., Wildonger, J., Wright, E. A new in situ neuronal model for cryo-ET. Microscopy and Microanalysis. 26 (2), 130-132 (2020).
- Bouvette, J., et al. Beam image-shift accelerated data acquisition for near-atomic resolution single-particle cryo-electron tomography. Nature Communications. 12 (1), 1957 (2021).
- Schorb, M., Haberbosch, I., Hagen, W. J. H., Schwab, Y., Mastronarde, D. N. Software tools for automated transmission electron microscopy. Nature Methods. 16 (6), 471-477 (2019).
- Weis, F., Hagen, W. J. H., Schorb, M., Mattei, S. Strategies for optimization of cryogenic electron tomography data acquisition. Journal of Visual Experiments. (169), e62383 (2021).
- Chreifi, G., Chen, S., Jensen, G. J. Rapid tilt-series method for cryo-electron tomography: Characterizing stage behavior during FISE acquisition. Journal of Structural Biology. 213 (2), 107716 (2021).
- Anderson, D. E., Hinds, M. T. Endothelial cell micropatterning: methods, effects, and applications. Annals of Biomedical Engineering. 39 (9), 2329-2345 (2011).
- McWhorter, F. Y., Wang, T., Nguyen, P., Chung, T., Liu, W. F. Modulation of macrophage phenotype by cell shape. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (43), 17253-17258 (2013).
- Kleinman, H. K., Luckenbill-Edds, L., Cannon, F. W., Sephel, G. C. Use of extracellular matrix components for cell culture. Analytical Biochemistry. 166 (1), 1-13 (1987).
- Fassler, F., Zens, B., Hauschild, R., Schur, F. K. M. 3D printed cell culture grid holders for improved cellular specimen preparation in cryo-electron microscopy. Journal of Structural Biology. 212 (3), 107633 (2020).
- Schellenberger, P., et al. High-precision correlative fluorescence and electron cryo microscopy using two independent alignment markers. Ultramicroscopy. 143, 41-51 (2014).
