Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mapowanie hamujących obwodów neuronalnych za pomocą fotostymulacji skanującej laserowo

16.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/3109

⸱

6 października 2011

 ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Neurobiology, School of Medicine, University of California, Irvine, 2Department of Biomedical Engineering, School of Engineering, University of California, Irvine

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejszy artykuł przedstawia podejście łączące fotostymulację za pomocą skanowania laserowego z rejestracją z całej komórki u myszy transgenicznych wykazujących ekspresję GFP w ograniczonych populacjach neuronów hamujących. Technika ta umożliwia szerokie mapowanie i analizę ilościową lokalnych obwodów synaptycznych specyficznych hamujących neuronów kory mózgowej.

Streszczenie

Neurony hamujące są kluczowe dla funkcjonowania kory mózgowej. Stanowią one około 20% całej populacji neuronów korowych i mogą być dalej podzielone na różnorodne podtypy w zależności od ich właściwości immunochemicznych, morfologicznych i fizjologicznych1-4. Chociaż poprzednie badania ujawniły wiele na temat właściwości wewnętrznych poszczególnych typów neuronów hamujących, wiedza na temat ich lokalnych połączeń w obrębie obwodów jest wciąż stosunkowo ograniczona3,5,6. Biorąc pod uwagę, że funkcja każdego pojedynczego neuronu jest kształtowana przez pobudzające i hamujące wejścia synaptyczne w obrębie obwodów korowych, wykorzystujemy fotostymulację skanującą laserem (LSPS) do mapowania lokalnych połączeń obwodowych z konkretnymi typami komórek hamujących. W porównaniu z konwencjonalną stymulacją elektryczną lub stymulacją poprzez podawanie glutaminianu (puff stimulation), LSPS oferuje unikalne zalety, umożliwiając szerokie mapowanie i ilościową analizę lokalnych wejść funkcjonalnych do pojedynczo rejestrowanych neuronów3,7-9. Fotostymulacja laserowa poprzez uwalnianie glutaminianu z klatek (uncaging) selektywnie aktywuje neurony perisomatycznie, bez aktywacji aksonów przechodzących lub dystalnych dendrytów, co zapewnia rozdzielczość mapowania poniżej poziomu warstw. Czułość i wydajność LSPS w mapowaniu wejść z wielu miejsc stymulacji w dużym obszarze są bardzo dobrze dostosowane do analizy obwodów korowych.

W niniejszej pracy przedstawiamy technikę LSPS połączoną z metodą patch-clamp w konfiguracji whole-cell do mapowania lokalnych obwodów hamujących. Celowane rejestracje specyficznych typów komórek hamujących są ułatwione dzięki zastosowaniu myszy transgenicznych wykazujących ekspresję zielonego białka fluorescencyjnego (GFP) w ograniczonych populacjach neuronów hamujących w korze3,10, co umożliwia spójne próbkowanie docelowych typów komórek oraz jednoznaczną identyfikację rejestrowanych typów komórek. W odniesieniu do mapowania LSPS, opisujemy instrumentację systemu, przedstawiamy procedurę eksperymentalną i pozyskiwanie danych oraz prezentujemy przykłady mapowania obwodów w pierwotnej korze somatosensorycznej myszy. Jak pokazano w naszych eksperymentach, klatkowany glutaminian jest aktywowany w przestrzennie ograniczonym regionie skrawka mózgu za pomocą fotolizy laserem UV; jednoczesne rejestracje w konfiguracji voltage-clamp pozwalają na wykrycie odpowiedzi synaptycznych wywołanych fotostymulacją. Mapy wejść synaptycznych pobudzających lub hamujących do docelowego neuronu są generowane poprzez skanowanie wiązką lasera w celu stymulacji setek potencjalnych miejsc presynaptycznych. W ten sposób LSPS umożliwia konstrukcję szczegółowych map wejść synaptycznych wpływających na specyficzne typy neuronów hamujących poprzez powtarzane eksperymenty. Podsumowując, technika oparta na fotostymulacji oferuje naukowcom zajmującym się neuronaukami potężne narzędzie do określania organizacji funkcjonalnej lokalnych obwodów korowych.

Protokół

1. Przygotowanie skrawków mózgu

  1. Myszy transgeniczne są głęboko narkotyzowane pentobarbitalem sodu (>100 mg/kg, ip), a następnie poddawane szybkiej dekapitacji, po czym ich mózgi są wyjmowane do zamrożonego i natlenionego roztworu do krojenia.
  2. W celu wizualnej weryfikacji ekspresji GFP w mózgu myszy stosuje się gogle do GFP.
  3. Przekroje pierwotnej kory somatosensorycznej o grubości 400 μm są wycinane wibratomem w sztucznym płynie mózgowo-rdzeniowym (ACSF) zawierającym sacharozę. Plasterki są najpierw inkubowane w ACSF z sacharozą przez 30 min do 1 h w temperaturze 32°C, a po początkowym okresie inkubacji przenoszone do ACSF do rejestracji w temperaturze pokojowej. Przez cały czas inkubacji i rejestracji plasterki są stale napowietrzane mieszanką 95% O2-5% CO2.

2. Uruchamianie sprzętu

Ogólna implementacja systemu została przedstawiona na Rysunku 1.

  1. Włącza się system chłodzenia lasera oraz zasilacz, przygotowując laser do pracy.
  2. Włącza się cały sprzęt związany z kontrolą fotostymulacji (w tym system luster skanujących, modulator optyczny, elektroniczną migawkę oraz wzmacniacz wejściowy fotodiody).
  3. Włącza się sprzęt elektrofizjologiczny (w tym wzmacniacz Multiclamp 700B i mikromanipulatory). Rejestracje elektrofizjologiczne, fotostymulacja oraz obrazowanie preparatów skrawków są przeprowadzane w komorze perfuzyjnej do skrawków zamontowanej na zmotoryzowanym stoliku mikroskopu.
  4. Włącza się kamerę obrazującą (Retiga 2000, Q-imaging, Austin, TX). Skrawki są wizualizowane za pomocą mikroskopu pionowego (BW51X, Olympus) z wykorzystaniem kontrastu interferencyjnego różnicowego (DIC) w podczerwieni oraz optyki epifluorescencyjnej poprzez system obrazowania.
  5. Uruchamia się oprogramowanie EPHUS oparte na środowisku Matlab oraz oprogramowanie kamery Q-capture. Do sterowania protokołami fotostymulacji i pozyskiwania danych z fotostymulacji używana jest zmodyfikowana wersja oprogramowania Ephus (Ephus, dostępna pod adresem https://openwiki.janelia.org/).
  6. Po uruchomieniu systemu należy sprawdzić, czy system fotostymulacji laserowej znajduje się w stanie roboczym. Ponieważ do dostarczania błysków UV w celu uwalniania glutaminianu (uncaging) używany jest obiektyw mikroskopowy 4x, pod nim można umieścić kawałek białego papieru, aby obserwować wzór skanowania lasera podczas pracy systemu.

3. Przygotowanie perfuzji skrawków

  1. Włączony zostaje system perfuzji ciśnieniowej w celu doprowadzenia ACSF do rejestracji do komory z plastrem. Należy zadbać o utrzymanie stałego poziomu cieczy na wysokości 2,0 mm powyżej plastra w komorze.
  2. Aliquot roztworu stokowego MNI-caged-glutamate dodaje się do 25 ml krążącego ACSF, aby uzyskać stężenie 0,2 mM caged glutamate. Należy pamiętać, że po 5-6 h eksperymentu roztwór w kąpieli oraz MNI-glutamate zostaną wymienione na świeże.
  3. Plaster mózgu zostaje przeniesiony do komory rejestracyjnej. Można uruchomić system obrazowania, aby sprawdzić jakość plastra i anatomicznie zlokalizować pierwotny obszar somatosensoryczny. Następnie plaster zostaje zakotwiczony za pomocą wykonanego na zamówienie platynowego pierścienia ze sznurkiem. Należy uważać, aby nie umieścić kotwicy nad obszarem mózgu przeznaczonym do rejestracji.

4. Rejestracja metodą patch-clamp w konfiguracji whole-cell

  1. Elektrody szklane (oporność 4-6 MΩ) są wyciągane i wypełniane roztworem wewnętrznym zawierającym 0,1% biocytyny w celu znakowania komórek i identyfikacji morfologicznej.
  2. Aby przeprowadzić rejestrację metodą patch-clamp, komórki są wizualizowane przy użyciu obiektywu 60x. Typy komórek hamujących są najpierw identyfikowane i wybierane na podstawie wizualizacji ekspresji GFP pod mikroskopem Olympus w trybie DIC/fluorescencyjnym; następnie rejestracje są wykonywane pod kontrolą wizualną wspomaganą przez podczerwony monitoring wideo DIC. Należy pamiętać, że kilkukrotne przełączanie między trybem DIC a fluorescencyjnym jest niezbędne do potwierdzenia lokalizacji komórki GFP podczas zbliżania elektrody do komórki docelowej.
  3. Stosuje się konwencjonalne techniki patch-clamp. Elektrodę wypełnia się pod dodatnim ciśnieniem i przesuwa blisko powierzchni komórki, aby utworzyć wyraźne wgłębienie w membranie komórki docelowej; następnie szybko przykłada się ujemne ciśnienie, aby utworzyć gigaseal i dokonać przełamania błony (break-in), monitorując reakcje na wstrzykiwanie prądu na monitorze wideo.
  4. Po przełamaniu błony wykonuje się obrazy komórki przy powiększeniu 60x w trybach DIC i fluorescencyjnym w celu weryfikacji online. Przed zebraniem danych z fotostymulacji wstrzykuje się hiperpolaryzujące i depolaryzujące impulsy prądowe, aby zbadać podstawowe właściwości elektrofizjologiczne każdej komórki.
  5. Po uzyskaniu stabilnych rejestracji z całej komórki (whole-cell) przy dobrej oporności dostępowej (zazwyczaj <20 MΩ), obiektyw mikroskopu jest zmieniany z 60x na 4x w celu przeprowadzenia fotostymulacji skanowania laserowego. Obraz skrawka przy powiększeniu 4x jest pozyskiwany i służy do naprowadzania oraz rejestrowania miejsc fotostymulacji.

5. Laserowa fotostymulacja skanująca

  1. Parametry fotostymulacji i akwizycji danych są ustawiane poprzez aktywację modułu przełącznika konfiguracji w systemie Ephus. Do mapowania fotostymulacji zazwyczaj stosuje się impuls lasera o czasie trwania 1 ms (20 mW) z odstępem między bodźcami wynoszącym 1 sekundę. Rejestrowane są ślady danych o długości 1 sekundy przy częstotliwości próbkowania 10 kHz.
  2. Obraz skrawka w powiększeniu 4x jest wczytywany do modułu mapowania systemu Ephus. Definiowana jest lokalizacja somy komórki, a wokół niej ustawiane są miejsca fotostymulacji w układzie 16x16 (odstępy 80 μm x 80 μm), obejmujące wszystkie warstwy kory.
  3. Profil pobudzenia zarejestrowanego neuronu jest mapowany poprzez analizę lokalizacji występowania potencjałów czynnościowych w odpowiedzi na fotostymulację w trybie clamp prądowy. Nasze przyjazne dla użytkownika oprogramowanie z funkcją wyświetlania w czasie rzeczywistym ułatwia przeprowadzanie eksperymentów z mapowaniem.
  4. Lokalne połączenia obwodów pobudzających są mapowane poprzez detekcję pobudzających prądów postsynaptycznych (EPSC) z rejestrowanej komórki podczas skanowania laserem w różnych lokalizacjach. W celu detekcji dośrodkowych prądów pobudzających, potencjał komórki jest utrzymywany na poziomie -70 mV w trybie clamp napięciowy. Mapy EPSC są powtarzane 2-3 razy przy obróconym lub odwróconym wzorze fotostymulacji.
  5. Opcjonalnie: Lokalne połączenia obwodów hamujących mogą być również mapowane poprzez detekcję hamujących prądów postsynaptycznych (IPSC) z rejestrowanej komórki utrzymywanej przy potencjale bliskim 0 mV w trybie clamp napięciowy w celu wykrycia odśrodkowych prądów hamujących. Należy pamiętać, że do mapowania IPSC najlepiej zastosować wewnętrzny roztwór elektrody, w którym potas zastąpiono cezem.
  6. Po zakończeniu wszystkich analiz fizjologicznych elektrodę ostrożnie usuwa się z rejestrowanej komórki. Skrawek mózgu jest wyjmowany i utrwalany w 4% paraformaldehydzie przez noc. Rejestrowane komórki są barwione przeciwko biocytynie. Morfologię komórek bada się za pomocą mikroskopii konfokalnej lub epifluorescencyjnej, co pozwala również potwierdzić, że każda rejestrowana komórka jest rzeczywiście docelowym interneuronem wykazującym ekspresję GFP.

6. Analiza danych fotostymulacji

Nasza nowo opracowana metodologia oraz implementacja oprogramowania11 zostały zastosowane do detekcji i pomiaru zdarzeń synaptycznych wywołanych fotostymulacją w surowych mapach danych. Jak pokazano na Rysunku 2, skonstruowano mapy z kodowaniem kolorystycznym, aby zilustrować wzorzec wejścia synaptycznego do rejestrowanego neuronu.

7. Reprezentatywne wyniki:

Przykładowe wyniki rejestracji elektrofizjologicznej i mapowania fotostymulacyjnego przedstawiono na rysunku 2. Celowane rejestracje specyficznych typów komórek hamujących są możliwe dzięki zastosowaniu myszy transgenicznych wykazujących ekspresję GFP w znanych typach komórek hamujących. Ze względu na różnorodność interneuronów hamujących, analizy ekspresji GFP, wrodzonej elektrofizjologii oraz charakterystyki morfologicznej (rysunek 2A) są łączone w celu dokonania ostatecznej klasyfikacji typu komórki. Rysunki 2B-C ilustrują, że fotostymulacja skanująca laserowo pozwala na szerokie mapowanie połączeń lokalnych obwodów korowych z pojedynczymi neuronami hamującymi. Surowa mapa danych przedstawiona jest na rysunku 2C. Odpowiedzi na bezpośrednie odblokowanie klatek (uncaging) są wykluczone z analizy danych (rysunek 2C). Ilościowe mapy wejść są zakodowane kolorami, przedstawiono je na rysunkach 2D-F. Przykładowe szybko strzelające (fast-spiking) interneurony hamujące otrzymywały silne pobudzające wejścia synaptyczne (EPSCs) z warstwy 4 oraz warstw głębszych. Poprzez powiązanie organizacji wejść synaptycznych komórki z określonymi szlakami korowymi, jesteśmy w stanie wywnioskować jej możliwą rolę (np. hamowanie zwrotne i wyprzedzające) w przetwarzaniu informacji w korze mózgowej.

Układ lasera UV do skanowania laserowego fotostymulacji i elektrofizjologii; schemat szczegółowo przedstawiający optykę.
Rysunek 1. Ogólna instrumentacja systemu do skanowania laserowego fotostymulacji. Nasz kompletny system składa się z układów sterowania fotostymulacją, obrazowania wideo oraz rejestracji elektrofizjologicznej. Przyjęliśmy projekt systemu LSPS opisany wcześniej7,17. Jednostka laserowa jest wykorzystywana do generowania lasera UV o długości fali 355 nm w celu odblokowania glutaminianu (uncaging). Wiązka lasera jest kierowana przez tor optyczny naszego systemu. Krótkie czasy trwania błysków lasera (np. 1- 3 ms) są kontrolowane za pomocą modulatora elektrooptycznego (tj. komórki Pockelsa) oraz migawki mechanicznej. Moc wiązki lasera jest modulowana przez koło gradientowe filtrów neutralnych i monitorowana poprzez skierowanie niewielkiej części wiązki lasera za pomocą szkiełka podstawowego do fotodiody. System skanowania laserowego obejmuje parę luster skanujących X-Y, soczewkę skanującą, soczewkę tubusową oraz obiektyw. Lustra kierują wiązkę lasera przez soczewkę skanującą; następnie wiązka wpada do mikroskopu poprzez lustro dichroiczne i jest ogniskowana przez specjalnie wykonaną, przepuszczającą UV soczewkę tubusową. Wiązka nie wypełnia całkowicie tylnej apertury obiektywu mikroskopu, aby zapewnić bardziej kolumnowy (w przeciwieństwie do stożkowego) strumień oświetlający, utrzymując mapowanie w stopniu możliwie najbardziej dwuwymiarowym poprzez zmniejszenie rozdzielczości osiowej. Pod obiektywem 4x wiązka lasera tworzy plamki odblokowania, z których każda ma profil zbliżony do rozkładu Gaussa o szerokości bocznej 153 μm w płaszczyźnie ogniskowej (patrz wstawka). Różne pozycje stymulacji laserowej można uzyskać za pomocą luster skanujących XY sterowanych galwanometrami, ponieważ lustra i tylna apertura obiektywu znajdują się w płaszczyznach sprzężonych, co przekłada pozycje luster na różne lokalizacje skanowania w płaszczyźnie ogniskowej obiektywu. Podczas procesu odblokowania zmienna liczba wzorowanych punktów pokrywających całe pole jest stymulowana sekwencyjnie w kolejności nierasterowej i nierandomowej, aby uniknąć ponownego odwiedzania sąsiedztwa niedawno stymulowanych miejsc. Szczegółowe informacje znajdują się w pracy Xu et al. (2010).

Eksperyment elektrofizjologiczny przedstawiający diagramy amplitudy, liczby i latencji EPSC wraz z mapowaniem neuronów.
Rysunek 2. Mapowanie połączeń lokalnego obwodu pobudzającego do ekspresującego GFP szybkokluczącego interneuronu w warstwie 4 pierwotnej kory sensorycznej myszy. A1 i A2 przedstawiają obrazy DIC oraz fluorescencyjne GFP komórki docelowej pod obiektywem 60x w żywym skrawku mózgu, natomiast A3 pokazuje morfologię komórki ujawnioną przez barwienie biocytyną w utrwalonym skrawku po rejestracji. A4 przedstawia wzorce wyładowań rejestrowanej komórki GFP, charakterystyczne dla szybkokluczącego interneuronu hamującego, w odpowiedzi na wewnątrzsomatyczne wstrzyknięcia prądów o różnej sile. B przedstawia obraz skrawka z nałożonymi 16 x 16 miejscami fotostymulacji (*). Lokalizacja komórki jest wskazana małym czerwonym kółkiem. C przedstawia zestaw śladów odpowiedzi wywołanych fotostymulacją z lokalizacji stymulacji pokazanych w B, podczas gdy komórka była utrzymywana przy -70 mV w celu wykrycia dopływowych prądów pobudzających. Różne formy odpowiedzi na fotostymulację są zilustrowane śladami w lokalizacjach 1 i 2, które zostały powiększone i pokazane osobno w insertcie. Ślad 1 jest przykładem bezpośrednich odpowiedzi (wskazanych czerwonymi grotami strzałek) na odblokowanie glutaminianu w ciele komórki i dendrytach proksymalnych. Pozostałe ślady w 2 są typowymi przykładami odpowiedzi na pobudzające wejścia synaptyczne (niebieskie). Odpowiedzi bezpośrednie i wejścia synaptyczne można odróżnić po ich amplitudach i latencjach odpowiedzi. D, E i F to odpowiednio mapy kodowane kolorami (16x16 miejsc) średniej amplitudy EPSC, liczby EPSC oraz latencji pierwszego wykrytego EPSC na miejsce, dla mapy surowych danych przedstawionej w C. Średnia amplituda wejścia z każdego miejsca stymulacji jest średnią amplitudą EPSC w oknie analizy, z odjętą od odpowiedzi na fotostymulację z tego samego miejsca bazową odpowiedzią spontaniczną. Zmierzono i naniesiono również liczbę EPSC oraz czas dotarcia lub latencję pierwszego wykrytego EPSC na miejsce. Więcej szczegółów znajduje się w publikacji (Shi et al., 2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Techniki mapowania oparte na fotostymulacji są skutecznie stosowane do analizy obwodów korowych. Skaningowa fotostymulacja laserowa w połączeniu z rejestracją z całego komórki (whole-cell recording) umożliwia wysokorozdzielcze mapowanie laminarnych rozkładów presynaptycznych źródeł wejść do pojedynczych neuronów, ponieważ jednoczesna rejestracja z neuronu postsynaptycznego wraz z fotostymulacją skupisk neuronów presynaptycznych w wielu różnych lokalizacjach dostarcza ilościowych pomiarów przestrzennego rozkładu wejść pob...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie zgłoszono konfliktów interesów.

Podziękowania

Dziękujemy Tran Huynh, Andrew San Antonio oraz Jerry Lin za pomoc techniczną. Praca ta była finansowana z grantów National Institutes of Health DA023700 oraz DA023700-04S1 przyznanych X.X.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
transgeniczne linie myszyLaboratorium Jacksona lub inne źródłaNależy odnieść się do pracy Xu i Callaway (2009)
gogle do detekcji GFPBLS Ltd., Węgry
wibratomLeica SystemsVT1200S
MNI klatkowany glutaminian (4-metoksy-7-nitroindolinylowo klatkowany L-glutaminian)Tocris Bioscience, Ellisville, MONr kat. 1490
biocytynaB4261
wyciągacz elektrodSutter Instrument, Novato, CAP-97
rurki szklane do wytwarzania elektrodBF150-86-10
Wzmacniacz Multiclamp 700BMolecular Devices, Sunnyvale, CAMulticlamp 700B
cyfrowa kamera CCDQ-imaging, Austin, TXRetiga 2000
Mikroskop badawczyOlympus, Tokio, JaponiaBW51X
Urządzenie laserowe UVDPSS Lasers, Santa Clara, CAmodel 3501
Inne wyposażenie do laserowej fotostymulacji skanującejProszę odnieść się do Xu i wsp. (2010)

Roztwory:

<µl>
  • Sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (ACSF) zawierający sacharozę do wycinania skrawków (w mM: 85 NaCl, 75 sacharozy, 2,5 KCl, 25 glukozy, 1,25 NaH2PO4, 4 MgCl22, 0,5 CaCl22oraz 24 NaHCO33).
  • ACSF do rejestracji (w mM: 126 NaCl, 2,5 KCl, 26 NaHCO3, 2 CaCl22, 2 MgCl22, 1,25 NaH2PO4, oraz 10 glukozy)
  • Wewnętrzny roztwór elektrody (w mM: 126 glukonianu K, 4 KCl, 10 HEPES, 4 ATP-Mg, 0,3 GTP-Na i 10 fosfokreatyny; pH 7,2, 300 mOsm).

    • Bibliografia

    1. Ascoli, G. A. Petilla terminology: nomenclature of features of GABAergic interneurons of the cerebral cortex. Nature. 9, 557-568 (2008).
    2. Markram, H. Interneurons of the neocortical inhibitory system. Nature. 5, 793-807 (2004).
    3. Xu, X., Callaway, E. M. Laminar specificity of functional input to distinct types of inhibitory cortical neurons. J Neurosci. 29, 70-85 (2009).
    4. Xu, X., Roby, K. D., Callaway, E. M. Immunochemical characterization of inhibitory mouse cortical neurons: three chemically distinct classes of inhibitory cells. J Comp Neurol. 518, 389-404 (2010).
    5. Dantzker, J. L., Callaway, E. M. Laminar sources of synaptic input to cortical inhibitory interneurons and pyramidal neurons. Nat Neurosci. 3, 701-707 (2000).
    6. Yoshimura, Y., Callaway, E. M. Fine-scale specificity of cortical networks depends on inhibitory cell type and connectivity. Nat Neurosci. 8, 1552-1559 (2005).
    7. Shepherd, G. M., Pologruto, T. A., Svoboda, K. Circuit analysis of experience-dependent plasticity in the developing rat barrel cortex. Neuron. 38, 277-289 (2003).
    8. Weiler, N., Wood, L., Yu, J., Solla, S. A., Shepherd, G. M. Top-down laminar organization of the excitatory network in motor cortex. Nat Neurosci. 11, 360-366 (2008).
    9. Xu, X., Olivas, N. D., Levi, R., Ikrar, T., Nenadic, Z. High precision and fast functional mapping of cortical circuitry through a combination of voltage sensitive dye imaging and laser scanning photostimulation. J Neurophysiol. 103, 2301-2312 (2010).
    10. Xu, X., Roby, K. D., Callaway, E. M. Mouse cortical inhibitory neuron type that coexpresses somatostatin and calretinin. J Comp Neurol. 499, 144-160 (2006).
    11. Shi, Y., Nenadic, Z., Xu, X. Novel use of matched filtering for synaptic event detection and extraction. PLoS ONE. 5, e15517-e15517 (2010).
    12. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).
    13. Kuhlman, S. J., Huang, Z. J. High-resolution labeling and functional manipulation of specific neuron types in mouse brain by Cre-activated viral gene expression. PLoS ONE. 3, e2005-e2005 (2008).
    14. Petreanu, L., Huber, D., Sobczyk, A., Svoboda, K. Channelrhodopsin-2-assisted circuit mapping of long-range callosal projections. Nat Neurosci. 10, 663-668 (2007).
    15. Petreanu, L., Mao, T., Sternson, S. M., Svoboda, K. The subcellular organization of neocortical excitatory connections. Nature. 457, 1142-1145 (2009).
    16. Cardin, J. A. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459, 663-667 (2009).
    17. Shepherd, G. M., Svoboda, K. Laminar and columnar organization of ascending excitatory projections to layer 2/3 pyramidal neurons in rat barrel cortex. J Neurosci. 25, 5670-5679 (2005).

    Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

    Przedruki i uprawnienia

    Tagi

    Patch clamp całej komórkineurony hamującemyszy wykazujące ekspresję GFPprzygotowanie skrawka mózgumapowanie wejść synaptycznychrejestracja w technice voltage clampfotouwalnianie klatkowanego glutaminianuanaliza obwodów korowychtransgeniczny model mysi
    Mapowanie hamujących obwodów neuronalnych za pomocą fotostymulacji skanującej laserowo
    Skontaktuj się z nami
    Poleć bibliotece

    Prywatność

    Warunki korzystania z usługi

    Zasady

    Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.