Szczurzy model przerwania bariery krew-mózg w celu umożliwienia ukierunkowanych terapii nerwowo-naczyniowych

1. Przygotuj zwierzę i sprzęt do zabiegu

1. Przed rozpoczęciem operacji należy przygotować obszar operacyjny i zwierzę. Wykonaj cewnik do tętnicy szyjnej, wkładając igłę o rozmiarze 23 w jeden koniec 12-calowej rurki PE50. Wyciąć skos pod kątem około 45° na przeciwległym końcu cewnika. Wysterylizuj sprzęt przed zabiegiem. Noś czepek do włosów, maskę chirurgiczną i sterylne rękawiczki.
2. Umieść poduszkę grzewczą na powierzchni, na której zostanie wykonany zabieg. Aktywuj go i pozwól mu się ogrzać. Przykryj obszar chłonną podkładką na ławkę.
3. Sprawdź, czy masz 25% mannitolu w roztworze bez kryształów. Jeśli obecne są kryształy, należy je rozpuścić, umieszczając fiolkę w gorącej łaźni wodnej o temperaturze 80 °C i okresowo mieszając.
4. Zapisać masę zwierzęcia.
5. Przygotować rozcieńczenie propofolu do podania w dawce 0,8 mg/kg/min z szybkością 0,1 ml/min.
6. Umieść szczura w pudełku indukcyjnym na 3 minuty. Ustawienia: 5% izofluranu, natężenie przepływu 2 l/min na respiratorze.
7. Na wierzchu jednorazowego ręcznika ogol szyję i obie wewnętrzne strony ud.

2. Zaintubuj szczura

1. Umieść zwierzę z powrotem w pudełku indukcyjnym na 3 minuty.
2. Przygotuj rurkę dotchawiczą z cewnikiem dożylnym. W przypadku tej wielkości i szczepu szczura używamy cewnika o pojemności 18 ga. Rurka musi być wystarczająco duża, aby umożliwić odpowiedni przepływ powietrza, ale wystarczająco mała, aby zmieściła się w tchawicy bez powodowania uszkodzeń. Wyciągnąć igłę z plastikowego cewnika i ostrożnie odłamać igłę w odległości ok. 1 cm od jej ostrej końcówki. Igła z buntem będzie twoim rysikiem. Włóż igłę z powrotem do cewnika.
3. Zawieś szczura za zęby na ukośnej powierzchni.
4. Skieruj światło bezpośrednio na szyję zwierzęcia i ustaw je między jego uszami.
5. Włóż małą szpatułkę na ok. 3 cm do części ustnej gardła. Podnieś do góry, delikatnie wyciągając język z ust.
6. Wizualizuj otwór tchawicy. Zobaczysz małą dziurę, która otwiera się i zamyka z każdym oddechem.
7. Delikatnie włóż cewnik do otworu. Czasami można poczuć, jak plastik dostaje się do chrząstki tchawicy. Tchawica jest wrażliwa. Nie należy zakładać cewnika na siłę.
8. Ustawić wentylator na 1 l/min i 60 uderzeń na minutę, a izofluran na 2%.
9. Podłącz cewnik do respiratora i przyklej rurkę do powierzchni operacyjnej.
10. Sprawdź, czy zwierzę jest znieczulone, wykonując szczypanie palca u nogi.

3. Ustal znieczulenie Propofol IV

1. Zabezpiecz szczura, przyklejając wszystkie cztery kończyny i ogon do powierzchni operacyjnej.
2. Trzykrotnie wyszoruj ogoloną szyję i pachwiny mydłem z chlorheksydyną. Następnie wyszoruj chlorheksydyną, spłucz trzy razy.
3. Podłączyć strzykawkę z propofolem do zestawu przedłużającego dożylnie. Zamontować strzykawkę na pompie infuzyjnej.
4. Za pomocą skalpela przetnij skórę ogolonego uda. Unikaj cięcia mięśni.
5. Otwórz nacięcie kleszczami, aby uwidocznić żyłę udową.
6. Odciągnij tkankę przez tętnicę, aby odsłonić naczynie.
7. Wprowadzić do żyły weterynaryjny cewnik dożylny o mocy 26 ga monoject. Kiedy igła przebije ścianę żyły, poczujesz, że przeciskanie staje się łatwiejsze. Wycofać igłę i wepchnąć cewnik do naczynia.
8. Rozpocząć infuzję propofolu od 0,1 ml/min.
9. Po 3-5 minutach od rozpoczęcia infuzji propofolu należy zmienić gaz znieczulający na mieszaninę 50%_O2 i 50%_N2Oi odciąć podawanie izofluranu.

4. Odsłonięcie rozwidlenia tętnicy szyjnej wspólnej

1. Wykonaj nacięcie w linii środkowej na szyi za pomocą ostrza skalpela.
2. Przeciąć między dwoma dużymi gruczołami ślinowymi nożyczkami lub skalpelem.
3. Wypreparuj tkankę od boku do linii środkowej, aby odsłonić tętnicę szyjną. Użyj kleszczy, aby otworzyć warstwy tkanki. Możesz użyć nożyczek, aby usunąć kawałki, które odsłaniasz kleszczami i określasz, że są minimalnie unaczynione. Zatamuj krwawienie gazą, wacikami i kauteryzacją, jeśli to konieczne.
4. Wstrzyknąć 3 ml soli fizjologicznej IP, jeśli wystąpiło umiarkowane lub obfite krwawienie.
5. Użyj retraktorów, aby odciągnąć tkankę od tętnicy szyjnej. Znajdź rozwidlenie.
6. Odsłoń tętnicę potyliczną tuż dystalnie do rozwidlenia. Kauteryzuj go między kleszczami i oddziel za pomocą elektrokoagulacji.
7. Użyj kleszczy, aby w pełni odsłonić rozwidlenie tętnicy szyjnej i jak największą część ECA.
8. Odsłonić tętnicę tarczycy górną odgałęziającą się od ECA dystalnie do tętnicy potylicznej. Kauteryzuj go między kleszczami i oddziel za pomocą elektrokoagulacji.

5. Cewnikowanie tętnicy szyjnej zewnętrznej

1. Umieść 2 odcinki jedwabiu 4/0 pod ECA.
2. Chwyć 1 odcinek szwu za pomocą hemostatu i cofnij ECA do tyłu doogonowo (w kierunku łap szczura).
3. Weź drugi szew i zawiąż jak najdalej czaszką (w kierunku pyska szczura) węzłem chirurgicznym. W ten sposób powstaje trwała ligatura do poświęcenia Trybunału Obrachunkowego.
4. Usuń pierwszy hemostat (ten, który wywierał napięcie ogonowe) i chwyć drugi szew (ten, który jest zawiązany wokół ECA) i delikatnie nałóż czaszkę za pomocą hemostatu.
5. Zawiąż luźno węzeł innego chirurga (nie zabezpieczaj - zostaw ledwo zawiązany) dystalnie do rozwidlenia i proksymalnie do podwiązania stałego.
6. Nawadniaj 1% lidokainą, aby rozluźnić tętnicę.
7. Napełnij cewnik heparynizowaną solą fizjologiczną.
8. Umieść tymczasowy klips do naczynia jak najbliżej rozwidlenia. Umieść klips naczynia pod kątem, aby zmaksymalizować przestrzeń do cewnikowania. Przesuń luźny węzeł w kierunku klipsa.
9. Wykonaj małą arteriotomię (cięcie) w ECA tuż obok ligatury za pomocą mikronożyczek. Nie powinno być krwawienia, jeśli klips i ligatura są zabezpieczone.
10. Używając kleszczy do kontrolowania ścianek ECA, wprowadź skośny koniec cewnika do naczynia.
11. Zabezpiecz cewnik luźnym węzłem szwu. Zawiąż tętnicę wokół cewnika.
12. Zdejmij klips i wyczyść obszar bawełnianym wacikiem.
13. Przesuń cewnik do około 1 mm dystalnie do rozwidlenia. Przytrzymaj tętnicę kleszczami proksymalnie do węzła, aby upewnić się, że naczynie jest unieruchomione.

6. Podawać mannitol

1. Napełnij zestaw przedłużaczy dożylnych 8" i strzykawkę o pojemności 6 ml mannitolem, nie tworząc pęcherzyków powietrza. Przechowywać w inkubatorze w temperaturze 37 °C. Uwaga: pracować szybko z mannitolem - łatwo wytrąci się z roztworu w temperaturze pokojowej.
2. Aby uwidocznić BBBD, możesz podać niebieski barwnik Evansa i obserwować, jak wnika on w obszary mózgu, w których bariera została naruszona. W tym celu należy podać zwierzęciu 2 ml/kg 2% Evans Blue przez nowe miejsce dożylne na nodze przeciwlegle do wlewu propofolu.
3. Przymocuj zestaw przedłużający do filtra 5 μm i napełnij go mannitolem, aby usunąć pęcherzyki powietrza. Następnie przymocuj go do kranu bez tworzenia bąbelków.
4. Podawać mannitol w dawce 0,09 ml/s przez 25 sekund. Obserwuj, czy mannitol osiągnął równowagę z przepływem w tętnicy szyjnej wspólnej w punkcie tuż proksymalnym do ICA. Powinno się wydawać, że pulsuje wraz z tętnem szczura. Jeśli mannitol po prostu spływa w dół w kierunku serca, pokonałeś ciśnienie krwi szczura. Może to powodować zagrażające życiu powikłania i słabą barierę krew-mózg.

Rysunek 1. Wizualizacja przerwania bariery krew-mózg poprzez wynaczynienie niebieskiego barwnika Evansa. Niebieski barwnik Evansa to pigment, który wiąże się z albuminą i nie jest wynaczyniany do mózgu w warunkach fizjologicznych. Przerwanie bariery krew-mózg po jednej stronie mózgu pozwala niebieskiemu Evansowi wejść i zabarwić zakłóconą półkulę na niebiesko, podczas gdy niezakłócona półkula pozostaje niezmieniona. W związku z tym jest użytecznym markerem zaburzenia bariery krew-mózg. Rycina 1A jest przykładem mózgu bez zaburzenia bariery krew-mózg. Rycina 1B jest przykładem mózgu zabarwionego na niebiesko po osmotycznym BBBD przy użyciu 25% mannitolu. Zauważ, że jedna półkula jest zabarwiona na niebiesko, podczas gdy druga pozostaje niezabarwiona. Część koloru niebieskiego dostała się do lewej półkuli w pobliżu przyśrodkowej szczeliny podłużnej w wyniku mieszania się przepływu krwi w Kręgu Willisa.

Nie stwierdzono konfliktu interesów.