Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Środowiskowe modulacje liczby neuronów dopaminowych śródmózgowia u dorosłych myszy

8.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/52329

⸱

20 stycznia 2015

 ,  ,  ,  ,  , 
1Florey Institute of Neuroscience and Mental Health, The University of Melbourne

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje dwie różne manipulacje środowiskowe oraz równoległy protokół infuzji mózgu do badania wywołanych przez środowisko zmian w mózgu, leżących u podstaw adaptacyjnego zachowania i naprawy mózgu u dorosłych myszy.

Streszczenie

Długotrwałe zmiany w mózgu lub 'plastyczność mózgu' leżą u podstaw adaptacyjnego zachowania i naprawy mózgu po chorobie lub urazie. Co więcej, interakcje z naszym środowiskiem mogą indukować plastyczność mózgu. Coraz częściej badania starają się określić, które środowiska stymulują plastyczność mózgu, co jest korzystne w leczeniu zaburzeń mózgu i zachowania. Opisano dwie manipulacje środowiskowe, które zwiększają lub zmniejszają liczbę immunododatnich neuronów hydroksylazy tyrozynowej (TH+, enzym ograniczający szybkość syntezy dopaminy (DA)) w śródmózgowiu dorosłej myszy. Pierwsza polega na parowaniu samców i samic myszy w sposób ciągły przez 1 tydzień, co zwiększa neurony TH + w śródmózgowiu o około 12% u samców, ale zmniejsza neurony TH + w śródmózgowiu o około 12% u samic. Drugi obejmuje trzymanie myszy w sposób ciągły przez 2 tygodnie w "wzbogaconym środowisku" (EE) zawierającym koła do biegania, zabawki, liny, materiał do gniazdowania itp., co zwiększa neurony TH + w śródmózgowiu o około 14% u samców. Ponadto opisano protokół jednoczesnego podawania leków bezpośrednio do śródmózgowia podczas tych manipulacji środowiskowych, aby pomóc zidentyfikować mechanizmy leżące u podstaw plastyczności mózgu wywołanej przez środowisko. Na przykład, indukcja EE większej liczby neuronów TH + w śródmózgowiu jest zniesiona przez jednoczesną blokadę wejścia synaptycznego do neuronów śródmózgowia. Łącznie dane te wskazują, że informacje o środowisku są przekazywane za pośrednictwem sygnałów synaptycznych do neuronów śródmózgowia w celu włączenia lub wyłączenia ekspresji genów "DA". Tak więc odpowiednia stymulacja środowiskowa lub ukierunkowanie leków na mechanizmy leżące u podstaw może być pomocne w leczeniu zaburzeń mózgu i zachowania związanych z brakiem równowagi w DA śródmózgowia (np. choroba Parkinsona, zespół nadpobudliwości psychoruchowej z deficytem uwagi, schizofrenia i uzależnienie od narkotyków).

Wprowadzenie

DArgiczny sygnał przez neurony w brzusznym obszarze nakrywki (VTA) i istocie czarnej pars compacta (SNc) śródmózgowia jest uważany za ważny dla motywowanych nagrodą zachowań poznawczych, emocjonalnych i motorycznych. Jednak zbyt duża lub zbyt mała sygnalizacja DA śródmózgowia powoduje wiele objawów powodujących niepełnosprawność w różnych zaburzeniach neurologicznych (np. Choroba Parkinsona, zespół nadpobudliwości psychoruchowej z deficytem uwagi, schizofrenia i uzależnienie od narkotyków). Leki, które zwiększają lub zmniejszają sygnalizację DA, łagodzą te objawy, jednak wywołują również skutki uboczne związane z rozregulowaną sygnalizacją i efektami niedocelowymi. Skuteczność leku również spada z czasem z powodu kompensacyjnych reakcji mózgu. Wyzwaniem jest zatem przywrócenie normalnej sygnalizacji DA śródmózgowia w bardziej ukierunkowany i fizjologiczny sposób, a preferowanym podejściem jest zwiększenie lub zmniejszenie liczby neuronów DA w śródmózgowiu.

Przez kilka dziesięcioleci gromadzono dowody na to, że ekspresja genów i białek biorących udział w metabolizowaniu i transporcie DA i innych katecholamin w dojrzałych dorosłych komórkach jest modyfikowalna (omówione w1). W śródmózgowiu liczba neuronów immunododatnich hydroksylazy tyrozynowej (TH+, enzym ograniczający szybkość syntezy DA) zmniejsza się, a następnie wzrasta po podaniu neurotoksyny2,3, podczas gdy liczba neuronów immunoujemnych TH (TH-) wykazuje odwrotny wzorzec (tj. wzrasta, a następnie maleje3). Jest to zgodne z utratą, a następnie zyskiem "fenotypu DA" przez niektóre komórki. Wykazano również, że liczba neuronów TH+ i TH-SNc zmienia się w równych, ale przeciwnych kierunkach po różnych zabiegach, które zmieniają aktywność elektryczną tych komórek4,5. Na przykład infuzja apasziny, antagonisty kanału potasowego (SK) o małym przewodnictwie, aktywowanego wapniem, do śródmózgowia przez 2 tygodnie zmniejsza liczbę TH+ i zwiększa (o tę samą ilość) liczbę neuronów TH-SNc4,5. Natomiast infuzja agonisty kanału SK 1-EBIO zwiększa liczbę TH+ i zmniejsza (o tę samą ilość) liczbę neuronów TH-SNc4,5. Podobne zmiany zaobserwowano po różnych terapiach ukierunkowanych na aktywność neuronalną SNc, w tym niektórych, które były ukierunkowane na doprowadzające4. Ta pozorna regulacja liczby neuronów SNc DArgic przez aktywność neuronalną i dane wejściowe aferentne zwiększa prawdopodobieństwo, że środowisko lub zachowanie może wpływać na liczbę neuronów SNc. Rzeczywiście, dorosłe myszy wystawione na działanie różnych środowisk mają mniej więcej neurony TH + w śródmózgowiu (SNc i VTA), a przynajmniej niektóre z tych zmian wywołanych przez środowisko są znoszone przez jednoczesną blokadę wejścia synaptycznego wśródmózgowiu 6. Cele niniejszego komunikatu są następujące: (1) dostarczenie dalszych szczegółów na temat tego, w jaki sposób wdrażać nasze manipulacje środowiskowe i wlewy leków; oraz (2) dostarczyć dalszych danych potwierdzających nasze twierdzenie, że środowisko reguluje liczbę neuronów DA w śródmózgowiu poprzez aferentne dane wejściowe.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

UWAGA: Wszystkie procedury eksperymentalne na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Instytutu Neuronauki i Zdrowia Psychicznego Florey i są zgodne z opublikowanym przez Australijską Narodową Radę Zdrowia i Badań Medycznych kodeksem postępowania w zakresie opieki i wykorzystywania zwierząt do celów naukowych (7edycja, 2004).

1. Manipulacje środowiskowe

  1. Parowanie płci
    1. Używaj dojrzałych płciowo (>8 tygodni), dopasowanych do wieku samców i samic myszy.
      UWAGA: Zazwyczaj używamy myszy C57BL/6, ale uzyskaliśmy te same wyniki przy użyciu myszy szwajcarskich w tym protokole. Zazwyczaj używamy n = 8 mężczyzn i n = 8 kobiet dla każdego eksperymentu, podzielonych na n = 2 pary mężczyzna-mężczyzna (n = 4 samce), n = 2 pary żeńsko-żeńskie (n = 4 samice) i n = 4 pary męsko-żeńskie (n = 4 samce i n = 4 samice).
    2. Po przybyciu do gospodarstwa hodowlanego, myszy należy trzymać w grupie według płci przez >3 dni w celu aklimatyzacji. Tutaj i przez cały okres parowania płci utrzymuj zewnętrzne bodźce środowiskowe (np. temperaturę otoczenia, cykl światło-ciemność, jedzenie, woda, obchodzenie się i czyszczenie) na stałym poziomie lub rozprowadź równomiernie na wszystkie myszy.
    3. Losowo przypisz każdą mysz do pary mężczyzna-mężczyzna, para żeńsko-żeńska lub para męsko-żeńska. Umieść każdą parę w czystej klatce w izolacji (2 myszy / klatka) z dostępem ad libitum do jedzenia i wody i po prostu trzymaj je w ten sposób nieprzerwanie przez 7 dni.
      UWAGA: Rutynowa hodowla zwierząt jest w tym okresie w porządku, ale musi być równomiernie rozłożona na wszystkie myszy. Uważaj, aby nie łączyć się w pary między samcami i samicami.
  2. Wzbogacanie środowiska
    1. Używaj dojrzałych płciowo (>8 tygodni), dopasowanych do wieku samców lub samic myszy.
      UWAGA: Zazwyczaj używamy n = 18 myszy do każdego eksperymentu, podzielonych na n = 6 / grupę leczoną.
    2. Po przybyciu do obiektu przetrzymywania zwierząt należy je trzymać w grupach w identycznych standardowych warunkach (SH) (np. patrz poniżej) na tym etapie przez >3 dni w celu aklimatyzacji. Tutaj i przez cały czas trwania eksperymentu utrzymuj zewnętrzne bodźce środowiskowe (np. temperaturę otoczenia, cykl światło-ciemność, jedzenie, woda, obsługa i czyszczenie) na stałym poziomie lub rozprowadź równomiernie na wszystkie myszy.
    3. Aby rozpocząć wzbogacanie środowiska, losowo przypisz każdą mysz do jednej z 3 grup: SH; koło do biegania (RW) lub wzbogacone środowisko (EE) i umieść każdą grupę myszy razem w identycznej czystej klatce z dostępem ad libitum do jedzenia i wody.
      UWAGA: Tutaj zastosowano większe klatki dla szczurów dla wszystkich grup, mierzące 27 cm szerokości, 42 cm długości i 16 cm głębokości.
      1. Ponadto każdej grupie należy zapewnić następujące warunki środowiskowe: SH składający się wyłącznie ze ściółki (granulki papieru lub trociny) na podłodze; RW składający się z SH i 2 kół jezdnych; EE składa się z RW oraz zabawek (liny, drabiny, tunele i przedmioty, takie jak puste rolki ręczników papierowych i kawałki bibuły), z którymi można eksplorować, bawić się, wspinać, chować i gniazdować.
      2. Przechowuj je w ten sposób nieprzerwanie przez 14 dni.
        UWAGA: Rutynowa hodowla zwierząt jest w tym okresie w porządku, ale musi być równomiernie rozłożona na wszystkie myszy.
    4. Poddaj myszy EE dodatkowemu "super-wzbogaceniu" (SE) poprzez umieszczenie ich razem w większej klatce zawierającej nowe zabawki na 1 godzinę dziennie (ta sama godzina każdego dnia), 5 dni / tydzień><. UWAGA: W tym przypadku użyto plastikowej wanny o szerokości 46 cm, długości 69 cm i głębokości 40 cm.
      1. Utrzymuj świeżość, prezentując inny zestaw zabawek podczas każdej sesji. Wyczyść zabawki, które mają być ponownie zaprezentowane myszom, wodą z mydłem i 80% etanolem, aby usunąć zapachy.
      2. Po każdej sesji SE wróć myszy do klatki EE. Z myszami SH i RW należy obchodzić się tak samo jak z myszami SE (z wyjątkiem samego SE) przez cały ten okres (np. wyjmować i wkładać każdą mysz SH i RW z i do klatki).

2. Implanty kaniuli pompy osmotycznej i infuzji mózgu do infuzji leków

  1. preparat
    1. Używaj sterylnych pomp osmotycznych i zestawów do infuzji mózgu, które są dostępne na rynku. Dzień przed implantacją, stosując technikę aseptyczną, należy zagruntować implanty, napełniając każdą pompę, rurkę łączącą i kaniulę sterylnym roztworem leku lub nośnika (zgodnie z opisem w instrukcji dołączonej do pomp). Połączyć je ze sobą i inkubować w sterylnym roztworze soli fizjologicznej przez noc w temperaturze 37 °C. Implanty wypełnione lekiem i nośnikiem należy inkubować oddzielnie, aby uniknąć zanieczyszczenia krzyżowego.
  2. Chirurgia.
    UWAGA: W zależności od kraju przeprowadzającego eksperyment, do przeprowadzenia tego rodzaju operacji i eksperymentów pooperacyjnych wymagane są specjalne zezwolenia lub zezwolenia na eksperymenty na zwierzętach.
    1. Sterylizuj cały sprzęt chirurgiczny i stosuj technikę aseptyczną przez cały czas. Znieczulij mysz (np. za pomocą 1-2% izofluoranu w powietrzu) i umieść ją w stereotaktycznej ramie czołowej. Sprawdź głębokość znieczulenia przez cały czas trwania zabiegu i w razie potrzeby podaj dalsze środki znieczulające (np. brak wycofania kończyny z powodu szkodliwego uszczypnięcia łapy wskazuje na odpowiednie znieczulenie). Upewnij się, że oczy są chronione przed wysuszeniem przez nawilżającą maść do oczu, a temperatura ciała myszy pozostaje normalna przez cały czas trwania zabiegu.
    2. Wykonaj nacięcie w linii środkowej przez skórę, zaczynając od spomiędzy oczu i kończąc 2 cm z tyłu do tylnej krawędzi czaszki. krokiem odetnij skórę od leżącej poniżej powięzi w dół grzbietu myszy, aby utworzyć podskórną "kieszeń" wystarczająco dużą, aby wygodnie zmieścić pompę i rurkę łączącą po wszczepieniu kaniuli (rurka łącząca nie powinna być zginana po zakończeniu). Zeskrob powięź znad grzbietowej części czaszki.
    3. Za pomocą wiertła dentystycznego o średnicy około 1,5 mm wwierc się w czaszkę w odpowiednich współrzędnych stereotaktycznych, aż pozostanie cienka, elastyczna warstwa kości. Oderwij tę warstwę za pomocą cienkich kleszczy (pozwala to uniknąć uszkodzenia leżącej pod spodem opony twardej i mózgu za pomocą zadzioru dentystycznego). Upewnij się, że czaszka jest oczyszczona z krwi i fragmentów kości oraz że nie ma dalszego krwawienia.
    4. Trzymając kaniulę w uchwycie kaniuli, umieść pompę i rurkę łączącą w podskórnej "kieszeni" leżącej na grzbiecie myszy. Następnie umieść końcówkę kaniuli w odpowiednich współrzędnych stereotaktycznych i na powierzchni mózgu. Ostrożnie opuść kaniulę do mózgu, ale zatrzymaj się około 1 mm przed wymaganą głębokością.
      UWAGA: Pozostała głębokość zostanie uzgodniona po nałożeniu pierwszej warstwy akrylu dentystycznego.
    5. Upewnij się, że powierzchnia czaszki jest czysta i sucha, a następnie przygotuj niewielką objętość akrylu dentystycznego i użyj wykałaczki, aby wygładzić go na całym odsłoniętym obszarze czaszki, w tym w otworze zadziorowym przez czaszkę wokół kaniuli. Zanim akryl stwardnieje, opuść końcówkę kaniuli na pozostałą głębokość w cel.
    6. Przygotuj kolejną niewielką objętość akrylu dentystycznego i nałóż ją na pierwszą, a także na białą plastikową podporę kaniuli, aby zamocować kaniulę na miejscu. W razie potrzeby powtórz z dodatkowymi warstwami akrylu.
    7. Gdy akryl stwardnieje, ostrożnie wyjmij uchwyt kaniuli i odetnij białą plastikową zdejmowaną zakładkę kaniuli za pomocą ostrza skalpela podgrzanego płomieniem butanu. Na koniec zszyj skórę zamkniętą na całym implancie.
  3. Leczenie pooperacyjne zwierząt
    1. Na brzegi skóry nałożyć maść antyseptyczną, a myszy podać środek przeciwzapalny (np. Meloksykam, 3 mg/kg s.c.). Zdejmij mysz z ramy, umieść ją pod lampą grzewczą i obserwuj, aż odzyska przytomność. Nie należy zwracać myszy, która przeszła operację, do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje.
      UWAGA: Eksperymentalne manipulacje, takie jak parowanie płci i wzbogacanie środowiska, można rozpocząć lub wznowić najwcześniej następnego dnia po operacji.
    2. Codziennie monitoruj ich masę ciała, ogólne zachowanie i wygląd. Objawy infekcji (np. obrzęk, zaczerwienienie, ropa) wokół nacięć chirurgicznych należy leczyć miejscową maścią antyseptyczną. Wszelkie objawy choroby, ból, stres lub dyskomfort (np. utrata >10% masy ciała, wycofanie społeczne, brak pielęgnacji, "puchanie", zaburzenia ruchowe, drgawki) za pomocą ogólnoustrojowych leków przeciwbólowych i/lub antybiotyków, jeśli to konieczne.
    3. Eutanazja myszy, jeśli utrata masy ciała >15% lub objawy choroby, bólu, stresu lub dyskomfortu są nieodwracalne w ciągu 1 tygodnia od leczenia.

3. Przygotowanie tkanki mózgowej, przetwarzanie immunohistochemiczne i stereologia

  1. Perfuzji
    1. Bezpośrednio po manipulacjach środowiskiem/narkotykami przygotuj mózg do badania.
      UWAGA: W przedstawionych tutaj eksperymentach liczba neuronów SNc TH+ została zmierzona i porównana w każdej z różnych grup leczenia.
    2. Najpierw należy podać nadmierną dawkę środka znieczulającego, aby zabić myszy (np. 100 mg/kg i.p. pentobarbitonu sodu). Po znieczuleniu, ale zanim serce przestanie bić, połóż mysz na plecach i zwiąż lub przygwoźdź obie przednie kończyny.
    3. Za pomocą skalpela odetnij skórę pokrywającą klatkę piersiową, a następnie naciąć mięsień tuż pod klatką piersiową do jamy brzusznej. Umieść zacisk na wyrostku mieczykowatym klatki piersiowej i podnieś klatkę piersiową do góry i odsuń ją od wątroby, odsłaniając przeponę.
    4. Przeciąć przeponę i żebra bocznie po obu stronach za pomocą dużych nożyczek, aż klatkę piersiową będzie można złożyć z powrotem nad głową, aby odsłonić płuca i serce. Za pomocą cienkich nożyczek wykonaj małe nacięcie w prawym przedsionku jako punkt wyjścia dla krwi i roztworów perfuzji, a następnie przetnij podstawę lewej komory i umieść kaniulę w górę przez lewą komorę, lewy przedsionek i do aorty.
    5. Zacisnąć kaniulę na miejscu, a następnie pompować ciepłą (37 °C) heparynizowaną i 0,1 M soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS) przez naczynia krwionośne, aż roztwór wychodzący z prawego przedsionka będzie całkowicie wolny od krwi. Następnie przepompuj zimny (4 °C) roztwór utrwalający (taki jak 4% paraformaldehydu w PBS) przez układ krwionośny, aż cała mysz będzie dobrze utrwalona. Usuń mózg i umieść w PBS z 30% sacharozą na 2-3 dni, aż mózg zatonie.
      UWAGA: W zależności od wiedzy specjalistycznej w danym laboratorium można zastosować inne rodzaje preparatyki tkankowej.
  2. Przygotowanie kriosekcji swobodnie pływających
    1. Wytnij sekcje szeregowe przez interesujące Cię obszary mózgu i zbierz je w PBS.
      UWAGA: Odcinki o grubości 40 μm tniemy za pomocą kriostatu. Inne rodzaje sekcji tkanek mogą być stosowane w zależności od wiedzy specjalistycznej w odpowiednim laboratorium.
  3. Immunohistochemia
    1. Wykonaj standardową immunohistochemię dla interesujących Cię białek. Inkubować skrawki w 5% normalnej surowicy koziej i 0,3% trytonie X-100 w PBS w temperaturze pokojowej przez 30 minut, następnie reagować immunologicznie z poliklonalnym króliczym anty-TH (1:400) w temperaturze 4 °C przez 48 godzin, a następnie poliklonalnym biotynylowanym kozim anty-króliczym (1:1 000) w temperaturze pokojowej przez 2 godziny.
    2. Następnie inkubować w peroksydazie awidyny (1:500) w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę, a następnie w diaminobenzydynie o intensywności kobaltu i niklu (0,5 mg/ml) w temperaturze pokojowej przez 18-20 minut; przez ostatnie 3-5 minut inkubacji diaminobenzydyny dodawać nadtlenek wodoru (0,01%) w celu katalizowania wytrącania chromagenu. Umyj sekcje trzy razy po 10 minut w PBS przed, po i między każdym z powyższych kroków.
    3. Zamontuj skrawki na żelatynizowanych szkiełkach mikroskopowych, wysusz je na powietrzu, następnie zabarwić Nissl (neutralny czerwony), odwodnić w alkoholu, bezbarwnym (X-3B) i nakrywkowym.
  4. Stereologia
    1. Oszacuj całkowitą liczbę neuronów TH+ i TH-SNc (oraz VTA i LC) przy użyciu bezstronnych metod stereologicznych. Upewnij się, że stereolog jest ślepy na otrzymane leczenie. Wyklucz glej na podstawie średnicy somy <5 μm i policz tylko te komórki, które mają widoczne jądro.
    2. Zidentyfikuj SNc (oraz VTA i LC) na podstawie lokalizacji przestrzennej komórek TH + i anatomicznych punktów orientacyjnych/granic zgodnie z atlasem mózgu Paxinosa i Watsona7. Zliczać komórki TH+ w ramce zliczającej (55 x 55 μm = 3025 μm2) w regularnych, z góry określonych odstępach czasu (x = 140 μm, y = 140 μm dla SNc; x = 100 μm, y = 100 μm dla VTA i LC) w każdym jądrze w co czwartej sekcji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

U dorosłych myszy poddanych tym manipulacjom środowiskowym stwierdzono zmianę liczby neuronów TH+ w śródmózgowiu (SNc i VTA), lecz nie w LC, a EE wraz z jednoczesną infuzją do śródmózgowia piktotoksyny lub bikukulin (antagonistów receptora GABAA) znosi indukcję większej liczby neuronów TH+ w SNc przez EE. Dane te zostały opublikowane wcześniej6. Niniejsze dane zostały zestawione z powtórzonych eksperymentów przeprowadzonych w ramach wspomnianego badania, lecz nie były publikowane w innych miejscach....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Manipulacje środowiskowe

Motywacją stojącą za zaprojektowaniem tych manipulacji środowiskowych (parowanie płci i wzbogacanie środowiska) było ustalenie, czy środowisko i/lub zachowanie wywołane przez środowisko jest związane ze zmianami w liczbie neuronów DA w śródmózgowiu. W związku z tym skupiono się na zapewnieniu środowiska i stymulowaniu zachowań, które prawdopodobnie angażują sygnalizację DA w śródmózgowiu. Obejmowały one łączenie się w pary z płcią przeciwną i wzbogacanie środo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez National Health and Medical Research Council of Australia (NHMRC) grant grantowy 1022839. AJH jest członkiem Australijskiej Rady ds. Badań Naukowych (ARC) FT3 Future Fellow (FT100100835). Florey Institute of Neuroscience and Mental Health dziękuje za wsparcie z Grantu Wsparcia Infrastruktury Operacyjnej rządu Wiktorii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
IsofluoraneBaxter Healthcare Pty Ltd, Baxter Drive, NSW 2146, AustraliaAHN3640
Pompa osmotyczna ALZET 1002DURECT Corporation, PO Box 530 Cupertino, CA 95015-05300004317
ALZET Zestaw do infuzji mózgu 1DURECT Corporation, PO Box 530 Cupertino, CA 95015-05300004760
Uchwyt na kaniulę ALZET 1DURECT Corporation, PO Box 530 Cupertino, CA 95015-0530 0008860
Vertex Monomer Samoutwardzalny (dentystyczny rozpuszczalnik akrylowy)Vertex Dental, Postbus 10, 3700 AA ZEIST, Holandian/a
Vertex Self Curing (dentystyczny proszek akrylowy)Vertex Dental, Postbus 10, 3700 AA ZEIST, Holandian/a
METACAM (Meloxicam)Troy Laboratories, 98 long Street, Smithfield NSW 2164 AustraliaL10100
Pentobarbiton soduLethabarb, Virbac, Milperra, Nowa Południowa Walia, Australia571177
Normalna surowica koziachemicon-temecula, CAS26-litrowy
Triton X-100Siedziba główna Merck Millipore , 290 Concord road, Billerica, MA 018211.08603.1000
Poliklonalna hydroksylaza antytyrozynowa królika Siedzibagłówna Merck Millipore , 290 Concord road, Billerica, MA 01821AB152
Poliklonalna biotynylowana koza anty-królikDako Australia Pty. Ltd., Suite 4, Level 4, 56 Berry street, North Sydney, NSW, Australia 2060EO432
Peroksydaza awidynySigma-aldrich, Castle Hill, NSW 1765 AUA3151-1mg
Diamino-benzydynaSigma-aldrich, Castle Hill, NSW 1765 AUD-5637
Stereo InvestigatorMicroBrightField Bioscience, 185 Allen Brook Lane, Suite 101, Williston, VT 05495n/a

Bibliografia

  1. Aumann, T., Horne, M. Activity-dependent regulation of the dopamine phenotype in substantia nigra neurons. Journal of neurochemistry. 121, 497-515 (2012).
  2. Sauer, H., Oertel, W. H. Progressive degeneration of nigrostriatal dopamine neurons following intrastriatal terminal lesions with 6-hydroxydopamine: a combined retrograde tracing and immunocytochemical study in the rat. Neuroscience. 59, 401-415 (1994).
  3. Stanic, D., Finkelstein, D. I., Bourke, D. W., Drago, J., Horne, M. K. Timecourse of striatal re-innervation following lesions of dopaminergic SNpc neurons of the rat. The European journal of neuroscience. 18, 1175-1188 (2003).
  4. Aumann, T. D., et al. Neuronal activity regulates expression of tyrosine hydroxylase in adult mouse substantia nigra pars compacta neurons. Journal of neurochemistry. 116, 646-658 (2011).
  5. Aumann, T. D., et al. SK channel function regulates the dopamine phenotype of neurons in the substantia nigra pars compacta. Experimental neurology. 213, 419-430 (2008).
  6. Aumann, T. D., Tomas, D., Horne, M. K. Environmental and behavioral modulation of the number of substantia nigra dopamine neurons in adult mice. Brain and behavior. 3, 617-625 (2013).
  7. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. The mouse brain in stereotaxic coordinates. , 2nd, Academic Press. (2001).
  8. Schultz, W. Behavioral dopamine signals. Trends in neurosciences. 30, 203-210 (2007).
  9. Sun, P., Smith, A. S., Lei, K., Liu, Y., Wang, Z. Breaking bonds in male prairie vole: long-term effects on emotional and social behavior, physiology, and neurochemistry. Behavioural brain research. 265, 22-31 (2014).
  10. Aponso, P. M., Faull, R. L., Connor, B. Increased progenitor cell proliferation and astrogenesis in the partial progressive 6-hydroxydopamine model of Parkinson's disease. Neuroscience. 151, 1142-1153 (2008).
  11. Frielingsdorf, H., Schwarz, K., Brundin, P., Mohapel, P. No evidence for new dopaminergic neurons in the adult mammalian substantia nigra. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 10177-10182 (2004).
  12. Lie, D. C., et al. The adult substantia nigra contains progenitor cells with neurogenic potential. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 6639-6649 (2002).
  13. Chen, Y., Ai, Y., Slevin, J. R., Maley, B. E., Gash, D. M. Progenitor proliferation in the adult hippocampus and substantia nigra induced by glial cell line-derived neurotrophic factor. Experimental neurology. 196, 87-95 (2005).
  14. Yoshimi, K., et al. Possibility for neurogenesis in substantia nigra of parkinsonian brain. Ann Neurol. 58, 31-40 (2005).
  15. Shan, X., et al. Enhanced de novo neurogenesis and dopaminergic neurogenesis in the substantia nigra of 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine-induced Parkinson's disease-like mice. Stem Cells. 24, 1280-1287 (2006).
  16. Zhao, M., et al. Evidence for neurogenesis in the adult mammalian substantia nigra. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, 7925-7930 (2003).
  17. Baker, H., Kawano, T., Margolis, F. L., Joh, T. H. Transneuronal regulation of tyrosine hydroxylase expression in olfactory bulb of mouse and rat. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 3, 69-78 (1983).
  18. Black, I. B., Chikaraishi, D. M., Lewis, E. J. Trans-synaptic increase in RNA coding for tyrosine hydroxylase in a rat sympathetic ganglion. Brain research. 339, 151-153 (1985).
  19. Zigmond, R. E., Chalazonitis, A., Joh, T. Preganglionic nerve stimulation increases the amount of tyrosine hydroxylase in the rat superior cervical ganglion. Neuroscience letters. 20, 61-65 (1980).
  20. Biguet, N. F., Rittenhouse, A. R., Mallet, J., Zigmond, R. E. Preganglionic nerve stimulation increases mRNA levels for tyrosine hydroxylase in the rat superior cervical ganglion. Neuroscience letters. 104, 189-194 (1989).
  21. Richard, F., et al. Modulation of tyrosine hydroxylase gene expression in rat brain and adrenals by exposure to cold. Journal of neuroscience research. 20, 32-37 (1988).
  22. Schalling, M., Stieg, P. E., Lindquist, C., Goldstein, M., Hokfelt, T. Rapid increase in enzyme and peptide mRNA in sympathetic ganglia after electrical stimulation in humans. Proc Natl Acad Sci U S A. 86, 4302-4305 (1989).
  23. Liaw, J. J., He, J. R., Barraclough, C. A. Temporal changes in tyrosine hydroxylase mRNA levels in A1, A2 and locus ceruleus neurons following electrical stimulation of A1 noradrenergic neurons. Brain research. Molecular brain research. 13, 171-174 (1992).
  24. Watabe-Uchida, M., Zhu, L., Ogawa, S. K., Vamanrao, A., Uchida, N. Whole-brain mapping of direct inputs to midbrain dopamine neurons. Neuron. 74, 858-873 (2012).
  25. Tepper, J. M., Lee, C. R. GABAergic control of substantia nigra dopaminergic neurons. Progress in brain research. 160, 189-208 (2007).
  26. Hannan, A. J. Environmental enrichment and brain repair: harnessing the therapeutic effects of cognitive stimulation and physical activity to enhance experience-dependent plasticity. Neuropathology and applied neurobiology. 40, 13-25 (2014).
  27. Nithianantharajah, J., Hannan, A. J. Enriched environments, experience-dependent plasticity and disorders of the nervous system. Nature reviews. Neuroscience. 7, 697-709 (2006).
  28. Chmiel, D. J., Noonan, M. Preference of laboratory rats for potentially enriching stimulus objects. Laboratory animals. 30, 97-101 (1996).
  29. Hanmer, L. A., Riddell, P. M., Williams, C. M. Using a runway paradigm to assess the relative strength of rats' motivations for enrichment objects. Behavior research methods. 42, 517-524 (2010).
  30. Burrows, E. L., McOmish, C. E., Hannan, A. J. Gene-environment interactions and construct validity in preclinical models of psychiatric disorders. Progress in neuro-psychopharmacology & biological psychiatry. 35, 1376-1382 (2011).
  31. Van de Weerd, H. A., Van Loo, P. L. P., Van Zutphen, L. F. M., Koolhaas, J. M., Baumans, V. Strength of preference for nesting material as environmental enrichment for laboratory mice. Applied Animal Behaviour Science. 55, 369-382 (1998).
  32. Rampon, C., et al. Effects of environmental enrichment on gene expression in the brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 12880-12884 (2000).
  33. Eckert, M. J., Abraham, W. C. Effects of environmental enrichment exposure on synaptic transmission and plasticity in the hippocampus. Current topics in behavioral neurosciences. 15, 165-187 (2013).
  34. Sztainberg, Y., Chen, A. An environmental enrichment model for mice. Nature protocols. 5, 1535-1539 (2010).
  35. Sale, A., Berardi, N., Maffei, L. Environment and brain plasticity: towards an endogenous pharmacotherapy. Physiological reviews. 94, 189-234 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Wzbogacenie środowiskowedobieranie płcineurony TH-dodatnieinfuzja z pompy osmotycznejchirurgia stereotaktycznaGABA-ergiczna transmisja synaptycznaplastyczność mózgublokada wkładu synaptycznego
Środowiskowe modulacje liczby neuronów dopaminowych śródmózgowia u dorosłych myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.